Методическая статья

Записи цельного клеточного зажима с изолированными первичными эпителиальными клетками от эпидидимиса

DOI:

10.3791/55700

⸱

3 августа 2017 г.

 ,  ,  ,  , 
1School of Life Science and Technology, ShanghaiTech University, 2Institute of Biochemistry and Cell Biology, Shanghai Institutes for Biological Sciences, Chinese Academy of Sciences, 3University of Chinese Academy of Sciences, 4Shanghai Institute for Advanced Immunochemical Studies, ShanghaiTech University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы представляем протокол, который объединяет изоляцию клеток и запись цельноклеточного патч-зажима для измерения электрических свойств первичных диссоциированных эпителиальных клеток из эпидидимидов кауды крысы. Этот протокол позволяет исследовать функциональные свойства первичных эпидидиальных эпидиальных клеток для дальнейшего выяснения физиологической роли эпидидимиса.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эпидидимис является важным органом для созревания спермы и репродуктивного здоровья. Эпидидиальный эпителий состоит из сложно связанных типов клеток, которые отличаются не только молекулярными и морфологическими особенностями, но и физиологическими свойствами. Эти различия отражают их разнообразные функции, которые вместе создают необходимую микросреду для развития постпикулярных сперматозоидов в эпидидимальном просвете. Понимание биофизических свойств эпидидиальных эпителиальных клеток имеет решающее значение для выявления их функций в области спермы и репродуктивного здоровья как в физиологических, так и в патофизиологических условиях. Хотя их функциональные свойства еще не полностью выяснены, эпидидиальные эпителиальные клетки могут быть изучены с использованием метода патч-зажима, инструмента для измерения клеточных событий и мембранных свойств отдельных клеток. Здесь мы описываем методы изоляции ячеек и записи патч-зажима цельной ячейки в meaЧто электрические свойства первичных диссоциированных эпителиальных клеток из эпидидимидов кауды крысы.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эпидидимом в мужском репродуктивном тракте является орган, облицованный слоем эпителиальных клеток мозаики. Как и в других эпителиальных тканях, различные клеточные типы эпидидиального эпителия, включая основные клетки, прозрачные клетки, базальные клетки и клетки иммунологических и лимфатических систем, работают согласованным образом, чтобы действовать как барьер на фронте трубочки и как Поддерживающие клетки для созревания спермы и физиологии 1 , 2 , 3 . Таким образом, эти эпителиальные клетки играют важную роль в репродуктивном здоровье.

Эпителиальные клетки, как правило, рассматриваются как невосприимчивые клетки, которые неспособны генерировать все или ничтожные потенциалы действия в ответ на деполяризующие стимулы из-за отсутствия каналов Na + или Ca 2+ с напряжением 4 , 5 . Однако эпителиальные клетки экспрессируют uniНаборов ионных каналов и транспортеров, которые регулируют их специализированные физиологические роли, такие как секреция и транспортировка питательных веществ 6 . Поэтому различные эпителиальные клетки обладают характерными электрическими свойствами. Например, основные клетки экспрессируют CFTR для переноса жидкости и хлора и экспрессируют TRPV6 для реабсорбции кальция, тогда как прозрачные клетки экспрессируют V-АТФазу протонового насоса для люминальной подкисления 1 , 7 , 8 , 9 . Сообщалось о некоторых перевозчиках и ионных каналах, которые регулируют физиологические особенности эпидиальных эпителиальных клеток, но функциональные свойства эпидиальных эпидиальных клеток в значительной степени еще не поняты 10 , 11 , 12 , 13 .

