Методическая статья

Выделение мышиных полученных из жировой ткани микрососудистых Фрагментов как васкуляризация единицы для тканевой инженерии

DOI:

10.3791/55721

⸱

30 апреля 2017 г.

 ,  ,  ,  , 
1Institute for Clinical and Experimental Surgery, Saarland University, 2Division of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы представляем протокол для выделения полученных из жировой ткани фрагменты микрососудистой, которые представляют собой перспективные единицы васкуляризации. Они могут быть быстро изолированы, не требуют обработки в лабораторных условиях и, таким образом, могут быть использованы для одностадийного prevascularization в различных областях тканевой инженерии.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Функциональная сеть микрососудов имеет ключевое значение для выживания и интеграции инженерных конструкций ткани. Для этой цели были созданы несколько кровеносных сосудов и prevascularization стратегии. Тем не менее, большинство клеток на основе подходов включают в себя трудоемкую пробирке шагов для формирования сети микрососудов. Таким образом, они не пригодны для интраоперационных одношаговыми процедур. Полученных из жировой ткани микрососудистых фрагментов (Ad-MVF) представляют собой перспективные единицы васкуляризации. Они легко могут быть выделены из жировой ткани и обладают функциональной морфологии микрососудов. Кроме того, они быстро собрать в новые микрососудистых сети после имплантации в естественных условиях. Кроме того, объявление-MVF было показано, чтобы вызвать лимфангиогенез. И, наконец, они являются богатым источником мезенхимальных стволовых клеток, которые могут дополнительно способствовать их высокому потенциалу васкуляризации. В предыдущих исследованиях мы показали замечательную vascularizatiпо мощности ад-м.ф. в сконструированных костей и кожи заменителя. В настоящее исследовании мы сообщаем о стандартизированном протоколе для ферментативного выделения ад-м.ф. из мышиной жировой ткани.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Тканевая инженерия фокусируется на изготовлении тканей и органов заменителей , которые поддерживают, восстанавливают или усиливают функцию неработоспособных в естественных условиях аналогов 1, 2. Судьба инженерных конструкций ткани в решающей степени зависит от адекватной васкуляризации 3. Микрососудистые сети внутри этих конструкций должны быть организованы иерархически , с артериол, капилляров и венул , чтобы обеспечить эффективное кровоснабжение после сращивания на сосудистую систему получателя 4. Поколение таких сетей является одной из ключевых проблем в тканевой инженерии. Для этого, широкий спектр экспериментальных стратегий васкуляризации было введено за последние два десятилетия 5, 6.

Ангиогенные подходы стимулируют прорастание микрососудов реципиентов в сконструированный TISSЕЭС посредством структурной модификации или физико - химической строительных лесов, таких как включение факторов роста 7. Тем не менее, для васкуляризации больших трехмерных конструкций, зависимого от ангиогенеза стратегия заметно ограничена медленными темпами роста развивающихся микрососудов 8.

В противоположность этому , понятие prevascularization стремится к генерации функциональных микрососудистых сетей в пределах ткани конструкций до их имплантации 9. Обычное prevascularization включает совместное культивирование сосудов , образующие клетки, такие как эндотелиальные клетки, Mural клетки или стволовые клетки 10, в пределах каркасов. После образования микрососудистой сети, то prevascularized конструкция может быть затем имплантирована в тканевые дефекты. Стоит отметить, что этот подход prevascularization трудно применять в клинических условиях, так как она основана на сложной и трудоемкой в пробирке </ EM> процедуры, которые ограничены основными регулирующими барьерами 9. Соответственно, все еще существует необходимость в разработке новых стратегий prevascularization, которые более пригодны для широкого клинического применения.

