Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Капиллярных фидерных Анализ мер по обеспечению продовольственной приема внутрь

19.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/55024

⸱

17 марта 2017 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Zoology, Albertus-Magnus University of Cologne, 2Department of Veterinary Biomedical Sciences, Western College of Veterinary Medicine, University of Saskatchewan

В этой статье

Краткое содержание

Анализ CApillary FEeder (CAFE) - это простой, недорогой и высоконадежный метод исследования механизмов, лежащих в основе потребления пищи. Используемый с очень универсальным генетическим модельным организмом Drosophila melanogaster, он предоставляет мощное средство для получения нового понимания регуляторных механизмов потребления пищи.

Аннотация

Для большинства животных кормление является важным поведением для обеспечения выживания, и оно влияет на развитие, передвижение, здоровье и размножение. Таким образом, употребление правильного типа и в нужном количестве пищи оказывает большое влияние на качество жизни. Исследования пищевого поведения сосредоточены на основных процессах, которые обеспечивают фактическое питание, и раскрывают роль факторов, регулирующих внутренний энергетический гомеостаз и нейронные основы принятия решений. Модельный организм Drosophila melanogaster, с его большим разнообразием генетически отслеживаемых инструментов для маркировки и манипулирования отдельными нейронами, позволяет картировать нейронные сети и идентифицировать молекулярные сигнальные каскады, участвующие в регуляции потребления пищи. В этом отчете демонстрируется анализ CApillary FEeder (CAFE) и показано, как измерить потребление пищи группой мух за промежутки времени от нескольких часов до нескольких дней. Этот простой в использовании анализ состоит из стеклянных капилляров, заполненных жидкой пищей, к которой мухи могут свободно получать доступ и питаться. Потребление пищи в анализе точно определяется с помощью простых измерительных инструментов. В данной статье мы пошагово описываем метод от настройки до успешного проведения анализа CAFE, а также приводим практические примеры для анализа потребления пищи группой мух в контролируемых условиях. Читатель знакомится с возможными ограничениями анализа, а также оценивает преимущества и недостатки метода по сравнению с другими кормовыми анализами у D. melanogaster.

Введение

Питание имеет важное значение; Тем не менее, дерегулирование приема пищи , что приводит к расстройствами пищевого поведения , такие как булимия, анорексия или общей тенденции к переедать требует затрат на отдельных людей и общества в целом 1, 2, 3. Цель настоящего исследования заключается в раскрытии механизмов регуляции потребления пищи и обеспечить стратегию обхода образование расстройства. Многочисленные исследования с использованием модельных организмов млекопитающих обеспечили новые проникновения в суть схемы и роли сигнальных систем в расстройств пищевого поведения 4, 5, 6. Тем не менее, наши знания о нейронных и молекулярных основ, лежащих в основе этих нарушений остается далека от завершения. В последние годы плодовой мушки дрозофилы стал ценным модельной системой для распутывания основных механистических понимание регуляции metabolisм 7, 8, 9. Капилляра Feeder (CAFE) тест для дрозофилы был создан в лаборатории Сеймура Бензером в 2007 году , вдохновленный более ранней работе Dethier в Blowfly 10, 11. Анализ КАФЕ позволило непосредственно измерить потребление пищи в дрозофилы. В этой поведенческой тестовой системе, мухи питаются жидкой пищей, представленной в градуированных стеклянных капилляров, помещенных внутри флакона. Снижение капиллярной мениска указывает на потерю раствора пищи через испарение и потребление продуктов питания. Определение скорости испарения по флаконах без мух позволяет точно количественно оценить потребление пищи.

Анализ CAFE является одним из нескольких поведенческих парадигм , используемых для измерения кормления в дрозофилы и исследователи должны выбрать наиболее подходящий для их конкретныхвопрос. Решение об использовании определенного анализа следует учитывать следующие моменты: характер пищи при условии; условие кормления; измерение потребления или поглощение питательных веществ и потребления продуктов питания по расследованию или ответ на питание.