белыйOle-cell patch-clamp - это хорошо зарекомендовавший себя метод для изучения внутренних свойств как возбудимых, так и невосприимчивых клеток, и особенно полезен для изучения функций прежде всего диссоциированных клеток в образцах гетерогенных клеток; Напряжение-зажим используется для измерения пассивных свойств мембраны и ионных токов отдельных ячеек 14 , 15 . Пассивные свойства мембраны включают входное сопротивление и емкость. Первый параметр указывает на внутреннюю проводимость мембраны, в то время как последняя подразумевает площадь поверхности клеточной мембраны (фосфолипидный бислой, где расположены ионные каналы и транспортеры, который служит в качестве тонкого изолятора, разделяющего внеклеточные и внутриклеточные среды). Мембранная емкость прямо пропорциональна площади поверхности клеточной мембраны. Вместе с сопротивлением мембраны, отражаемым входным сопротивлением, постоянная времени мембраны, wПоказывает, насколько быстро потенциал клеточной мембраны реагирует на поток токов ионного канала, можно определить. В связи с этим, комбинируя текущие характеристики отклика от серии этапов напряжения, применяемых к клеткам, определяются биофизическая кинетика и свойства клеток 15 , 16 , 17 , 18 .

В настоящей статье мы описываем процедуры выделения эпителиальных клеток из эпидидимиса кауды крысы и шаги для измерения мембранных свойств различных типов клеток в диссоциированной клеточной смеси с использованием цельноклеточного пластыря. Мы показываем, что основные эпидидимальные клетки проявляют отличные мембранные электрофизиологические свойства и что проводимости можно легко идентифицировать из других типов клеток.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты на животных проводятся в соответствии с руководящими принципами Комитета по институциональному уходу и использованию животных Университета Шанхая, которые отвечают местным и международным требованиям.

1. Экспериментальные животные

  1. Используйте взрослых самцов крыс Sprague-Dawley (~ 300-450 г) в возрасте 8-12 недель. В этом возрасте у крыс сперма попала в кауда эпидидимиды.

2. Выделение эпителиальных клеток из крысиных эпидадимидов

ПРИМЕЧАНИЕ. Следующие шаги выполняются в неасептических условиях, если не указано иное.