Такая стратегия prevascularization может быть применение полученных из жировой ткани микрососудистых фрагментов (Ad-MVF). ад-MVF представляют собой мощные васкуляризации единицы , которые могут быть собраны в больших количествах из жировой ткани крыс 11, 12 и 13 мышей. Они состоят из артериол, капилляром и венул сегментов сосудов, которые обладают физиологической морфологии микрососудов с просветом и стабилизирующих периваскулярных клеток 14, 15. Эта уникальная функция позволяет сразу же имплантацию рекламы MVF посеяны подмостей в тканевые дефекты без precultivation. Там, объявление-MVF быстро собрать вфункциональные микрососудистые сети. Кроме того, объявления-MVF представляет собой богатый источник мезенхимальных стволовых клеток 16, которые могут дополнительно способствовать их поразительной регенерационной способности. Соответственно, ад-MVF все шире используются в различных областях тканевой инженерии , 14, 15, 17, 18, 19, 20, 21.

Изоляция ад-м.ф. первоначально была создана у крыс 11, 12. Здесь мы опишем протокол, который позволяет стандартизированную изоляцию мышиного ада-м.ф. из придатка жировых. Это может обеспечить более полное представление о молекулярных механизмах, лежащих в основе функции ад-MVF с помощью трансгенных моделей мыши.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры были выполнены в соответствии с Национальным институтом здравоохранения руководящих принципов для использования подопытных животных и следовали институциональные рекомендации (Landesamt für Soziales, Gesundheit унд Verbraucherschutz, Abt. Lebensmittel- унд Veterinärwesen, Zentralstelle, Саарбрюккен, Германия).

1. Подготовка Хирургические инструменты

  1. Хранить готовые к рассечение ножницами, хирургические щипцы, маленькие ножницы подготовка, тонких щипцов и стерильную чашку Петри с модифицированной среде Eagle 15 мл Дульбекко (DMEM, 10% фетальной сыворотки теленка (FCS), 100 ед / мл пенициллина, 0,1 мг / мл стрептомицина ) для уборки придатка жировых отложений.
  2. Expose хирургических инструментов дезинфицирующего раствора в течение 5 мин. В качестве альтернативы, стерилизовать их (стерилизации паром; 121 & deg; С, 20 мин).

2. Животные и анестезиологии

  1. Тщательно выбирайте штамм мышей, как указано для исследования и предмет под следствием.
    Примечание: В данном исследовании мы использовали мужской дикого типа C57BL / 6 мышей в качестве доноров для сбора придатка жира. Представляет интерес, ад-MVF также могут быть выделены из трансгенных зеленого флуоресцентного белка (GFP) -позитивных животных - доноров (C57BL / 6-TG (CAG-EGFP) , 1Osb / J) 22. Это имеет основное преимущество , что фрагменты можно было легко обнаружить с помощью иммуногистохимического окрашивания GFP после имплантации в GFP-негативного мышей дикого типа 14.
  2. Обезболить животных внутрибрюшинной инъекции ксилазина (15 мг / кг) и кетамина (75 мг / кг). Убедитесь в том, что животные глубоко под наркозом, выполняя носок щепотку без ответа. Глаза смазка не указывается в качестве донора животных умерщвляют после жира уборки.
    Примечание: Убедитесь, что обезболивание и хирургическая стерильность находится в согласии с соответствующими руководящими принципами страны и учреждением, где планируются эксперименты.
ле "> 3. Сбор эпидидимальных жировых

  1. Передача животных на операционном столе. Поместите животное в положении лежа на спине под хирургическим стереоскопическим и подтверждает глубокую анестезию с помощью ног крайнего случая.
  2. Зафиксировать лапы пластыря их к хирургической простыне и дезинфицировать живот с дезинфицирующим раствором.
  3. Отделить кожи живота свободное от основной мышечный слой с рассечение ножницами.
  4. Выполните срединную лапаротомию с рассечением ножницами и в боковом направлении разворачиваться закрылки брюшной стенки.
  5. В двусторонний идентификации семенника, придатков и придаток жировой ткани с помощью тонких щипцов (рисунок 1). Не обижайте кишечные структуры для предотвращения фекального загрязнения жировых подушечек.
  6. Урожай придатка жировых подушечек с маленькими ножницами подготовки и тонким пинцетом под стереоскопическим. Держите запас прочности несколько мм между придатком и жиромуменьшить риск случайной уборки придатка.
    Примечание: Эта процедура также может быть выполнена без стереомикроскопа. Однако, это может также увеличить риск случайной травмы придатка и семенных канатиков.
  7. Передача придатка жировых отложений в чашку Петри, содержащую 15 мл DMEM, предварительно нагревают при температуре 37 ° С для транспортировки в лабораторию клеток.
  8. Жертвоприношение животных путем разреза брюшной аорты или цервикальной дислокации.

