Методическая статья

Drosophila Подготовка и Продольная Визуализация сердца Функция In Vivo Использование оптической когерентной микроскопии (ОКМ)

DOI:

10.3791/55002

⸱

12 декабря 2016 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Bioengineering Program, Lehigh University, 2Center for Photonics and Nanoelectronics, Lehigh University, 3Department of Electrical and Computer Engineering, Lehigh University, 4State Key Laboratory of Software Engineering, Wuhan University, 5Genetics and Aging Research Unit, Department of Neurology, Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь описаны экспериментальные протоколы для подготовки дрозофилы на разных стадиях развития и выполнения продольной оптической визуализации сердцебиения дрозофилы с использованием специальной системы оптической когерентной микроскопии (OCM). Морфологические и динамические изменения сердца могут быть количественно охарактеризованы путем анализа структурных и функциональных параметров сердца по изображениям ОКМ.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Лонгитюдное исследование сердцебиения у мелких животных способствует пониманию структурных и функциональных изменений во время развития сердца. Было продемонстрировано, что оптическая когерентная микроскопия (OCM) способна визуализировать сердца мелких животных с высоким пространственным разрешением и сверхвысокой скоростью визуализации. Высокая контрастность изображения и неинвазивные свойства делают OCM идеальным для проведения продольных исследований без необходимости рассечения тканей или окрашивания. Дрозофила широко использовалась в качестве модельного организма в исследованиях развития сердца из-за большого количества ортологичных генов заболеваний человека, сходства молекулярных механизмов и генетических путей с позвоночными, короткого жизненного цикла и низкой стоимости культивирования. Здесь описаны экспериментальные протоколы подготовки дрозофилы и оптической визуализации сердцебиения с помощью специальной системы OCM на протяжении всего жизненного цикла образца. Следуя шагам, приведенным в этом отчете, можно получить поперечные изображения M-режима и 3D OCM для проведения продольных исследований морфологии и функции сердца дрозофилы. Также было показано, что изображения на лице и аксиальном сечении OCM, а также гистограммы частоты сердечных сокращений (ЧСС) и периода сердечной деятельности (CAP) для анализа структурных изменений сердца и количественной оценки динамики сердца во время метаморфоза дрозофилы в сочетании с видео, построенными с помощью изображений М-режима, для интуитивного отслеживания сердечной деятельности. Из-за генетического сходства между дрозофилами и позвоночными, лонгитюдное изучение морфологии и динамики сердца у плодовых мушек может помочь выявить истоки сердечных заболеваний человека. Протокол здесь обеспечит эффективный метод для проведения широкого спектра исследований для понимания механизмов сердечных заболеваний у людей.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Продольная исследование сердца у мелких животных способствует пониманию различных сопутствующих сердечно - сосудистых заболеваний человека, таких как дефекты врожденных пороков сердца , связанных с генными 1,2. В последние десятилетия, различных животных моделях, таких как 3,4 мыши, Xenopus 5,6, 7,8, данио птичьего 9 и Drosophila 10-16, были использованы для проведения человеческого сердца-разработок в области научных исследований. Модель мыши широко используется для изучения нормальных и ненормальных развития сердца и сердечные фенотипы дефектов из - за его сходства с человеческим 3,4 сердца. Эмбрион Хепориз особенно полезен при изучении развития сердца из - за его легкой обработки и частичной прозрачности 5,6. Прозрачность эмбриона и ранней личинки данио модели позволяет легко оптического наблюдения сердца 7,8 развития. Птичий модель является общим предметом исследований в области развития сердца becausе сердце может быть легко доступны после удаления скорлупу и морфологическое сходство птиц сердца для людей 9. Модель дрозофилы имеет ряд уникальных особенностей , которые делают его идеальным для выполнения продольных исследований сердца. Во- первых, сердечная трубка дрозофилы составляет ~ 200 мкм ниже дорсальной поверхности, которая обеспечивает удобство для оптического доступа и наблюдения сердца. Кроме того, многие молекулярные механизмы и генетические пути сохраняются между дрозофилы и позвоночных. В ортологи более 75% генов болезней человека были обнаружены у дрозофилы, которые сделали его широко используются в трансгенных исследованиях 11,13. Кроме того, он имеет короткий жизненный цикл и низкие затраты на техническое обслуживание, а также был широко используется в качестве модели образца для исследования биологии развития 14-16.