  1. Подготовка инструментов для вскрытия и реагентов
    1. Дезинфицируйте инструменты для вскрытия путем погружения в 70% этанола и дайте им высохнуть на воздухе.
    2. Включите нагревательную ванну (32 ° C); Подготовьте и предварительно подогрейте 500 мл 1x Roswell Park Memorial Institute 1640 Medium (RPMI) с добавлением 1% (об. / Об.) Антибиотика(100 мкг / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина) и помечены как «RPMI (+ P / S 1: 100)». Выполните этот шаг на чистой рабочей станции с контролируемым воздушным потоком.
    3. Приготовление и предварительное нагревание 1 × 500 мл модифицированной среды Ивальсона (IMDM), содержащей незаменимые аминокислоты (0,1 мМ) и пирувата натрия (1 мМ), и дополненную 5-α-дигидротестостероном (1 нМ), 10% эмбриональной бычьей Сыворотка, 1% (об. / Об.) Антибиотиков (100 ед. / Мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина) и помечены как «Full-IMDM». Создавайте аликвоты по 50 мл и герметизируйте парафильмом; Хранить при температуре 4 ° C. Используйте асептические условия.
    4. Подготовьте раствор для расщепления фермента коллагеназы путем растворения коллагеназы типа I и коллагеназы типа II в RPMI (+ P / S 1: 100), что приводит к 1 мг / мл каждой коллагеназы в растворе. Фильтруют через мембрану 0,22 мкм и маркируют как «раствор коллагеназы». Хранить при комнатной температуре (RT) до использования. Отрегулируйте объем раствора на основе ферментаПо весу фермента; Минимальный объем, необходимый для обоих кауда-эпидидимидов у одной крысы, составляет 2 мл.
    5. Заполните 35-миллиметровое блюдо RPMI (+ P / S 1: 100).
  2. Рассечение эпидидимидов кауды крысы
    1. Жертвуйте животным либо с помощью пентобарбитала натрия 85 мг / кг внутрибрюшинно, либо с использованием камеры изофлюрана до тех пор, пока животное не ответит на раздражение хвоста; Следует за цервикальной дислокацией.
    2. Дезинфицируйте нижнюю часть живота, протирая 70% этанолом, осторожно подтолкните два семенника к нижней части живота, а затем откройте нижний живот около мошонки.
    3. Возьмите эпидидимальный жир, вырежьте все репродуктивные органы (яички, эпидидимиды и семявыносящие семена) и погрузите в блюдо с RPMI (+ P / S 1: 100).
    4. Перенесите репродуктивные органы в блюдо с RPMI (+ P / S 1: 100) на асептическую рабочую станцию.
    5. Вырезать кауда-эпидидимиды из соединительных и жировых тканей и эпиДидимальная капсула. Поместите один эпидидимис с ~ 0,2 мл раствора коллагеназы в пробирке объемом 1,5 мл. Проведите этот шаг на чистой рабочей станции с контролируемым потоком воздуха.
  3. Диссоциация отдельных клеток из крысиных кауда-эпидидимидов
    1. Разрежьте эпидидимиды в растворе коллагеназы, используя тонкие ножницы, пока ткань не станет пастообразной жидкостью. Промойте ножницы осторожно с остальным (~ 0,8 мл) раствором фермента в пробирке 1,5 мл.
    2. Поместите трубку на металлический термомиксер в течение 30 мин при 37 ° С со скоростью встряхивания 1000 об / мин.
    3. Центрифугируйте смесь фермент-ткань при 30 мкг при комнатной температуре в течение 3 мин и декантируйте липкий супернатант, который содержит в основном сперму.
    4. Ресуспендируют гранулу в 1 мл Full-IMDM для гашения всей ферментативной активности. Перенесите клеточную суспензию в 50 мл пробирку, содержащую 49 мл RPMI (+ P / S 1: 100).
      ПРИМЕЧАНИЕ. Необязательно фильтруйте клеточную суспензию через сетчатую мембрану 100 мкм с постоянным тритуратомЧтобы избежать крупных, клеточных агрегатов. Однако не используйте сетчатый фильтр, если необходима клеточная суспензия для выращивания монослоев клеток.
    5. Центрифугировать клеточную смесь при 30 мкг при комнатной температуре в течение 10 мин; Декантируют супернатант.
    6. Ресуспендируют гранулу в 1 мл Full-IMDM с нежным растиранием в течение по меньшей мере 5 минут для диссоциации отдельных клеток из ферментативно обработанных смесей эпидидимальной ткани.
  4. Отделение эпителиальных клеток из других клеток в асептических условиях
    1. Культуру клеточной суспензии на 10 см чашке Петри, содержащей полный IMDM, в течение по меньшей мере 8 ч или в течение ночи, в инкубаторе при 32 ° С в 5% СО 2 .
    2. Приготовьте стерильные покровные стекла заранее путем погружения в 100% -ный спирт. Воздух сушат и окунают в небольшой объем культуральной среды. Поместите покровные стекла в 6 см культуральные чашки или в одиночные лунки 24-луночного планшета.
    3. На следующее утро собирайте диссоциированные эпителиальные клетки, аккуратно собирая клеточную суспензиюSion из чашки Петри, которая состоит в основном из эпителиальных клеток. Центрифугируют клеточную суспензию при 30 мкг при комнатной температуре в течение 5 мин, а затем декантируют супернатант.
    4. Ресуспендируют осадок клеток в ~ 2 мл Full-IMDM.
    5. Вылейте 0,2 мл собранной суспензии клеток в центр каждого стерильного покровного стекла.
    6. Пусть клеточная суспензия оседает в капельке жидкости в течение по меньшей мере 10 минут, чтобы клетки могли свободно прилипать к покровным стеклам. Тщательно добавьте 1 мл Full-IMDM на краю 10 см чашки или 0,3 мл Full-IMDM в каждую лунку 24-луночного планшета; Не беспокоить клетки.
    7. Держите изолированные одиночные клетки в покровных стеклах в инкубаторе при 32 ° C в 5% CO 2 до тех пор, пока эксперименты с патч-зажимами не будут выполнены.