4. Выделение объявления-м.ф.

  1. Подготовьте три стерильные чашки Петри с 15 мл фосфатно-солевого буфера (PBS), стерильные 14-мл полипропилен (ПП) трубы, стерильную 50-мл колбу Эрленмейера, стерильные 1,5-мл коническую микроцентрифужных пробирки и стерилизовали тонких ножниц.
  2. Вымойте жировые отложения трижды в чашки Петри с 15 мл PBS при ламинарном потоке.
  3. Перенести жир в трубку 14-мл PP. Определить объем заготовленной жировой ткани (в мл) с помощью тон трубка масштаб. Фарш жировой ткани механически с мелкими ножницами, пока не будет получена однородная суспензия ткани.
  4. Передача измельченной ткани с двумя объемами коллагеназы NB4G (0,5 ед / мл PBS) в колбу на 50 мл-Эрленмейера с помощью 10-мл пипетки измерения. Общий объем становится в три раза объем жировой ткани, измеренной на этапе 4.3. Выполните пищеварение ткани в инкубаторе в течение 10 мин при интенсивном перемешивании с помощью автоматизированной мешалки (размера магнитной мешалки: 25 мм) при 37 ° С и увлажненными атмосферными условиями с 5% CO 2.
  5. Заметим, небольшую фракцию (10 мкл) переваренной ткани под микроскопом, чтобы судить, может ли быть остановлен пищеварение. Удостовериться в том, что сброженный содержит в основном «свободный» ад-MVF рядом отдельных клеток, что указывает соответствующую точку , чтобы остановить процесс ферментативного расщепления (рисунок 2).
    Примечание: Этот шаг требует опыта с процедурой и имеет решающее значение для качестваизолированных ад-MVF. Продолжительные жира результаты пищеварения в виде одной клеточной суспензии без ад-м.ф..
  6. Нейтрализовать фермент с двумя объемами PBS / 20% FCS. Общий объем становится в три раза объем суспензии клеток сосудов на этапе 4.4. Передача суспензии клеток сосудов обратно в новые полипропиленовые пробирки.
  7. Инкубируйте суспензии в течение 5 мин при 37 ° C, чтобы отделить ад-MVF от оставшегося жира под действием силы тяжести. Затем осторожно удалить основной жир супернатант с точностью пипеткой 1 мл. Повторите этот цикл несколько раз с точностью пипетки 100 мкл, пока суспензия не кажется, обезжиренный.
  8. Поместите фильтр на 500 мкм на вершине 50-мл конической центрифужной пробирки. Передача суспензии клеток сосудов с измерительной пипеткой 10 мл из 14-мл полипропиленовых пробирок на мембрану фильтра, чтобы удалить остатки жира сгустки. Передача фильтрованной суспензии в новые пробирки 14 мл ПП в соответствии с количеством индивидуального рекламным-м.ф. изолирует для запланированных экспериментов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: в ВИТРO анализы с упором на формировании микрососудистой сети, могут быть полезными для дальнейшей очистки суспензии клеток сосудов для улучшения качества изображения во время микроскопических анализов. Для этого, суспензия может быть дополнительно фильтруют один раз с фильтром 20 мкм, чтобы удалить отдельные клетки из ад-м.ф., собранных на фильтре.