В предыдущих докладах описаны протоколы для мониторинга дрозофилы сердечной функции , такие , как онartbeat. Тем не менее, процедуры рассечение были необходимы 17,18. Оптическая визуализация обеспечивает эффективный способ для визуализации развития сердца у животных из-за его неинвазивный характер. Различные методы оптических изображений были применены при выполнении сердца исследовании на животных, таких , как двухфотонной микроскопии 19, конфокальной микроскопии 20,21, световой микроскопии листа 22 и оптической когерентной томографии (ОКТ) 16,23-26. Для сравнения, ОКТ способна обеспечить большую глубину изображения в маленьких сердцах животных без использования контрастных веществ, сохраняя при этом высокое разрешение и сверхвысокой скорости обработки изображений, которые являются важными для получения изображений живых животных. Кроме того, низкая стоимость разработки системы ОКТ популяризовал эту технику для оптической визуализации образцов. Октябре был успешно использован для продольного изучения дрозофилы. Использование Октябре, сердечная морфологическое и функциональное отображение было проведено для изучения структуры сердца, функные роли генов, а также механизмы сердечно-сосудистых дефектов у мутантных моделей во время развития сердца. Например, зависимое от возраста снижение функции сердца была подтверждена с понижающей регуляции ангиотензин-превращающего фермента , связанных с (ACER) гена у дрозофилы с ОСТ 27. Фенотипирование кардиомиопатии связанных генов была продемонстрирована в дрозофилы с помощью ОКТ 28-33. Исследования с использованием Октябре также выявили функциональную роль гена Sox5 человека в сердце Drosophila 34. По сравнению с ОКТ, ОСМ использует объектив с более высокой числовой апертурой для обеспечения лучшего поперечное разрешение. В прошлом, дисфункция сердца , вызванное глушителей в ортолог человека циркадный ген dCry / dClock был изучен с помощью системы пользовательских OCM 15,16, а также эффект с высоким содержанием жиров-диеты на кардиомиопатии у дрозофилы , чтобы понять ожирения индуцированного человека заболевания сердца. 15

Здесь йэкспериментальный протокол электронной обобщается для продольного изучения сердечных морфологических и функциональных изменений в дрозофилы на второй возрастной стадии (L2), третьей возрастной стадии (L3), куколки день 1 (PD1), куколки день 2 (PD2), куколки 3 -й день (PD3) , куколки 4 -й день (PD4), куколки день 5 (PD5) и взрослых (рис 1) с использованием OCM для облегчения изучения врожденных сердечных заболеваний человека , связанных с . Сердечные функциональные параметры, такие как HR и CAP количественно анализировали на разных стадиях развития, чтобы выявить сердечные особенности развития.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Подготовка системы OCM для оптической визуализации дрозофилы16

  1. Выберите спектрометр и высокоскоростную камеру линейного сканирования, которая обеспечивает частоту кадров не менее 80 кадров в секунду, чтобы система OCM могла определить сердцебиение дрозофилы.
  2. Используйте широкополосный источник света, чтобы обеспечить осевое разрешение 2 мкм для идентификации структуры сердца дрозофилы.
  3. Используйте объектив с 10-кратным увеличением для получения высокого поперечного разрешения.
  4. Используйте стержневое зеркало с углом наклона 45° для отражения светового луча опорного плеча и для создания кольцевого светового луча плеча образца для увеличения глубины фокусировки образцов.
  5. Разработка пользовательской компьютерной программы для управления системой OCM и выполнения измерений.