3. Решения для записи и микропипетки

ПРИМЕЧАНИЕ. Для экспериментов с патч-зажимами используйте химикаты и решения наилучшего качества.

  1. Подготовка запасных растворов
    1. Автоклавируйте все бутылки для хранения запасов и отфильтровывайте все исходные растворы (за исключением коррозионных растворов) и фильтруйте через мембраны 0,22 мкм перед использованием.
    2. Предварительно подготовьте все запасные растворы при комнатной температуре и храните при 4 o C: 5 М NaCl; 1 М KCl; 100 мМ MgCl 2 ; 100 мМ CaCl 2 ; 200 мМ NaH 2 PO 4 ; 100 мМ ЭГТА (pH 7,0 с КОН). Обрабатывать 5 М NaOH, 1 M HCl и 1 M KOH в качестве агрессивных растворов.
  2. Подготовка стандартного внешнего физиологического раствора соли (PSS)
    1. Теплые запасы раствора RT в утренние часы записи патч-зажим.
    2. Внесите ингредиенты из каждого запаса в соответствии с желаемым конечным объемом, за исключением CaCl 2 , например, для приготовления 500 мл PSS: 140 мМ NaCl = 14 мл 5 М; 5 мМ KCl = 2,5 мл 1 М; 1,2 мМ MgCl 2 = 6 мл 100 мМ; 1,2 мМ NaH 2 PO 4 = 3 мл 200 мМ.
    3. Добавить двойной-дистиллированной воды (ddH 2 O) до конечного объема 400 мл и уравновешивают.
    4. Взвешивают 0,9 г глюкозы и 1,19 г HEPES и полностью растворяют в смеси растворов.
    5. Добавьте при перемешивании смесь CaCl 2 (2,5 мМ = 12,5 мл 100 мМ).
    6. Добавьте до 99% от конечного объема.
    7. Отрегулируйте рН до 7,4, используя NaOH или HCl.
    8. Проверьте осмолярность и отрегулируйте с помощью 5 М NaCl или глюкозы, если необходимо.
    9. Добавить ddH 2 O до конечного объема 500 мл в цилиндре.
  3. Подготовка внутренних растворов микропипетки (низкие растворы на основе EGTA K + )
    1. Взвешивают или пипетируют правильный объем реагентов из каждого запаса в соответствии с желаемым конечным объемом и концентрацией, например, для приготовления внутриклеточного раствора на 50 мл с низким содержанием EGTA K + до объема 30 мл ddH 2 O: 100 мМ K-глюконата = 1,17 г; 35 мМ KCl = 1,75 мл 1 М; 2 мМ MgCl 2 = 1 мл100 мМ; 0,1 мМ EGTA = 0,05 мл 100 мМ; 10 мМ HEPES = 0,072 г.
    2. Добавьте достаточное количество воды для ~ 95% конечного объема и позвольте раствору уравновешиваться при комнатной температуре. Убедитесь, что решение понятное.
    3. При постоянном перемешивании раствора отрегулируйте pH до 7.2 с помощью KOH.
    4. Взвесьте и добавьте 0,078 г Mg-ATP в раствор до полного растворения.
    5. Поместите раствор на лед и используйте небольшую аликвоту для измерения осмолярности; Как правило, решения измеряют ~ 290 mOsmol и не нуждаются в корректировке. Если осмолярность значительно отличается от 280-295 мОсмоль, подготовьте новое решение.
    6. Добавьте ddH 2 O в конечный объем.
    7. Разделите раствор на аликвоты объемом 500 мкл, фильтр с фильтром для шприца 0,2 мкм, плотно уплотните и сразу же сохраните при ≤ -20 ° C.
    8. В день эксперимента с использованием патч-зажима оттаивайте одну аликвоту внутриклеточного раствора на льду и продолжайте охлаждать во время эксперимента с зажимамиПредотвращать деградацию.
  4. Вытяните пипетки патча из стеклянных капилляров (в соответствии с руководством пользователя пипетки), чтобы получить размеры микропипетки с сопротивлением 5-10 М при заполнении внутриклеточным раствором.