  9. Центрифуга суспензии клеток сосудов (600 XG, 5 мин, при комнатной температуре), чтобы получить осадок, содержащий ад-MVF.
  10. После центрифугирования, удалить супернатант до 1 мл не осталось. Ресуспендирует осадок с ад-м.ф. в этом 1 мл и переносят суспензию в 1,5-мл конической центрифужной пробирки.
  11. Центрифуга суспензии ад-MVF в микроцентрифужных трубки (600 XG, 5 мин), чтобы получить осадок.
  12. Удалить супернатант, чтобы ресуспендируют осадок в требуемом конечном объеме PBS / 20% FCS.
    Примечание: Количество объявлений-м.ф. на изолята может быть оценено с помощью микроскопического подсчета. Для этой цели, 1/10 конечной клеточной Vesseл суспензию разбавляют в соотношении 1:10 в PBS и 100 мкл этого раствора переносят в лунку 96-луночного планшета. Весь количество ад-м.ф. демонстрируя сосуд-подобную морфологию затем подсчитывали и экстраполированы на всю изолята. Требуемая концентрация и очистка ад-MVF может быть адаптирована к соответствующему в пробирке или в естественных условиях применения ад-м.ф.. Это может включать вложение ад-м.ф. в коллагеновых гелях для анализа в пробирке формирования микрососудистой сети или высева ад-м.ф. на каркасы для имплантации в естественных условиях в тканевые дефекты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В настоящем исследовании мы провели шесть процедур изоляции ад-MVF с жировой ткани от 7- до 12-месячного мужчины дикого типа C57BL 6 мышей (средний вес тела: 35 ± 1 г) /. На рисунке 1 показана заготовка мышиных придатка жировых с последующей механической и ферментативной изоляцией ад-MVF. Время, необходимое для сбора жира составляло 30 мин, а для изоляции ад-м.ф. составляло 120 мин. В целом, процедура заняла 150 мин.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании мы представляем устоявшийся протокол для выделения ад-м.ф.. Получение ад-MVF из мышиной жировой ткани является простой процедурой с нескольких важных шагов. Мыши проявляют различные подкожные и внутрибрюшные жировые отложения. Как было описано выше для крыс, наиболее подходящий источник жира для изоляции ад-м.ф. являются придатка жира колодки из - за их размеров, однородной структуры и минимального загрязнения с крупными кровеносными сосудами 11, 1...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарны за отличную техническую помощь Джанин Беккера, Кэролайн Бикельманн и Рут Никелс. Это исследование финансировалось за счет гранта Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG - Немецкий фонд исследований) - LA 2682 / 7-1.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Коническая микроцентрифужная трубка объемом 1,5 млVWR, Kelsterbach, Германия700-5239