2. Культура дрозофил

  1. Приготовление стандартного корма для мух
    1. Налейте ~ 5 мл быстрорастворимой формулы дрозофилы в полистирольный флакон с помощью бумажного желоба.
    2. Влейте в формулу ~8 мл воды, чтобы правильно насытить пищу.
    3. Добавляйте в стандартный корм для мух разные добавки для разных экспериментов. При подготовке полностью транс-ретинального (ATR) питания для эксперимента по оптогенетическому стимуляции35 используйте пипетку для извлечения 100 мМ ATR и растворите в ~ 8 мл воды, чтобы получить концентрацию ATR 1 мМ в пище. Равномерно перемешав раствор, влейте раствор в формулу и достаточно размешайте его.
    4. Чтобы приготовить диету с высоким содержанием жиров для изучения сердечных дисфункций у дрозофил, связанных с ожирением, смешайте ~10 мл формулы с 15 мл воды в чашке и нагревайте в течение 30 секунд в микроволновой печи. Налейте немного органического кокосового масла первого холодного отжима в другую чашку и нагревайте его в течение 90 секунд в микроволновой печи.
    5. Извлеките 7,5 мл кокосового масла и смешайте с приготовленной формулой достаточно, чтобы получилось соотношение вес/объем кокосового масла к пище ~ 30/100, а затем извлеките ~ 2 мл смешанной пищи и положите ее на дно тюбика.
    6. Подождите 1 минуту, пока среда полностью пропитается. Тщательно уплотняйте пищу плоской поверхностью, чтобы оптимизировать условия жизни дрозофилы. Добавьте в приготовленную формулу 6 - 8 зерен дрожжей, и закупорьте трубку пучком ваты.
  2. Скрещивание плодовой мухи и культура
    1. Возьмите трубочку с подготовленным стандартным кормом для мух, и удалите закупоренную вату. Осторожно переложите взрослых мух (самца и самку) в трубку и сразу же заткните трубку ватой. Проверьте вату, чтобы убедиться, что между ватой и стенкой трубки нет зазора, чтобы мухи не могли вырваться из трубки.
    2. Содержите плодовых мушек в инкубаторе при температуре 25 °C для скрещивания. Большинство генов активны, а клеточные белки синтезируются при 25 °C36-39.
    3. Выньте трубку из инкубатора, после 8 рук переведите взрослую муху из пробирки, чтобы получить яйца в аналогичном возрасте для экспериментального контроля.
    4. Продолжайте культивирование яиц в инкубаторе при температуре 25 °С, что является стандартной температурой для развития дрозофилы со сроком развития 8,5 суток40,41,<бр/> Примечание: Температура влияет на период развития (от яйца до взрослой особи) и уровень экспрессии различных генов.