4. Настройка эксперимента Patch-Clamp и установление конфигурации цельной ячейки с ячейками

  1. Настройка эксперимента по патч-зажимам
    1. Включите установочный патч (компьютер, компьютерный усилитель, дигитайзер и т. Д. ).
    2. Откройте программное обеспечение patch-clamp ( например, AXON pCLAMP10 или HEKA PatchMaster) и настройте протоколы для электрофизиологических записей. Установите фильтр для сигнала на низкий проход на 1-3 кГц и дигитайзер на 10-20 кГц.
    3. Включите камеру, микроманипулятор и источник света.
    4. Когда усилитель с компьютерным управлением включен, заземлите корпус экспериментатора, прикоснувшись руками к заземляющей установке патч-зажима,Прежде чем прикоснуться к головной части, чтобы защитить его от поражения электрическим током.
    5. Перенесите культуральные эпителиальные клетки на покровное стекло на записывающую камеру, заполненную 1 мл стандартного PSS при комнатной температуре. Аккуратно смените купальный PSS как минимум два раза, используя пипетку перед любыми экспериментами по патч-зажимам.
      ПРИМЕЧАНИЕ. При необходимости, заполните систему перфузии стандартным PSS или другим внешним решением в соответствии с запланированным экспериментом. Перфузируйте записывающую камеру на микроскопе (RC-26G или RC-26GLP) с помощью PSS несколько раз со скоростью ~ 2 мл / мин до начала экспериментов с патч-зажимами. Убедитесь, что в системе перфузии нет пузырьков воздуха.
    6. Просмотр и выбор ячеек под инвертированным микроскопом с использованием целей 10X и 40X, оснащенных дифференциальной оптической системой с контрастными помехами. Ищите большие одиночные изолированные ячейки для записи. Идентифицировать изолированные эпидидиальные эпителиальные клетки по их сферической форме с грубым мIcrovilli на одном конце мембран и поляризованное распределение внутриклеточного содержимого ( рис. 1 ).
    7. Используя 1 мл шприц (самодельную иглу неметаллического микрошара), заполните микропипетку внутренним раствором (с низким раствором EGTA K + , см. Шаг 3.3). Убедитесь, что в микропипетке нет пузырьков воздуха, что может увеличить сопротивление микропипетки. Используйте достаточное количество раствора, чтобы внутренний раствор погрузил в держатель микропипетки покрытый хлоридом серебряный проволочный электрод.
    8. Установите микропипетку в держатель электрода и нанесите небольшое положительное давление (~ 0,2 мл объема шприца). Поддерживайте низкое положительное давление до тех пор, пока не коснитесь клеточной мембраны на последующих этапах.
  2. Установление конфигурации целых ячеек с ячейками для записей
    1. Погрузите пипетку в раствор для ванны с максимальной скоростью микроманипулятора. Найти пипеткуНа экране, подключенном к цифровой камере; Замедлите скорость микроманипулятора до средневысотного режима.
    2. Быстро проверьте сопротивление микропипетки (5-10 МОм) с помощью команды интерфейса сбора данных ( например, «Мембранный тест» в системе AXON) путем применения шага напряжения ( например, 5 мВ на 100 мс), генерируемого с помощью компьютерного усилителя. Перейдите на новую микропипетку, если сопротивление значительно превышает этот диапазон.
    3. Начинайте движение вниз по объекту, установленному на микроскопе; Постепенно направляйте микропипетку к выбранной ячейке. Сначала сначала опускайте объектив, а затем опустите микропипетку в плоскость фокусировки, пока микропипетка не окажется над центральной поверхностью выбранной ячейки.
    4. Отмените потенциал соединения жидкости между пипеткой и растворами ванны до нуля, используя команду «смещение пипетки» в интерфейсе программного обеспечения командира программного обеспечения.
    5. Установите управляемый компьютером усилительИ к испытанию на напряжение и мембранный тест в режиме «Ванна».
    6. Тонкая фокусировка для более четкого обзора ячейки, затем постепенно опускайте микропипетку с помощью микроманипулятора с низкой средней скоростью.
    7. Когда микропипетка находится близко к ячейке (демонстрируется уменьшением тока при срабатывании команды мембранной проверки), немедленно снимите низкое положительное давление и примените слабое отрицательное давление (0,1 мл объема шприца), чтобы сформировать гигазальный (> 1 ГΩ) ,
    8. Контролируйте сопротивление с помощью теста мембраны. Если сопротивление> 500 МОм, но <1 ГΩ, примените отрицательный потенциал (обычно как потенциал удержания, который установлен на -60 мВ), что может помочь сформировать гигапазон. Компенсировать переходный емкостный ток микропипетки.
    9. Если уплотнение> 1 GΩ и стабильное (как показано в программном интерфейсе), примените короткое и сильное всасывание, чтобы сломать клеточную мембрану. Не применяйте компенсацию заРезистентности и емкости ячейки.
    10. Сразу же после достижения успешной конфигурации целых ячеек примените шаг гиперполяризации 10 мВ (5-трассировки с минимальными временными интервалами, длительность 20 мс, образец сигнала при 20 кГц) от удерживающего потенциала -60 мВ.
    11. Переключите режим напряжения в режим нулевого тока и отметьте показания с программного интерфейса или выполните запись без зазора (10-60 с) для показаний мембранного потенциала ячейки.
    12. Быстро переключайтесь обратно в режим напряжения и оставайтесь в режиме напряжения и применяйте протоколы напряжения в соответствии с запланированными экспериментами и измеряйте текущие ответы. Вычитание не применяется к внутреннему течению утечки во время записи.
    13. Контролируйте стабильность ответов во время записи или различные параметры ячейки. Например, используйте интерфейс команды «Membrane Test» для проверки входного сопротивления (R i ), последовательного сопротивления (R s ) и ячейки(C m ) в мембранном тесте в режиме «Cell» во время переключения протоколов.
      ПРИМЕЧАНИЕ. Внезапные падения входного сопротивления обычно указывают на свободный патч, и резкое увеличение сопротивления серии может указывать на засорение наконечника микропипетки внутриклеточными органеллами или фрагментами мембраны. Во время записи регулярно контролируйте местоположение микропипетки, чтобы проверить, не происходит ли дрейф, что может привести к потере патча. Если дрифт является проблемой, осторожно поднимите микропипетку и исправляющую ячейку со дна камеры записи. Этот шаг иногда может привести к потере патча, и в этом случае необходимо повторить процедуру цельного клеточного зажима.