100-&микро; Прецизионный дозаторL Eppendorf, Гамбург, Германия4920000059
измерительный дозатор объемом 10 млCostar, Corning Inc., Нью-Йорк, США4488
пробирки из полипропилена объемом 14 млGreiner bio-one, Фрикенхаузен, Германия187261
прецизионный дозатор объемом 1 млEppendorf, Гамбург, Германия4920000083
500-&микро; m фильтр (pluriStrainer 500 &; m)HISS Diagnostics, Фрайбург, Германия43-50500-03
50-мл коническая центрифужная трубкаGreiner bio-one, Фрикенхаузен, Германия227261
50-мл колба ЭрленмейераVWR, Кельстербах, Германия214-0211
96-луночный планшетGreiner bio-one, Фрикенхаузен, Германия65518
раствор для отсоединения клеток (Accutase)eBioscience, Сан-Диего, Калифорния США00-4555-56
C57BL/6 мышейCharles River, Кельн, Германия027
C57BL/6-Tg(CAG-EGFP)1Osb/J мышейThe Jackson Laboratory, Bar Harbor, США 003291
CD117-FITCBD Biosciences, Гейдельберг, Германия553373
CD31-PEBD Biosciences, Гейдельберг, Германия553354
Коллагеназа NB4G Serva Electrophoresis GmbH, Гейдельберг, Германия17465.02Партия проверена производителем на ферментативную активность
Ножницы для рассеченияBraun Aesculap AG & CoKG, Мельзунген, ГерманияBC 601
ДНК-связывающий краситель (бисбензимид H33342)Sigma-Aldrich, Тауфкирхен, ГерманияB2261
модифицированная среда Dulbecco's Eagle (DMEM) PAN Biotech, Рикенбах, ГерманияP04-03600
Фетальная сыворотка теленка (FCS)Biochrom GmbH, Берлин,Германия S0615
Тонкие щипцыS& T AG, Нойхаузен, ШвейцарияFRS-15 RM-8
Тонкие ножницыWorld Precision Instrumets, Сарасота, Флорида, США503261
Кожный заменитель кожи (Integra)Integra Life Sciences, Sain Priest, Франция62021
Кетамин Serumwerk Bernburg AG, Бернбург, Германия7005294
M-IgG2akAL488   eBioscience, Сан-Диего, Калифорния США53-4724-80
Октенидерм (дезинфицирующий раствор)Schü lke & Mayer, Norderstedt, Германия118211
Penicillin/StreptomycinBiochrom, Берлин, ГерманияA2213
Чашка ПетриGreiner bio-one, Frickenhausen, Германия664160
Фосфатно-солевой буфер (PBS)Lonza Group, Базель, Швейцария17-516F
pluriStrainer 20-µ м (20 & микро; m filter)HISS Diagnostics, Фрайбург, Германия43-50020-03
Rat-IgG2akFITCBD Biosciences, Гейдельберг, Германия553988
Rat-IgG2akPEBD Biosciences, Гейдельберг, Германия553930
Малые ножницы для приготовленияS& T AG, Нойхаузен, ШвейцарияSDC-15 R-8S
Хирургические щипцыBraun Aesculap AG & CoKG, Мельзунген, ГерманияBD510R
Лента (Heftpflaster Seide) 1,25 смFink & Walter GmbH, Мехвайлер, Германия1671801
Xylazine Bayer Vital GmbH, Леверкузен, Германия1320422
α-SMA-AL488eBioscience, Сан-Диего, КалифорнияСША 53-9760-82Для внутриклеточного мечения дополнительно требуется Cytofix/Cytoperm (BD Biosciences, Гейдельберг, Германия; #554722)

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Langer, R. A decade of progress in tissue engineering. Nat Protoc. 11 (10), 1775-1781 (2016).
  3. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  4. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  5. Laschke, M. W., Menger, M. D. Vascularization in tissue engineering: angiogenesis versus inosculation. Eur Surg Res. 48 (2), 85-92 (2012).
  6. Sarker, M., Chen, X. B., Schreyer, D. J. Experimental approaches to vascularisation within tissue engineering constructs. J Biomater Sci Polym Ed. 26 (12), 683-734 (2015).
  7. Frueh, F. S., Menger, M. D., Lindenblatt, N., Giovanoli, P., Laschke, M. W. Current and emerging vascularization strategies in skin tissue engineering. Crit Rev Biotechnol. 20, 1-13 (2016).
  8. Utzinger, U., Baggett, B., Weiss, J. A., Hoying, J. B., Edgar, L. T. Large-scale time series microscopy of neovessel growth during angiogenesis. Angiogenesis. 18 (3), 219-232 (2015).
  9. Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. 34 (2), 112-121 (2016).
  10. Baiguera, S., Ribatti, D. Endothelialization approaches for viable engineered tissues. Angiogenesis. 16 (1), 1-14 (2013).
  11. Wagner, R. C., Kreiner, P., Barrnett, R. J., Bitensky, M. W. Biochemical characterization and cytochemical localization of a catecholamine-sensitive adenylate cyclase in isolated capillary endothelium. Proc Natl Acad Sci U S A. 69 (11), 3175-3179 (1972).
  12. Wagner, R. C., Matthews, M. A. The isolation and culture of capillary endothelium from epididymal fat. Microvasc Res. 10 (3), 286-297 (1975).
  13. Laschke, M. W., Menger, M. D. Adipose tissue-derived microvascular fragments: natural vascularization units for regenerative medicine. Trends Biotechnol. 33 (8), 442-448 (2015).
  14. Laschke, M. W., et al. Vascularisation of porous scaffolds is improved by incorporation of adipose tissue-derived microvascular fragments. Eur Cell Mater. 24, 266-277 (2012).
  15. Frueh, F. S., et al. Adipose tissue-derived microvascular fragments improve vascularization, lymphangiogenesis and integration of dermal skin substitutes. J Invest Dermatol. 137 (1), 217-227 (2017).
  16. McDaniel, J. S., Pilia, M., Ward, C. L., Pollot, B. E., Rathbone, C. R. Characterization and multilineage potential of cells derived from isolated microvascular fragments. J Surg Res. 192 (1), 214-222 (2014).
  17. Nakano, M., et al. Effect of autotransplantation of microvessel fragments on experimental random-pattern flaps in the rat. Eur Surg Res. 30 (3), 149-160 (1998).
  18. Nakano, M., et al. Successful autotransplantation of microvessel fragments into the rat heart. Eur Surg Res. 31 (3), 240-248 (1999).
  19. Shepherd, B. R., Hoying, J. B., Williams, S. K. Microvascular transplantation after acute myocardial infarction. Tissue Eng. 13 (12), 2871-2879 (2007).
  20. Pilia, M., et al. Transplantation and perfusion of microvascular fragments in a rodent model of volumetric muscle loss injury. Eur Cell Mater. 28, 11-23 (2014).
  21. Laschke, M. W., et al. Adipose tissue-derived microvascular fragments from aged donors exhibit an impaired vascularisation capacity. Eur Cell Mater. 28, 287-298 (2015).
  22. Okabe, M., Ikawa, M., Kominami, K., Nakanishi, T., Nishimune, Y. 'Green mice' as a source of ubiquitous green cells. FEBS Lett. 407 (3), 313-319 (1997).
  23. Honek, J., et al. Modulation of age-related insulin sensitivity by VEGF-dependent vascular plasticity in adipose tissues. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (41), 14906-14911 (2014).
  24. Cho, C. H., et al. Angiogenic role of LYVE-1-positive macrophages in adipose tissue. Circ Res. 100 (4), e47-e57 (2007).
  25. Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. Adipose-Derived Stromal Vascular Fraction Cells: Update on Clinical Utility and Efficacy. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 25 (2), 145-152 (2015).
  26. Chen, Y. J., et al. Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues. J Vis Exp. (109), e53886(2016).
  27. Guillaume-Jugnot, P., et al. Autologous adipose-derived stromal vascular fraction in patients with systemic sclerosis: 12-month follow-up. Rheumatology (Oxford). 55 (2), 301-306 (2016).
  28. Tissiani, L. A., Alonso, N. A Prospective and Controlled Clinical Trial on Stromal Vascular Fraction Enriched Fat Grafts in Secondary Breast Reconstruction. Stem Cells Int. , 2636454(2016).
  29. Calcagni, M., et al. The novel treatment of SVF-enriched fat grafting for painful end-neuromas of superficial radial nerve. Microsurgery. , (2016).
  30. Hoying, J. B., Boswell, C. A., Williams, S. K. Angiogenic potential of microvessel fragments established in three-dimensional collagen gels. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 32 (7), 409-419 (1996).
  31. Kirkpatrick, N. D., Andreou, S., Hoying, J. B., Utzinger, U. Live imaging of collagen remodeling during angiogenesis. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (6), H3198-H3206 (2007).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

CD31

Похожие статьи