3. Выполнение оптической визуализации с помощью OCM

  1. Монтировка Личинка мухи для оптической визуализации
    ПРИМЕЧАНИЕ: Яйцо дрозофилы вылупляется через 22 - 24 часа при 25 °C до первой стадии личинки (L1). Личинка второго возраста появляется еще через 24 часа. Самой крупной личиночной формой является личинка третьего возраста, которая линяет примерно через 24 часа. Структурные характеристики личинок могут быть использованы для различения их различных стадий развития. Размер ротового аппарата между первым и вторым возрастом различен. Ротовые крючки личинки первого возраста очень маленькие и выглядят как две пары крошечных черных пятен, в то время как у личинок второго возраста ротовые крючки больше и структура более четкая. Дыхальца обычно используются для идентификации второго и третьего возрастов. Личинка второго возраста имеет булавовидные передние дыхальца, в то время как у третьего возраста передние дыхальца разветвлены. Темно-оранжевое кольцо начнет появляться на кончике задних дыхальцев у личинки третьего возраста.
    1. Приложите кусочек двустороннего скотча к чистому предметному стеклу микроскопа. Удалите пузырьки воздуха под лентой, чтобы избежать отражений, вызванных пузырьками воздуха во время визуализации.
    2. Возьмите одну из пробирок с культивируемыми мухами из инкубатора на личиночной стадии.
    3. Определите личинку в среде, извлеките ее из среды мягкой щеткой и положите на чистую салфетку. Удалите прилипший к личинке корм влажной мягкой щеткой и просушите его на ткани.
    4. Переместите очищенную муху к салфетке под объективом широкоугольного микроскопа.
    5. Отрегулируйте фокус микроскопа, чтобы получить четкое представление о мухе. Определите правильную стадию развития личинки по ее структурным характеристикам с помощью микроскопа.
    6. Расположите ширинку с помощью мягкой щетки. Убедитесь, что тело выпрямлено спинной стороной вверх, чтобы подготовиться к установке на предметное стекло со стороны спины. Выполните этот шаг под микроскопом.
    7. Перед креплением на ленту убедитесь, что личинка полностью высохла. В противном случае личинка не будет прилипать к ленте.
    8. Приклейте тыльную сторону расположенной ширинки к двойной боковой ленте на предметном стекле с умеренным давлением. Обратите внимание, что слишком большое давление может убить муху, а слишком малая сила приведет к движению мухи во время визуализации.
  2. Оптическая визуализация дрозофил на личиночных стадиях (L2 и L3) с помощью OCM
    ПРИМЕЧАНИЕ: Широкий просвет сердечной трубки может быть обнаружен в сегментах от А5 до А8 на личиночных стадиях (Рисунок 1). Поперечные изображения М-режима OCM (2D + время) были получены в сегменте А7 сердечной трубки для каждой личинки для облегчения систолического и диастолического анализа.
    1. Поместите установленную личинку на регулируемый предметный столик системы OCM по Y-образному поперечному направлению тыльной стороной вверх ниже линзы объектива. Небольшое отверстие в стадии образца необходимо для размещения личинки, чтобы избежать ее контакта с плоскостью стадии.
    2. Отрегулируйте предметный столик образца так, чтобы переместить сердечную трубку плодовой мушки в фокальную плоскость луча изображения. Чтобы легко найти сегмент A7, найдите заднюю область сердечной трубки с помощью изображений поперечного сечения OCM в режиме реального времени в программном обеспечении для получения изображений. Затем перемещайте сцену вперед, пока не станет виден сегмент А7.
    3. Установите параметры программного обеспечения для получения изображений на 100 А-сканов на В-скан (кадр), 100 В-сканов, а напряжение сканера должно охватывать ~ 0,28 мм в поперечном направлении по оси X и 0 В в поперечном направлении по оси Y. Нажмите кнопку "пуск" в программном обеспечении, чтобы получить данные о фоновом шуме для вычитания фона, заблокировав путь луча образца темной тканью.
      ПРИМЕЧАНИЕ: 3 из 100 кадров можно использовать для вычитания фона.
    4. Установите параметры программного обеспечения для сбора данных на 128 A-сканов на B-скан, 4096 B-сканов, а напряжение сканера должно охватывать ~ 0,28 мм в x-поперечном направлении и 0 В в y-поперечном направлении. Нажмите кнопку «Пуск» в программном обеспечении, чтобы получить поперечные изображения в М-режиме через сегмент A7 трубки сердца мухи в области размером 0,28 x 0,57мм2 в течение примерно 30 секунд.
    5. Заблокируйте луч изображения темной тканью во время процесса сохранения данных, чтобы избежать длительного воздействия света на сердце мухи.
    6. Повторите измерение 5 раз, чтобы получить достоверное измерение функции сердца.
    7. Установите параметры программного обеспечения для получения изображений на 400 А-сканов на В-скан, 800 В-сканов, а напряжение сканера должно охватывать ~ 1,7 мм в X-поперечном направлении и ~ 4 мм в y-поперечном направлении. Перемещайте сцену в обоих направлениях, чтобы можно было сфотографировать всю плодовую муху. Нажмите кнопку «Пуск» в программном обеспечении, чтобы получить один набор данных для получения изображений плодовой мухи в 3 измерениях. Примечание: 3D-структура мухи может быть визуализирована с помощью программного обеспечения Amira 3D
    8. Влажной мягкой щеткой смочите мерную муху и аккуратно снимите ее со стекла. Переместите его в отдельную пробирку для непрерывного развития. Пометьте пробирку для продольного исследования на следующих этапах разработки.
  3. Изображение Дрозофила на стадии куколки
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все плодовые мушки были удалены для визуализации от PD1 до PD5. Как показано на схеме личинки на рисунке 1b, широкий просвет остается в сегментах сердечной трубки от А5 до А8 до PD1. Из PD2 между сегментами А1 и А4 начинает развиваться коническая камера. Для получения согласованных изображений и облегчения анализа сердца были получены поперечные изображения M-моды из сегмента A7 в точке PD1 и из сегмента A1 после PD2, как показано на рисунке 1b.
    1. Изображение Дрозофила на PD1
      ПРИМЕЧАНИЕ: Дрозофила будет иметь белый пупарий в течение короткого временного окна (0 - 1 час) во время PD1. Это временное окно идеально подходит для выполнения оптической визуализации ранних куколок, поскольку высокая прозрачность приводит к более высокому проникновению света для OCM-визуализации.
      1. Поскольку плодовые мушки обнаруживаются на стенке трубки, когда они становятся куколками, удалите куколку из отдельных трубок для визуализации в PD1 влажной мягкой щеткой и очистите куколку щеткой, если к телу прилипла пища.
      2. Посадите плодовую муху на небольшое предметное стекло прямо с помощью влажной кисти и держите спинную сторону вверх (Рисунок 1а). Убедитесь, что предметное стекло достаточно маленькое, чтобы поместиться обратно в трубку после завершения визуализации на этом этапе.
      3. Удалите излишки воды с боковой части тела мухи.
      4. Поставьте предметное стекло на ступень образца системы OCM, удерживая плодовую муху сверху. Получите четкое изображение сегмента A7 сердца мухи в режиме реального времени, используя ту же стратегию, которая описана при измерении личинок.
      5. Установите те же параметры программного обеспечения для сбора данных, что и в разделе 3.2, и визуализируйте сердцебиение в сегменте A7 для получения поперечных изображений в M-режиме и 3D-изображений.
      6. После визуализации с помощью пинцета поместите предметное стекло с куколкой обратно в пробирку для непрерывного культивирования.
    2. Изображение Дрозофила на стадиях PD2 - PD5
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку образец становится все более и более непрозрачным на стадии куколки, глубина проникновения системы визуализации будет уменьшена.
      1. С помощью пинцета осторожно извлеките предметное стекло, установленное с помощью мушки на PD2, из трубки для визуализации. У PD2 панцирь образца приобретает желтоватый оттенок, а тело становится менее прозрачным по сравнению с PD1 (Рисунок 1).
      2. Поместите предметное стекло на предметный столик системы OCM.
      3. Отрегулируйте предметный столик образца для перемещения мухи в фокальную плоскость луча изображения системы OCM. Найдите передний конец сердечной трубки с помощью изображения поперечного сечения OCM в режиме реального времени. Переместитесь на ~ 50 μм назад в заднем направлении, чтобы найти сегмент А1 сердечной трубки.
        ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе развития сердца (PD2) коническая камера будет очень маленькой и может не биться.
      4. Собирайте поперечные наборы данных M-mode из сегмента A1, а также 3D-данные, используя тот же метод, что и на предыдущих этапах разработки.
      5. Осторожно поместите предметное стекло обратно в пробирку для непрерывного культивирования.
        ПРИМЕЧАНИЕ: При PD3 цвет образца в раковине темнее, чем на стадии PD2. На стадии PD4 внутри панциря экземпляров можно наблюдать черные полосы. Некоторые мухи разовьются во взрослых особей на этой стадии на следующий день, в то время как другие эволюционируют в PD5. На стадии PD5 черные полосы еще более заметны у плодовых мушек. Эти мухи станут взрослыми на следующий день.
  4. Изображение Дрозофила на взрослой стадии
    ПРИМЕЧАНИЕ: На взрослой стадии самки и самцы мух могут быть различимы по размеру тела и цвету нижней части живота. Взрослые самки имеют больший размер, в то время как самцы меньше и имеют темный цвет в нижней части живота.
    1. Выньте пробирку из инкубатора, когда плодовая муха превратится во взрослую особь, и переложите взрослую муху в пустой флакон объемом ~45 мл.
    2. Окуните абсорбирующий конец (~ 1 см в длину, ~ 3 мм в диаметре) палочки в анестезию, поместите палочку во флакон и закупорьте трубку пучком ваты, чтобы конец анестетика оставался чуть ниже закупоренной ваты и обезболить муху в течение 3 минут. Продолжительность анестезии зависит от размера мухи, и может варьироваться от 2,5 до 3,5 мин (например: самец – 2,5 мин, самка – 3 или 3,5 мин).
    3. Подготовьте предметное стекло с помощью куска двустороннего скотча.
    4. Переместите находящуюся под наркозом муху на предметное стекло тыльной стороной вверх с помощью мягкой щетки.
    5. Отделите крылья с помощью пинцета и наклейте крылья на ленту под микроскопом, чтобы зафиксировать муху и обнажить область сердца для визуализации.
    6. Изобразите муху из сегмента А1 сердца мухи (рис. 1). В конце эксперимента муха может быть принесена в жертву.