5. Анализ пассивных электрофизиологических свойств клеток

  1. После получения данных из экспериментов с патч-зажимами, откройте данные без пробелов в программном обеспечении Clampfit и измерьте среднее значениеЗначение для потенциала покоя мембраны для каждой ячейки. В качестве альтернативы используйте значение, указанное ниже от напряжения нулевого тока в текущем режиме. Исправьте значения с потенциалом перехода жидкости (12,4 мВ в этом исследовании).
  2. Открыть данные из гиперполяризационного шага 10 мВ ( & Dgr ; v) , полученный из клетки, измерить текущую разницу до и во время стадии (Δ я шаг), и рассчитать входное сопротивление (R I) , используя уравнение как:
    figure-protocol-1
  3. Вычислите емкость ячейки (C m , в единицах pF) (используйте те же самые текущие данные с этапа гиперполяризации 10 мВ, объединив общую площадь под током мембранного конденсатора во время начального тока спада переходного процесса, поднятого на триггер ступени напряжения) Для получения значения общего накопленного заряда (Q, в единицах pA • ms) ячейки. Используйте следующее уравнение:
    figure-protocol-2
  4. Вычислите значение последовательного сопротивления (R s ) для каждой ячейки, установив исходный переходный ток с отрицательного шага 10 мВ со стандартным экспоненциальным алгоритмом, чтобы получить постоянный ток распада времени ( T , в единицах мс) и использовать Следующее уравнение:
    figure-protocol-3