Анализ CAFE, как описано в настоящем докладе, идеально подходит для приема пищи следующие жидкого источника питания при вертикальном состоянии питания. В качестве альтернативы прием пищи может быть измерена для летучей группы на цветном источника питания во флаконе или на тарелку. Мухи, как правило, погибают или под наркозом после кормления и количество съеденной красителя определяется с помощью спектрофотометрии или визуального осмотра окрашенном живота. Мухи начинают экскретировать съеденной пищи только через 30 минут после приема, поэтому такой подход трудно использовать для анализа непрерывного длительного кормления поведения , 12, 13.

В отличие от мух сохраняются при рассасывающиеся красителяс с радиоактивной метки используются и их потребление радиоизотопом оценивается в сцинтилляционном счетчике 14, 15. Поглощение радиоактивной системой муха пищеварительном делает возможным долгосрочное измерение поглощения пищи, но может привести к недооценке потребления из-за непоглощаемой и выводится из организма молекул трассеров. Другой подход для измерения реакции на продукты питания в дрозофилы является ответом расширение хоботок (PER), который обычно имеет место для приема пищи 16. Этот элегантный метод измеряет первоначальный ответ на пищевой стимул, но не записывает количество потребления. Прием пищи динамически изменяется во время кормления с использованием нескольких пост-пищеварительные сигналы обратной связи , которые имеют решающее значение для регулирования подачи 17, 18. Несколько попыток было сделано в последние годы для сбора данных полуавтомат в анализе PER 19, 20. ПЕР детектируется электрической шлифовальной шкурки или комбинации электродов и подсчитаны с помощью компьютера. Сочетание анализа PER с поглощением радиоизотопов показали , что этот анализ ограничивается низкой чувствительностью к обнаружению количества кормления различий 18. Анализ ручной подачи (Mafe) 21, в котором муха подается вручную с стеклянного капилляра, недавно был разработан для измерения поглощения пищи в одной иммобилизованной муха. Анализ Mafe устраняет помехи поиска пищи и кормления инициацию и имеет разрешение по времени в секундах, а также инициирование PER и потребление пищи может контролироваться независимо друг от друга в анализе. Тем не менее, путь , в котором иммобилизация лету затрагивает некоторые аспекты пищевого поведения (например , локомоции, мотивация) по- прежнему должна быть исследована. Для получения отличных сравнительных обзоров различных анализов для измерения потребления пищи у дрозофилы меняlanogaster и помочь исследователям найти наиболее подходящий, просматривать отчеты по Дешпанде и Маркса 13, 22.

Анализ КАФЕ позволяет избежать некоторых недостатков других анализов, описанных выше, и сочетает в себе простоту использования с надежного измерения потребления пищи. Здесь приводится подробное описание анализа CAFE обеспечивается, и мы покажем простой модификации установки, чтобы уменьшить испарение. Типичные результаты анализа, включая два пищевого выбора (краткосрочной и долгосрочной), а также поглощение сахарозы мух демонстрируется. В ходе обсуждения мы сравним наш метод, описанный с альтернативными способами для выполнения анализа CAFE, и выдвигают на первый план потенциальные ограничения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. КАФЕ Пробирной

Примечание: Анализ состоит из трех компонентов: экспериментальное флакон, специфическим крышкой и микро- капилляры. Пластиковая коробка с крышкой используется для транспортировки подготовленных ампул и более эффективно контролировать влажность.

  1. Используйте дрозофилы культуры пластиковый флакон ( по желанию высота 8 см, 3,3 см в диаметре) в виде трубки для анализа.
  2. Уплотнение флакона с помощью изготовленного из оргстекла крышкой , содержащей уплотнительное кольцо (фигуры 1А, 1В). Нагрузка летит, нажав или с паяльной трубкой через центральное отверстие в крышке (0,9 см диаметром), который также позволяет для циркуляции воздуха и водоснабжения, а также закрыть отверстие с губкой затычкой. Шесть меньших конических отверстий (0,4 см верхний диаметр, 0,3 см внутренний диаметр) окружают центральное отверстие и установите пипеток из 2 - 20 мкл объем для хранения капилляры на месте. (См дополнительные показатели для технических деталей крышки.)
    Примечание: Использованиегубки пробкой с отверстиями для капилляров вместо заказного крышки, используемой в нашей рукописи возможно. Наша настроена крышка обеспечивает безопасную обработку готовых флаконов, минимизирующих риск капилляры падения.
  3. Представить жидкую пищу, используют 5 мкл микрокапиллярах с 1 мкл меток. Поместите капилляры в конических отверстий в крышке, отрезав верхнюю часть 2 - 20 мкл кончика пипетки и вставить наконечник в отверстие (Рисунок 1В, отмеченные красным краем). Для того, чтобы предотвратить мух от побега, вставить режиссерский 2 - 20 мкл наконечник пипетки в то же отверстие.
  4. Для того, чтобы безопасно работать с несколькими подготовленными чаш, поместите их в пластиковый ящик с инкрустацией ( с координатной привязкой Рисунок 2А).

2. Подготовка Мух

  1. Держите мух на стандартной пищи при температуре 25 ° С, относительной влажности 60% и 12 ч / 12 ч свет-темнота цикла.
  2. Для контроля условий размножения, ввести 35 девственных самокD 15 мужчин для каждой экспериментальной группы в ампулу пластической культуры (высота 9,8 см, диаметр 4,8 см), содержащую 50 мл полететь пищи. Разрешить мухи откладывают яйца в течение первых 3-х дней, а затем перенести взрослых мух в свежих пищевых флаконах, и пусть они откладывают яйца в течение еще двух дней. После этого повторить передачу снова. Отбросить взрослых мух после того, как более 2-х дней.
  3. Поскольку потребление пищи зависит от размера мухи, определить вес группы 100 мух обезболивающее 2- до 3-дневного возраста взрослых мух с помощью CO 2 летать площадку и собрать их в 1,5 мл пластиковую трубку и измерения со стандартным лабораторного масштаба. Определить мокрую массу по меньшей мере четырех независимых групп мух , отсортированных по полу (таблица 1); использовать для расчета веса мкл потребления продуктов питания на мг лету. Используйте значение, чтобы определить количество пищи, которая кормит один муха на эксперимент и регулировать количество пищевых заполненных капилляров, соответственно, чтобы избежать опустошения капилляров путем подачи.
    1. Для 3 ч для анализа, использования20 мух и два заполненных капиллярах. Для длительного эксперимента (> 3 ч и до 9 дней), использовать группу из восьми мух с запасом четырех заполненных капилляров (надежные результаты не могут быть получены с помощью менее чем за восемь мух при описанных условиях).
  4. Отдельные мух на группы (8 или 20 мух) после измерения веса под воздействием CO 2. Перенести группу в новый флакон пищи (содержащей 15 мл стандартной пищи) , чтобы обеспечить восстановление от CO 2 седации в течение 48 часов до начала эксперимента. Используйте 4- до 6-дневных мух для анализа CAFE.
  5. В качестве не голодали мух дикого типа питаются лишь незначительно 19, 21, предварительно голодают мух для экспериментов кормления 3 ч. Ни один пост не требуется, когда потребление пищи контролируется в течение нескольких дней. Для поста, передача мух от 16 до 20 ч до тестирования, осторожно коснувшись их в пробирку, содержащую только диаметр сложенная фильтровальная бумага 45 мм, смоченную ~ 0,5 мл DDH2 O (дважды дистиллированной воды), а также рядом с подключенным КАФЕ анализа крышкой.