4. Анализ изображений16

  1. Разработка программ Matlab для преобразования 2D и 3D двоичных файлов, собранных с помощью программного обеспечения для получения изображений, в файлы изображений.
  2. Используйте ImageJ для идентификации области сердечной трубки на поперечных изображениях M-моды и алгоритм волшебной палочки для создания маски области сердца для каждого поперечного изображения M-моды. Сегментируйте замаскированную область и используйте алгоритм определения пиков для определения систолического и диастолического расположений. Рассчитайте зависящие от времени изменения диаметра сердца по поперечным изображениям M-моды.
  3. На основе приобретенных диаметров сердца, зависящих от времени, рассчитайте сердечные параметры, такие как ЧСС, период сердечной деятельности (CAP), диаметр конечной диастолы (EDD), диаметр конечной систолы (ESD), область конечной диастолы (EDA) и площадь конечной систолы (ESA). Рассчитайте дробное сокращение (FS) с помощью figure-protocol-1
  4. Используйте ImageJ для анализа 3D-изображений OCM, чтобы визуализировать структурное развитие сердца мухи.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Продольная визуализация сердца проводилась с использованием плодовых мушек с штаммом 24B-GAL4/+ при комнатной температуре с OCM. Измерения проводили в L2, L3 и с интервалом 8 часов от PD1 до PD4 и в 1-й день взрослого человека (AD1) для отслеживания процесса метаморфоза (табл. 1). Личинки, ранние куколки, поздние куколки и взрослые мухи были закреплены на стеклянных предметных стеклах, как показано на рисунке 1А. Особенности сегмента сердца у личинок и взрослых мух были показаны на схема...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Учащенное сердцебиение дрозофилы с максимальной частотой сердечных сокращений около 400 уд/мин на личиночной и взрослой стадиях требует высокой скорости визуализации для разрешения диастол и систол сердца (не менее 80 кадров в секунду на основе опыта). Из-за небольшого размера камеры сердца и толщины стенки сердца в микронном масштабе (5 - 10 мкм) для разрешения структур сердечной трубки требуется высокое пространственное разрешение (лучше 2 мкм). В этом исследовании была разработана система OCM с высоким разреш...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов, связанного с настоящим исследованием.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана Фондом стартапов Университета Лихай, NIH (R00EB010071 к C.Z., R15EB019704 к C.Z. и A.L., R03AR063271 к A.L., и R01AG014713 и R01MH060009 к R.E.T.), NSF (1455613 к C.Z. и A.L.), Cure Alzheimer's Fund (к R.E.T.) и Массачусетской больнице общего профиля (премия Исполнительного комитета по исследованиям для A.L.). M.C. и Y.M. была поддержана Национальной программой ключевых фундаментальных исследований Китая (Программа 973) в рамках гранта No 2014CB340404.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Индивидуальная система визуализации OCMРазработанная в нашей лаборатории
мой Temp Mini Digital IncubatorBenchmarkH2200-HC
Cover glassAmScope200PCS
Cotton BallRITE AID
Instant Drosophila FormulaCAROLINAformula 4-24
ДрожжиActiveDry
МикроскопSONYWILD M420
BrushLoew-Cornell245Bиспользуется для перемещения образцов
Программное обеспечение LabviewNational Instruments
ImageJНациональные институты здравоохранения
MatlabMathworks
TweezerWihaAA SAдля фиксации плодов крылья мухи
FlyNapCarolina Biological Supply Company4,224,898
Скотч Перманентная двусторонняя лента, 3 мСкотч
пипеткаFisherbrandMU18837
органическое экстра кокосовое маслоSpring Valley13183
Предметное стекло для микроскопаCapitolBrandM3504-E
Дрозофила ФлаконыSEOH8401SS
Все транс-ретинальныеSigma-Aldrich Co.Р2500

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Liberatore, C. M., Searcy-Schrick, R. D., Yutzey, K. E. Ventricular expression of tbx5 inhibits normal heart chamber development. Dev. Biol. 223 (1), 169-180 (2000).
  2. Christoffels, V. M., et al. Chamber formation and morphogenesis in the developing mammalian heart. Dev. Biol. 223 (2), 266-278 (2000).
  3. Wessels, A., Sedmera, D. Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and man. Physiol. Genomics. 15 (3), 165-176 (2003).
  4. Savolainen, S. M., Foley, J. F., Elmore, S. A. Histology atlas of the developing mouse heart with emphasis on E11.5 to E18.5. Toxicol. Pathol. 37 (4), 395-414 (2009).
  5. Yang, V. X. D., et al. High speed, wide velocity dynamic range Doppler optical coherence tomography (Part II): Imaging in vivo cardiac dynamics of Xenopus laevis. Opt. Express. 11 (14), 1650-1658 (2003).
  6. Yelin, R., et al. Multimodality optical imaging of embryonic heart microstructure. J. Biomed. Opt. 12 (6), 064021(2007).
  7. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovasc. Res. 91 (2), 279-288 (2011).
  8. Staudt, D., Stainier, D. Uncovering the molecular and cellular mechanisms of heart development using the zebrafish. Annu. Rev. Genet. 46, 397-418 (2012).
  9. Drake, V. J., Koprowski, S. L., Lough, J. W., Smith, S. M. Gastrulating chick embryo as a model for evaluating teratogenicity: a comparison of three approaches. Birth Defects Res. A. 76 (1), 66-71 (2006).
  10. Birse, R. T., et al. High-fat-diet-induced obesity and heart dysfunction are regulated by the TOR pathway in Drosophila. Cell Metab. 12 (5), 533-544 (2010).
  11. Bodmer, R. Heart development in Drosophila and its relationship to vertebrates. Trends in Cardiovas. Med. 5 (1), 21-28 (1995).
  12. Harvey, R. P. Nk-2homeobox genes and heart development. Dev. Biol. 178 (2), 203-216 (1996).
  13. Bodmer, R., Venkatesh, T. V. Heart development in Drosophila and vertebrates: conservation of molecular mechanisms. Dev Genet. 22 (3), 181-186 (1998).
  14. Cripps, R. M., Olson, E. N. Control of cardiac development by an evolutionarily conserved transcriptional network. Dev. Biol. 246 (1), 14-28 (2002).
  15. Men, J., et al. Optical coherence tomography for brain imaging and developmental biology. J. Sel. Top. Quantum Electron. 22 (4), 6803213(2016).
  16. Alex, A., et al. A circadian clock gene, Cry, affects heart morphogenesis and function in Drosophila as revealed by optical coherence microscopy. PloS one. 10 (9), e0137236(2015).
  17. Vogler, G., Ocorr, K. Visualizing the beating heart in Drosophila. J Vis Exp. (31), e1425(2009).
  18. Cooper, A. S., Rymond, K. E., Ward, M. A., Bocook, E. L., Cooper, R. L. Monitoring heart function in larval Drosophila melanogaster for physiological studies. J Vis Exp. (33), e1425(2009).
  19. Yalcin, H. C., et al. Two-photon microscopy-guided femtosecond-laser photoablation of avian cardiogenesis: noninvasive creation of localized heart defects. Am. J. Physiol. Heart C. 299 (5), H1728-H1735 (2010).
  20. Dolber, P. C., Spach, M. S. Conventional and confocal fluorescence microscopy of collagen fibers in the heart. J. Histochem. Cytochem. 41 (3), 465-469 (1993).
  21. Mao, H., Gribble, M., Pertsov, A. M., Wang, L., Shi, P. Understanding embryonic heart morphogenesis through automatic segmentation and confocal imaging with optical clearing. ISBI. , 1303-1306 (2014).
  22. Bouchard, M. B., et al. Swept confocally-aligned planar excitation (SCAPE) microscopy for high-speed volumetric imaging of behaving organisms. Nat. Photonics. 9 (2), 113-119 (2015).
  23. Boppart, S. A., et al. Noninvasive assessment of the developing Xenopus cardiovascular system using optical coherence tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. 94 (9), 4256-4261 (1997).
  24. Kagemann, L., et al. Repeated, noninvasive, high resolution spectral domain optical coherence tomography imaging of zebrafish embryos. Molecular Vision. 14, 2157-2170 (2008).
  25. Jenkins, M. W., et al. Ultrahigh-speed optical coherence tomography imaging and visualization of the embryonic avian heart using a buffered Fourier Domain Mode Locked laser. Opt. Express. 15 (10), 6251-6267 (2007).
  26. Larin, K. V., Larina, I. V., Liebling, M., Dickinson, M. E. Live imaging of early developmental processes in mammalian embryos with optical coherence tomography. J. Innov. Opt. Health Sci. 2 (03), 253-259 (2009).
  27. Liao, F. -T., Chang, C. -Y., Su, M. -T., Kuo, W. -C. Necessity of angiotensin-converting enzyme-related gene for cardiac functions and longevity of Drosophila melanogaster assessed by optical coherence tomography. J. Biomed. Opt. 19 (1), 011014(2014).
  28. Wolf, M. J., et al. Drosophila as a model for the identification of genes causing adult human heart disease. Proc. Natl. Acad. Sci. 103 (5), 1394-1399 (2006).
  29. Choma, M. A., Izatt, S. D., Wessells, R. J., Bodmer, R., Izatt, J. A. In vivo imaging of the adult Drosophila melanogaster heart with real-time optical coherence tomography. Circulation. 114 (2), e35-e36 (2006).
  30. Li, A., et al. Changes in the expression of the Alzheimer's disease-associated presenilin gene in drosophila heart leads to cardiac dysfunction. Curr. Alzheimer Res. 8 (3), 313(2011).
  31. Choma, M. A., Suter, M. J., Vakoc, B. J., Bouma, B., Tearney, G. J. Heart wall velocimetry and exogenous contrast-based cardiac flow imaging in Drosophila melanogaster using Doppler optical coherence tomography. J. Biomed. Opt. 15 (5), 056020(2010).
  32. Choma, M. A., Suter, M. J., Vakoc, B. J., Bouma, B. E., Tearney, G. J. Physiological homology between Drosophila melanogaster and vertebrate cardiovascular systems. Dis. Model. Mech. 4 (3), 411-420 (2011).
  33. Tsai, M. T., et al. Noninvasive imaging of heart chamber in Drosophila with dual-beam optical coherence tomography. J. Biophotonics. 6 (9), 708-717 (2013).
  34. Li, A., et al. Silencing of the Drosophila ortholog of SOX5 in heart leads to cardiac dysfunction as detected by optical coherence tomography. Hum. Mol. Genet. 22 (18), 3798-3806 (2013).
  35. Alex, A., Li, A., Tanzi, R. E., Zhou, C. Optogenetic pacing in Drosophila melanogaster. Sci. Adv. 1 (9), e1500639(2015).
  36. Mirault, M. E., Goldschmidt-Clermont, M., Moran, L., Arrigo, A. P., Tissieres, A. The effect of heat shock on gene expression in Drosophila melanogaster. IEEE T. Med. Imaging. 42, 819-827 (1978).
  37. Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. Integration of Light and Temperature in the Regulation of Circadian Gene Expression in Drosophila. PLoS Genet. 3 (4), (2007).
  38. McGuire, S. E., Roman, G., Davis, R. L. Gene expression systems in Drosophila: a synthesis of time and space. Trends Genet. 20 (8), 384-391 (2004).
  39. Ashburner, M., Bonner, J. J. The induction of gene activity in drosophila by heat shock. Cell. 17 (2), 241-254 (1979).
  40. Ashburner, M., Thompson, J. N. Jr Laboratory culture of Drosophila. 2a, Academic Press. London. 1-109 (1978).
  41. Ashburner, M. Drosophila: a laboratory handbook. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1978).
  42. Molina, M. R., Ostia Cripps, R. M. the inflow tracts of the Drosophila heart, develop from a genetically distinct subset of cardial cells. Mech. Dev. 109 (1), 51-59 (2001).
  43. Monier, B., Astier, M., Sémériva, M., Perrin, L. Steroid-dependent modification of Hox function drives myocyte reprogramming in the Drosophila heart. Development. 132 (23), 5283-5293 (2005).
  44. Liu, L., et al. Imaging the subcellular structure of human coronary atherosclerosis using micro-optical coherence tomography. Nat. Med. 17 (8), 1010-1014 (2011).
  45. Ahsen, O. O., et al. Swept source optical coherence microscopy using a 1310 nm VCSEL light source. Opt. Express. 21 (15), 18021-18033 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

DrosophilaM3DDrosophila

Похожие статьи