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Описанная процедура ферментативного расщепления для выделения эпителиальных клеток из эпидидимидов кауды крысы представляет собой модифицированный протокол из наших предыдущих исследований 9 , 12 . Этот метод дает смесь одиночных клеток с более чем 90% жизнеспособностью и без поверхностных волдырей или объема набухших клеток. Гетерогенная клеточная смесь состоит главным образом из основных клеток, прозрачных клеток и базальных кл...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом протоколе ферментативная дисперсия эпидидимидов кауды крысы последовательно давала здоровые эпителиальные клетки. Качество эпидидиальных эпителиальных клеток для экспериментов с патч-зажимами зависит от нескольких критических шагов в протоколе. Например, центрифугирование клеточной смеси при низкой центробежной силе (30 мкг) важно для удаления сперматозоидов и содержимого эпидидимального просвета; Эпидидиальные эпителиальные клетки становятся нездоровыми в присутствии сперматозоидов в клеточной культуре. Кроме то...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим доктора Кристофера Антоса за полезные комментарии к тексту. Эта работа была поддержана начальным финансированием Университета Шанхая, присужденным Винни Шум, и финансированием Национального фонда естественных наук Китая (NNSFC № 31471370).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Instrument of AXON system
Computer controlled amplifierMolecular Devices - AxonMulticlamp 700B патч-клэмп усилитель
Цифровая система сбора данныхМолекулярные устройства - AxonDigidata 1550 преобразователь
МикроскопOlympusBX-61WI
МикроманипуляторSutter InstrumentsMPC-325
Записывающая камера и встроенный нагревательWarner InstrumentsTC-324C
Instrument of HEKA system
Patch Clamp усилительHarvard Bioscience - HEKAEPC-10 USB двойной
микроскопOlympusIX73
МикроманипуляторSutter InstrumentsMPC-325
Записывающая камера и встроенный нагревательWarner InstrumentsTC-324C
Other Instrument
Micropipette PullerSutter Instrument P-1000
Записывающая камераWarner InstrumentsRC-26G или самодельная камера
Боросиликатное капиллярное стекло с нитью накалаSutter Instrument / Harvard ApparatusBF150-86-10
Виброизоляционный столTMC 63544
Цифровой камареHAMAMASTUORCA-Flash4.0 V2 C11440-22CU
сильно>Реагенты для выделения
RPMI 1640 среднийGibco22400089
пенициллин/стрептомицинGibca15140112
IMDMATCC 30-2005 
IMDMGibcoC12440500BT
Коллагеназа ISigmaC0130
Коллагеназа IISigmaC6885
5-&альфа;-дигидротестостеронMedchemexpressHY-A0120
Фетальная бычья сывороткаКозерогFBS-12A
<сильно>Микропипетки внутренние растворы (раствор на основе К+) (pH 7,2, 280-295 мОсм)
KCl, 35 мМSigma/различныеV900068
MgCl2 · 6H2O, 2mMSigma/различныеM2393
EGTA, 0,1mMSigma/различныеE4378
HEPES, 10mMSigma/ различныеV900477
K-глюконат, 100mMSigma/различныеP-1847
Mg-ATP, 3mMSigma/различныеA9187
Стандартный внешний регистрирующий физиологический раствор соли (PSS) (pH 7,4, 300-310 mOsm)
NaCl, 140mMSigma/различныеV900058
KCl, 4,7mMSigma/различныеV900068
CaCl2, 2,5mMSigma/различныеV900266
MgCl2 · 6H2O, 1,2mMSigma/различныеM2393
2PO4, 1,2mMSigma/различныеV900060
HEPES, 10mMSigma/различныеV900477
Глюкоза, 10mMSigma/различныеV900392
<сильные>Для регулировки pH
NaOHSigma/различныеV900797чистота >=97%
KOHSigma/различные60371чистота >=99.99%
<