3. Подготовка жидких пищевых продуктов

  1. Приготовьте 3 М (10%, вес / объем) сахарозы маточного раствора путем заполнения 102,6 г сахарозы (C 12 H 22 O 11) до 100 мл DDH 2 O. пипеток 3 мкл, 33 мкл, 333 мкл, 3,3 мл и 6,6 мл маточного раствора в пластиковую пробирку 15 мл; добавить 2 мл пищевой краситель (для красного: кошениль [E124]; для синего: индиго кармин [E132]) и заполнить до 10 мл с DDH 2 O. Полученные концентрации 0,001, 0,01, 0,1, 1 и 2 М сахарозы ,
    ПРИМЕЧАНИЕ: пищевой краситель позволяет визуализировать мениск более легко. Однако краситель может оказать влияние на потребление пищи. Для того, чтобы избежать смещения из-за красителя дозировать пищевой краситель или рандомизированные использование красителей в пищевых образцах в течение эксперимента и групп.
  2. Для тестирования спирта предпочтение пипетку 333 мкл 3 М сахарозы маточного раствора в 15 мл пластиковую пробирку.Добавить 1,5 мл (2,3 мл) 100% EtOH (этанола) и добавляют DDH 2 O до 10 мл , чтобы привести к 15% (0,25 мМ) и 23% (0,39 мМ) рабочих растворов.
  3. Хранить растворы при -20 ° С и рабочих растворов при 4 ° С; использовать в течение 1 недели.
  4. Наполните до 10 капилляров, в то же время с цветным раствором пищевой, под действием капиллярных сил. Вставьте концы капилляров в раствор сахарозы (холдинг капилляры на углом 45 ° к раствору). Стоп, если жидкость достигает вершины (5 мкл) отметки капилляра, и удаления избытка раствора снаружи и внутри бумажной салфеткой.

4. Монтаж и проведения анализа капиллярных Feeder

  1. Если пост не требуется, передача экспериментальных мух в анализе, нажав или продувкой трубы. Убедитесь в том, чтобы включать в себя три контрольных чаш без мух для количественного испарения.
  2. Осторожно снимите наконечник пипетки (2 - 20 мкл объем), который закрывает один из внешних шторамиГ.С., и вставить заполненный стеклянный капилляр, снизу конец первой. Закрепите капилляр, помещая кончик пипетки назад рядом с капилляра. Если несколько продуктовых решений проходят испытания, то повторите эту процедуру соответствующим образом.
  3. Поместите капилляр заканчивается внутри всех флаконах на том же уровне, чтобы избежать смещения, которые могут возникнуть, если пищевые источники располагались на разной высоте (3 - 4 см от крышки); держать дистанцию ​​с фильтровальной бумагой для предотвращения капиллярной утечки путем случайного прикосновения к фильтровальной бумаги или различные вязкости источников пищи.
  4. Этикетка верхний конец окрашенной жидкости с помощью маркера перо (знак начала). Для того, чтобы обеспечить различные капилляры могут быть идентифицированы, маркировать их по отдельности с помощью цвета или полосок кода.
  5. Поместите несколько подготовленных CAFE анализов внутри пластиковой коробке с сетчатой вставкой и передать коробку (рис 2A) в безопасное положение в лабораторных условиях или в температурно, свето- и контролируемой влажностью Климапоел камеры (параметры: 25 ° C, относительной влажности 60%, 12 ч / 12 ч светло-темного цикла) для экспериментального периода (например , 3 часа или дней).
  6. В качестве нижней части фильтровальной бумаги высыхает , если анализ выполняется в течение нескольких дней, применять свежую воду через каждые 24 ч через шприцевой затычкой (100 мкл) , чтобы сохранить влажность постоянную внутри теста. Используйте четыре отдельных флаконах (8 см в высоту, диаметр 3,3 см) , заполненную 30 мл DDH 2 O в качестве устройств влажности и поместите их рядом с CAFE анализов в пластиковой коробке. Используйте крышку для пластиковой коробки для создания влажности контролируемой среды во время эксперимента (рис 2А).
    Примечание: Более широкая изменчивость происходит в лабораторных условиях; Тем не менее, целесообразно проводить определения CAFE при комнатной температуре (например., в классе). Использование увлажнителя устройства (фильтровальная бумага, с или без мокрой губкой затычкой, заполненный водой флаконы и крышки для пластиковой коробки) настоятельно рекомендуем, чтобы уменьшить испарение ( Рисунок 2B).
  7. Заменить капилляры со свежеприготовленными наполненных для длительных экспериментов каждые 24 часа. Обратите внимание на мертвых мух перед каждым 24 часового интервала и использовать количество живых мух для расчета потребления на лету на следующий период. Выбросьте старые капилляры после измерения спада мениска (см 5.1).
    Примечание: В течение 3 ч эксперимента мы едва видим никаких мертвых мух. В ходе исследования в течение 4 дней мы обычно находим 1 - 3 мертвых мух.
  8. В конце анализа или перед заменой капиллярной, к нижнему мениске капиллярную (метки конца) с маркером в то время как анализ КАФЕ все еще находится в вертикальном положении. Откажитесь данные , если метка окончания не ниже начальной метки (метки начала). Не снимайте крышку, так как это может изменить мениск.
  9. Осторожно удалите капилляры из анализа и хранить их для сбора данных. Проверьте, если жидкость внутри капилляра при достижении нижнего конца, если не discard данные, как и пища была не доступна для мух. Собрать все капилляры в пузырек в качестве группы. Вставьте режиссерский наконечники пипеток во все отверстия, чтобы предотвратить мух от побега. Разобрать установку и мыть флаконы, крышки и губки в заглушки мыльной ванне и сухой в течение ночи при комнатной температуре для дальнейшего использования.
    Примечание: Мухи могут быть дополнительно проанализированы после анализа. Подтвердить поглощение пищи глазом или под микроскопом рассечение.
  10. Повторные эксперименты с теми же генотипами по крайней мере три разные дни.

5. Сбор и анализ данных

  1. Измерьте расстояние между началом и знак конца на капилляр , используя штангенциркуль или линейку. Для передачи данных непосредственно в электронную таблицу, используйте USB (Universal Serial Bus) , подключенный цифровой штангенциркуль (рис 1E). Откажитесь капилляры после измерения.
  2. Счет для размера капилляра для расчета поглощения пищи или испарения. Например, рассмотрим колпачокIllary, что составляет 73 мм в длину и содержит 5 мкл раствора пищи. Уменьшение 14,6 мм в мениске отражает поглощение 1 мкл раствора. Расчет поглощения пищи с использованием следующей формулы:
    Потребление пищевых продуктов (мкл) = измеренное расстояние (мм) / 14,6 мм
  3. Для того, чтобы исключить влияние испарения на потребление пищи, Посчитаем среднее испарение в пузырьках контрольных трех (как минимум) без мух. Вычтите это среднее значение из значения, полученного для потребления пищи с помощью мух.
  4. Используйте следующую формулу для определения общего потребления на лету:
    Потребление пищи (мкл) = (поглощение еды [мкл] - Улетучивание [мкл]) / общее количество мух в ампуле. Для долгосрочных экспериментов используют число мух живыми до начала 24-часового интервала.
  5. Для учета различий в размерах тела, таких как между мужчинами и женщинами мух, нормализовать потребление пищи к массе тела (мкл пищи / мг муха).
  6. С помощью статистического программного обеспечения для анализа данных. Для нормысоюзник распределенных данных, T - тестов использования студентами, чтобы определить различия между двумя группами мух, а также использовать ANOVA (дисперсионный анализ) с постфактум тестов Тьюки Cramer более двух групп. В ситуации выбора, анализировать отличия от случайного выбора с помощью непараметрического критерия знака одного образца.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мухи ж 1118 генотипа используются для демонстрации того, как выполняется анализ. Ш 1118 мутанты обычно используются для генерации трансгенных линий и контролировать генетический фон трансгенов , отмеченные белым геном. Как правило, для поведенческих экспериментов, все трансгенные линии возвратное скрещивание в течение пяти поколений в то же W 1118 запаса, который используется в качестве экспериментального контроля. Мы п...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В докладе описывается анализ CAFE в моде шаг за шагом, сосредоточив внимание на технической установке и его успешной работы в лаборатории. Благодаря своей простоте, этот анализ также может быть использован в качестве педагогически школьного эксперимента. Примеры показывают , что анализ позволяет исследовать зондирования пищи, предпочтения и потребления в дрозофилы на короткие и длительные периоды времени (часов до нескольких дней). Анализ КАФЕ широко используется в области для исследования предметов , включая п...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

Мы благодарим бывших и нынешних сотрудников лаборатории Шольца за обсуждение и Хельгу Дёринг за отличную техническую поддержку. Мы особенно благодарны участникам семинара «Биоцентр» Кёльнского университета за их поддержку и творчество. Работа поддерживается SFB 1340, SysMedAlc и DAAD-Siemens.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Флаконы (разведение)Greiner Bio-One960177www.greinerbioone.com
флаконы (анализ CAFE)Greiner Bio-One217101 www.greinerbioone.com
Lid-CAFE––
Пластиковый ящик, низкостенныйPlastime353www.plastime.it
Чехол для пластикового ящикаWorkshop––
КапиллярыBLAUBRAND REF 7087 07www.brand.de
Наконечники для пипетокGreiner Bio-One771290www.greinerbioone.com
Круги из фильтровальной бумагиWhatman10 311 804www.sigmaaldrich.com
D(+)-SucroseAppliChem57-50-1www.applichem.com
Абсолютный этанолVWR Chemicals20,821,330www.vwr.com
Пищевой краситель (красный, E124)Backfun10027www.backfun.de
Пищевой краситель (синий, E133)Backfun10030www.backfun.de
Мыльный раствор (CVK 8)CVH103220www.cvh.de
Цифровой штангенциркульGARANT412,616www.hoffmann-group.com
флаконов (разведение)Высота 9,8 см, диаметр 4,8 см 
Флаконы (CAFE проба)Высота 8 см, диаметр 3,3 см
Крышка-CAFE пробаИзготовлено в университетской мастерской, технический чертеж прилагается
Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.
Пластиковая коробка, низкая стенкаПластиковая сетчатая инкрустация была изготовлена на заказ для 8 x 10 мест флакона 
Крышка для пластикового ящикаРазмеры (37 х 29 х 18 см)
КапиллярыDIN ISO 7550 норма,  IVD-guideline 98/79 EG, концы полированные
для пипетокПипетки для внешнего круга обрезаются в соответствии с крышкой
Круги фильтровальной бумаги диаметром45 мм хорошо работают в сложенном виде для использованных флаконов
D(+)-СахарозаНе вреден
Этанол абсолютныйЛегковоспламеняющаяся жидкость и пар
Пищевой краситель (красный, E124)Не указан
Пищевой краситель (синий, E133)Не указан
Мыльный раствор (CVK 8)Мыло с нейтральным запахом
Цифровой суппорт
Стандартный кормот мух (для 20 л)
Агар160 г
Пивные дрожжи299,33 г
Кукурузная мука1 200 г
Мастер-класс по анализу Наконечники Патока 1,6 л Пропионовая кислота 57,3 мл Нипагин 30% 160 мл

Ссылки

  1. Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society. Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).
  2. Cawley, J., Meyerhoefer, C. The medical costs of obesity and instrumental variables approach. J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).
  3. PriceWaterhouse Coopers LLP. The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC. , Available from: https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf (2015).
  4. Lenard, N. R., Berthoud, H. R. Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes. Obesity. 16, S11-S22 (2008).
  5. Magni, P., et al. Feeding behavior in mammals including humans. Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).
  6. Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. Neurobiology of food intake in health and disease. Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).
  7. Bharuchka, K. N. The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism. Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).
  8. Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. From fat fruit fly to human obesity. Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).
  9. Rajan, A., Perrimon, N. Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies. BMC Biology. 11, (2013).
  10. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  11. Dethier, V. G. The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , Harvard Univ Press. Cambridge, MA. (1976).
  12. Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila. Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).
  13. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  14. Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods. J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).
  15. Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila. Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).
  16. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4 (6), e6063(2009).
  17. Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness. J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).
  18. Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., Nässel, D. R. Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila. J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).
  19. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), e101107(2014).
  20. Itskov, P. M. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila. Nat. Commun. 5, 4560(2014).
  21. Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Mol. Brain. 8, 87(2015).
  22. Marx, V. Metabolism: feeding fruit flies. Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).
  23. Spieth, H. T. Courtship behavior in Drosophila. Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).
  24. Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).
  25. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).
  26. Pohl, J. B., et al. Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value. Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).
  27. Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster. Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).
  28. Masek, P., Scott, K. Limited taste discrimination in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).
  29. Pool, A. H., Scott, K. Feeding regulation in Drosophila. Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).
  30. Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., Nässel, D. R. Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior. Plos One. 9 (6), e99732(2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Измерение потребления пищипотребление жидкой пищиметод стеклянных капилляровсреда с контролируемой влажностьюанализ раствора сахарозытест на предпочтение этаноласравнение самцов и самокдолгосрочный эксперимент
Капиллярных фидерных Анализ мер по обеспечению продовольственной приема внутрь
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.