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shum, W. W. C., Ruan, Y. C., Da Silva, N., Breton, S. Establishment of Cell-Cell Cross Talk in the Epididymis: Control of Luminal Acidification. J Androl. 32 (6), 576-586 (2011).
  2. Robaire, B., Hinton, B. T. Knobil and Neill's Physiology of Reproduction. Plant, T. M., Zeleznik, A. J. , Elsevier. 691-771 (2015).
  3. Da Silva, N., et al. A dense network of dendritic cells populates the murine epididymis. Reproduction. 141 (5), 653-663 (2011).
  4. Kolb, H. A. Special Issue on Ionic Channels II. , Springer. 51-91 (1990).
  5. Clapham, D. E. Calcium Signaling. Cell. 80 (2), 259-268 (1995).
  6. Frizzell, R. A., Hanrahan, J. W. Physiology of Epithelial Chloride and Fluid Secretion. Cold Spr Harb Pers Med. 2 (6), (2012).
  7. Wong, P. Y. D. CFTR gene and male fertility. Mol Hum Reprod. 4 (2), 107-110 (1998).
  8. Shum, W. W. C., et al. Transepithelial Projections from Basal Cells Are Luminal Sensors in Pseudostratified Epithelia. Cell. 135 (6), 1108-1117 (2008).
  9. Gao, D. Y., et al. Coupling of TRPV6 and TMEM16A in epithelial principal cells of the rat epididymis. J Gen Physiol. 148 (2), 161-182 (2016).
  10. Huang, S. J., et al. Electrophysiological Studies of Anion Secretion in Cultured Human Epididymal Cells. J Physiol. 455, 455-469 (1992).
  11. Chan, H. C., Fu, W. O., Chung, Y. W., Chan, P. S. F., Wong, P. Y. D. An Atp-Activated Cation Conductance in Human Epididymal Cells. Biol Repro. 52 (3), 645-652 (1995).
  12. Cheung, K. H., et al. Cell-cell interaction underlies formation of fluid in the male reproductive tract of the rat. J Gen Physiol. 125 (5), 443-454 (2005).
  13. Pastor-Soler, N., Pietrement, C., Breton, S. Role of acid/base transporters in the male reproductive tract and potential consequences of their malfunction. Physiol. 20, 417-428 (2005).
  14. Evans, A. M., Osipenko, O. N., Haworth, S. G., Gurney, A. M. Resting potentials and potassium currents during development of pulmonary artery smooth muscle cells. Ame J Physiol-Heart Circ Physiol. 275 (3), 887-899 (1998).
  15. Golowasch, J., et al. Membrane Capacitance Measurements Revisited: Dependence of Capacitance Value on Measurement Method in Nonisopotential Neurons. J Neurophysiol. 102 (4), 2161-2175 (2009).
  16. Cole, K. S. Membranes, Ions and Impulses. A Chapter of Classical Biophysics. , University of California Press. Berkeley, Calif. (1968).
  17. Lo, C. M., Keese, C. R., Giaever, I. Impedance analysis of MDCK cells measured by electric cell-substrate impedance sensing. Biophys J. 69, 2800-2807 (1995).
  18. Solsona, C., Innocenti, B., Fernandez, J. M. Regulation of exocytotic fusion by cell inflation. Biophys J. 74 (2), 1061-1073 (1998).
  19. Robinson, D. W., Cameron, W. E. Time-dependent changes in input resistance of rat hypoglossal motoneurons associated with whole-cell recording. J Neurophysiol. 83 (5), 3160-3164 (2000).
  20. Sontheimer, H. Neuro Methods: Patch-Clamp Applications and Protocols. Boulton, A. A., Baker, G. B., Walz, W. , Humana Press. New Jersey. (1995).
  21. Cheung, Y. M., Hwang, J. C., Wong, P. Y. Epithelial membrane potentials of the epididymis in rats [proceedings]. J Physiol. 263 (2), 280(1976).
  22. Lybaert, P., et al. KATP channel subunits are expressed in the epididymal epithelium in several mammalian species. Biol Reprod. 79 (2), 253-261 (2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи