Method Article

Полу автоматизированное продольной Microcomputed томография-основе количественных структурный анализ связанных остеопороза позвоночника переломов модель Обнаженная крыса

DOI:

10.3791/55928

⸱

September 28th, 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Skeletal Biotech Laboratory, Hebrew University-Hadassah Faculty of Dental Medicine, 2Department of Surgery, Cedars-Sinai Medical Center, 3Board of Governors Regenerative Medicine Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 4Biomedical Imaging Research Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 5Department of Orthopedics, Cedars-Sinai Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Цель настоящего Протокола заключается в создавать обнаженной крыса связанных остеопороза позвоночника сжатия перелом модель, которая может быть продольно оцененные в естественных условиях с помощью полу автоматизированное microcomputed томография основе количественных структурного анализа.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Остеопороз связанных позвоночного компрессионных переломов (OVCFs) являются общие и клинически неудовлетворенные потребности с увеличением распространенности по мере старения населения мира. Животные модели OVCF имеют важное значение для доклинической разработки стратегий инженерных трансляционная ткани. Хотя в настоящее время существуют ряд моделей, этот протокол описывает оптимизированный метод для стимулирования несколько высокую воспроизводимость позвоночного дефекты в единый обнаженной крыса. Роман продольных полу автоматизированное microcomputed томография (µCT)-на основе количественных структурный анализ дефектов позвоночника также подробно. Кратко крысы были записи образа на несколько пунктов послеоперационное время. День 1 сканирования была переориентирована на стандартное положение, и стандартный объем интерес был определен. Последующие µCT сканирование каждого крысы были автоматически регистрируется для сканирования 1 день так же объем интерес был затем анализируется для оценки формирования новой кости. Этот универсальный подход может быть адаптирована к целый ряд других моделей, где продольного анализа на основе изображений могут воспользоваться точных 3D полу автоматизированное выравнивание. Взятые вместе, этот протокол описывает легко поддающихся количественному измерению и легко воспроизводимые системы для исследований остеопороза и кости. Предлагаемый протокол занимает 4 месяцев, чтобы побудить остеопороза в ню ovariectomized крыс и между 2.7 и 4 h, чтобы генерировать, изображение и проанализировать два позвонка дефектов, в зависимости от размера ткани и оборудования.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Более 200 миллионов человек во всем мире страдают от остеопороза1. Лежащие в основе патологического снижение минеральной плотности костной ткани (BMD) и микроархитектуры кости измененных увеличения хрупкости костей и, соответственно, относительный риск переломов2. Остеопороз является настолько распространенным и вредно для здоровья, что ВОЗ определила его основных проблем здравоохранения. Кроме того как население мира ожидается возраста, остеопороз ожидается стать еще более распространенным.

Остеопорозом позвоночного компрессионных переломов являются наиболее распространенными хрупкости переломов, оценивается в более чем 750 000 в год в США. Они связаны с значительным заболеваемости и как много как девять раз выше смертности3. В клинических испытаниях в настоящее время доступны хирургических вмешательствах, например Вертебропластика и кифопластика, оказались не более эффективными, чем Шам лечения4,5, оставляя только боль управления доступны для этих пациентов. Поскольку текущий OVCF лечения ограничены, необходимо разработать модель животных, которые можно реплицировать в расстройство6,,78. Такие животные модели может облегчить расследование текущих методов лечения и развития Роман терапии, которые будут переводить в клиническую практику. Остеопороз индуцированных и выдержаны в модели животных через администрацию диеты низкий кальция (LCD) в сочетании с овариоэктомии1,9,10,11, 12 , 13 , 14 , 15. для дальнейшего моделирования костной потери, связанные с OVCFs, дефекты позвоночной кости были созданы в остеопорозом иммунокомпетентных крыс 16,,1718,19, 20,-21,-22,-23,-24. В этой работе представлена модель ослабленным крысы с лепной остеопороза позвоночника дефекта. Этот роман модель может использоваться для оценки на основе ячеек терапии с участием стволовые клетки, полученные из различных источников и видов для ремонта сложных переломов, например OVCFs.

Кость изображений является важной частью оценки переломов и костных заболеваний. Для точной оценки структурных костных изменений и стратегии регенерации25были разработаны передовые методы обработки изображений. Среди них µCT изображений появился как неинвазивный, easy-to-use и недорогой метод, который обеспечивает 3D изображения с высоким разрешением. µCT изображений имеет ряд преимуществ над других методов оценки больных остеопорозом, как это предлагает, с высоким разрешением 3D кости микроархитектуры26 , которые затем могут быть количественно проанализированы. Последний может затем использоваться для сравнения терапевтического воздействия предлагаемого лечения. Действительно в естественных условиях µCT изображений является золотым стандартом для позвоночных дефекта регенерации мониторинг1,16,27. Однако несколько публикаций28,29,,3031 использовали автоматизированная регистрация инструменты для сведения к минимуму пользователя зависимость, интерполяции предвзятости и точности ошибка µCT анализ на основе изображений. Недавно мы были первыми, чтобы использовать процедуру регистрации для улучшения анализа костной регенерации в стандартизированных кости недействительным, как описано в этом протоколе32 .

Метод, описанный здесь может использоваться для изучения влияния Роман клеточной терапии для OVCFs, презрев принимающей ответов Т-клеток, которые могут отклонить культивированная или аллогенных клеток. Остеопороз, индуцированной в молодых крыс через овариоэктомии (OVX) и 4 месяца ЖК. Молодой возраст крыс OVX, в сочетании с LCD допускается, нам достичь низкой пика костной массы, подражая постменопаузальный остеопороз, ведущих к необратимым костной потери. Это может быть частично объясняется тот факт, что во время LCD и около 3 месяцев, крысы переход от моделирования к реконструкции кости фазы в поясничных позвонков33, тем самым увеличивая вероятность сохранения остеопороза время. С помощью молодых животных делает эту модель более экономически эффективным, как они стоят меньше. Тем не менее он ограничен по своей сути не учета биологических изменений в старения животного.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

под протоколом, утвержденным на институциональный уход животных и использование Комитет (IACUC) от Медицинский центр Седарс-Синай (протокол № 3609) были выполнены все эксперименты на животных. Анестезии вводили для всех изображений и хирургических процедур. Все животные были размещены в соответствии с утвержденным протоколы IACUC.

Примечание: экспериментальный дизайн настоящего Протокола показано на рисунке 1. Приобрести 6 week-old крыс с их яичники хирургически удалены и кормить их ЖК, состоящую из кальция и 0,77% фосфата 0,01%. По истечении 4 месяцев ЖК сверлите дефектом позвоночника критического размера в четвертом и пятом поясничных позвонков (L4-L5). После операции изображение крысы на 1 день и через недели 2, 4, 8 и 12 после создания дефекта. Найдите поля дефекта на 1 день сканирования, переориентировать на стандартное положение и определить цилиндрический объем интерес (VOI). Автоматически Зарегистрируйте сканирование последующих µCT каждого крысы стандартное положение, определенных для соответствующего сканирования 1 день (т.е., 2, 4, 8 и 12 недель). Примените день 1 предварительно VOI зарегистрированных сканирования. Оценить объем плотность костей и насыпная плотность VOIs.

1. индукция остеопороза

  1. положить 6 week-old Атинические ovariectomized крысы на 4 месяца ЖК, состоящий из фосфата 0,01% кальция и 0,77%.
  2. Переключатель назад к нормальной диете.
    Примечание: Эти крысы будет именоваться " остеопорозом крысы " далее.

2. Позвонков модели дефект

Примечание: время является 40-50 мин на животное.

  1. Автоклав все хирургические инструменты перед хирургии.
  2. В случае несколько операций, все хирургические инструменты стерилизуют.
    1. Мыть инструменты и поместите их в ванну sonicator за 5 минут поместить их в наборе стерилизатор горячей шарик до 250 ° C для 20 s. разрешить инструменты, чтобы остыть в течение 5 мин.
  3. Анестезии побудить.
    1. Место остеопорозом крыса в зале индукции придает анестезия машины с центральной системой очистки. Вызвать обезболивание с помощью 5% изофлюрановая в 100% кислорода и поддерживать через носовой конус на 2-3% изофлюрановая. Используйте мазь ветеринар на глазах для предотвращения сухости под наркозом.
    2. Применять мыс щепотка стимул для обеспечения надлежащего плоскости анестезии. Если ответа не замечено, инициировать процедуру.
  4. Место наркотизированных крыс в спинной recumbency на грелку (37 ° C) и растянуть конечностей с использованием магнитных фиксаторов Ретракция системы ( рис. 2A).
    Примечание: Температура грелки имеет важное значение для профилактики гипотермии, поскольку наркотизированных крыс не в состоянии регулировать свою температуру тела.
  5. Бритья области живота, с использованием электробритвы. Тампон он с на основе йода антисептиком и хлоргексидин глюконат 0,5% следуют 70% этанол.
  6. Придать крыс с carprofen (5 мг/кг веса тела (BW), подкожно (SQ)) перед началом хирургической процедуры.
  7. Позволяет вырезать кожу стерильным скальпель. Начать разрез 1 см ниже мечевидного отростка и прорваться через срединной (~ 5-8 см) ( рис. 2B).
  8. Использовать Ножницы хирургические надрезать апоневроза через linea alba для доступа к брюшной полости ( рис. 2 c).
  9. Предоставляют брюшной полости с помощью ретракторы ( Рисунок 2D).
  10. Отвлечь кишечника справа крысы, чтобы разоблачить брюшной аорты и левой почки ( Рисунок 2E). Ощупывайте поясничного отдела позвоночника, прежде чем приступать к разоблачить его. Чтобы избежать обезвоживания, используйте стерильные пропитанной сеток с стерильным физиологическим раствором обернуть внутренних органов.
  11. Использования thermocautery подвергать в слои передней аспект поясничных позвонков L4-5 и изолировать их от окружающих соединительной ткани и мышцы ( Рисунок 2F -G).
    Примечание: Thermocautery следует использовать для остановки кровотечения во время диссекции.
  12. Использовать стерильные ватный тампон, пропитанный стерильного физиологического раствора для удаления крови и остаточной ткани из L4 позвонков. Используйте стерильные трепаном дрель Бур (~ 2 мм в диаметре) для сверления 5 мм глубокий кости дефект в центре подвергаются anterior аспект тела позвонка (рисунок 2 H-I).
    Примечание: Приложите минимальное давление на детализацию только вентральной коры и базовой Трабекулярная кость; Избегайте бурения через спинной коры. Обратите внимание, что позвонки остеопорозом крыс очень хрупкие. Используйте ватный тампон, очистить дефекта и применить давление, чтобы остановить кровотечение, если он присутствует.
  13. Повторите шаг 2.11 на L5 позвонок для создания в общей сложности 2 дефектов на крыса ( Рисунок 2J).
  14. Вернуться брюшной полости кишечника.
  15. Использовать Викрил синтетические рассасывающиеся хирургические шовные (3-0 Викрил неокрашенные 27 " SH конусом) в непрерывной шаблон шовные апоневроза ( рис. 2 K).
  16. Закройте кожи, с использованием 4-0 Леска капроновая не рассасывающиеся шовные в простой Прерванный шаблон ( рис. 2 L).
  17. Применить 100 мкл кожи клей на вершине кожи швами и между ними, чтобы обеспечить полное закрытие кожи.
  18. Придать Крыса с теплой (37 ° C) лактат Рингера ' раствор (1CC/100 g BW, SQ) s для предотвращения переохлаждения и обезвоживания.
  19. Придать Крыса с бупренорфин (0,5 мг/кг массы тела, кв) до операции и каждые 8-12 h для послеоперационное обезболивание при необходимости.
  20. Не оставляйте животное без присмотра до тех пор, пока он сознание достаточно для поддержания грудной recumbency. Кроме того, не возвращают животное, которое претерпел хирургии в компании других животных до тех пор, пока он полностью выздоровел.
  21. После того, как животное восстановился на грелке, вернуть его к своей клетке.
    Примечание: Дом крысы индивидуально (т.е., в отдельных клетках) для предотвращения увечий крыса крыса швы и ранение.
  22. Место Чоу, замачивают в воде в чашке Петри на дне клетки за несколько дней после операции помочь крысы достичь продовольственной.
  23. Управление carprofen (5 мг/кг массы тела, SQ) 24 ч после операции боли каждые 24 ч, при необходимости.
  24. Удаление кожи швами, в то время как животное составляет менее 2% изофлюрановая анестезии 10-14 дней после операции.

3. MicroCT сканирование

Примечание: время является 30-40 мин на животное.

  1. На следующий день после хирургической процедуры, место остеопорозом крыса в зале индукции, подключенных к машине анестезии с центральной системой очистки. Вызвать обезболивание с помощью 5% изофлюрановая в 100% кислорода и поддерживать через носовой конус на 2-3% изофлюрановая.
  2. Сканирования крысы с использованием сканера µCT в естественных условиях. Повторить сканирование для продольного анализа костной регенерации.
    Примечание: Убедитесь, что все животные проверяются с теми же параметрами (т.е. энергии рентгеновского, сканирование среднего, интенсивности, voxel размер и разрешение изображения) и в similaориентация r. Например: рентген энергетического, 55 КВП; ток, 145 МКА; Voxel размер, 35 мкм; шагом, 115 мкм; и время интеграции, 200 мс; с образцами в PBS. Обратитесь к Bouxtein и др. 34 для дальнейшего разъяснения и соображений, связанных с грызунов µCT сканирования для оценки микроструктуры кости. В идеале максимально возможное разрешение сканирования будет использоваться для всех проверок; Однако более высоким разрешением сканирования требуют больше времени приобретения, создания больших наборов данных и подвергать животных более ионизирующего излучения. Последний может вызвать нежелательные эффекты, включая снижение переломов исцеления. Таким образом, следует тщательно рассмотреть компромисс между дополнительных данных и время сканирования.

4. Позвонка разделение

Примечание: время является 20-30 мин на сэмпл.

  1. Контур позвонка интерес, как показано на рисунке 3A-I. Убедитесь в том включить все части позвонка исключая частей, которые принадлежат к смежных позвонков.
    1. Нажмите на " µCT оценки программы " и выберите образец в меню.
    2. Контур каждый фрагмент с помощью мыши.
    3. Использования " Z " бар, чтобы перейти к следующему фрагменту.
  2. Сохранить контуры позвонков как отдельный файл ( Рисунок 3J -K), нажав на " файл " → " GOBJ сохранить " каждые несколько ломтиков.

5. Определение VOI для продольной количественной оценки

Примечание: следующие шаги зависят ли сканирование от 1 дня после операции (ссылка позвонка) или от последующее время очков ( Целевая позвонков).

  1. Ссылка позвонке.
    Примечание: Время является 20-30 мин на сэмпл.
    1. Для Z-вращение, измерить угол поля, используя XY-фрагмента от центра дефекта ( рис. 4A -B).
      1. В плоскости Z, перейдите к области позвонка где дефект является наиболее ясно и экран захвата позвонка.
      2. В презентации программного обеспечения, подготовить объект прямоугольной формы, который будет вписываться в дефект.
      3. Повернуть изображение позвонка, таким образом, что дефект смотрело вверх и дефект поля параллельны сторонам прямоугольника.
      4. Измерить угол поворота (щелкните правой кнопкой мыши на изображении → " формат рисунка " → " размер ").
      5. Использовать измеренных угол поворота позвонков ( рис. 4 c).
        1. Открыть новое окно DECterm (" менеджер сессий " → " применения " → " DECterm ").
        2. Запуск " ipl ":
        3. Ipl > turn3d
        4. -ввода [в] >
        5. -Выход [out] >
        6. -turnaxis_angles [0,000 90.000 90.000] > 90 90 0
        7. -turnangle [0,000] > измеренные угол
        8. -img_interpol_option [1] >
    2. Для X-вращение, измерить угол поля, используя YZ-фрагмента от центра дефекта ( рис. 4 d -E). Используйте измеренных угол поворота позвонка ( Рисунок 4F).
      1. Нажмите на " YZ " в " uCT оценки программы " и повторите шаги 5.1.1.1-5.1.1.5.2.
      2. Ipl > isq
      3. -aim_name [в] >
      4. -isq_filename [default_file_name] > вставить ISQ Каталог файлов (например, " DK0: [MICROCT. ДАННЫХ. ГАЗИТ. MAXIM.80.DAY1]Z2102970. ISQ ")
      5. -pos [0 0 0] >
      6. -тусклым [-1-1 -1] >
    3. флип повернутый позвонка, изменив XY-плоскость ZX-плоскости.
      1. Открыть новое окно DECterm (" менеджер сессий " → " применения " → " DECterm ").
      2. Запуск " ipl ":
      3. Ipl > флип
      4. -ввода [в] >,
      5. -ввода [out] > out2
      6. -new_xydir [yz] > zx
    4. Определить VOI.
      1. Рисования круговой контур дефекта с помощью фрагмента от центра дефекта, выбрав значок круговой контур в " uCT оценки программы " ( рис. 6A). Копию, контур и вставить его на все фрагменты в дефекта ( рис. 6B).
        Примечание: Поскольку все дефекты были созданы с использованием той же процедуры, анализировать одинаковое количество фрагментов и, впоследствии, общий объем (ТВ) для всех образцов.
  2. Целевой позвонке.
    Примечание: Время является 10-20 мин на сэмпл.
    1. Нагрузки DICOM файлов как целевой, так и позвонков ссылку в главном окне программного обеспечения для анализа изображения.
      Примечание: Чтобы избежать изменения значений градации серого, определить же выходной тип данных исходных файлов DICOM в меню загрузки.
    2. Регистр к ссылке на позвонке.
      1. Запуска " 3-D Voxel регистрации " модуль и ввода ссылки позвонка как " база тома " и целевой позвонка как " матч тома. " нажмите " зарегистрировать " зарегистрировать позвонков ( Рисунок 5).
    3. Сохранить зарегистрированный файл, используя те же данные типа и импортировать его в среде µCT.
    4. Применять VOI.
      1. Применить VOI определен для ведения позвонка до позвонка зарегистрированных целевых, нажав " uCT оценки программы " → " файл " → " GOBJ нагрузки " и выбрав ранее созданные GOBJ. Проверьте, что дефектов и VOI концентрических.

6. Анализ MicroCT

Примечание: время является 10-20 мин на сэмпл.

  1. Отправить VOI для оценки с помощью программы оценки µCT ( рис. 6).
    Примечание: Не забудьте использовать те же параметры при анализе всех VOIs. Убедитесь, что порог установлена достаточно высоко, чтобы опустить фоновый шум с минимальной потерей кости. Если используется рентгеноконтрастных биоматериал, ряд стратегий может использоваться для анализа формирования костей. Если есть разница в плотности между биоматериала и костной ткани, биоматериал может дробиться из 36 35 ,. В противном случае, следователи могут качественно оценить различия в формировании костной ткани между экспериментальной группами.

7. Эвтаназия

  1. PPlace остеопорозом крыса в зале индукции придает анестезия машины. Вызвать обезболивание с помощью изофлюрановая 5% 100% кислорода в.
  2. Поддержания анестезии через носовой конус и выполнять эвтаназии на промо грудной полости для получения двусторонней пневмоторакс 37.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Используя этот протокол, можно изображения и количественно регенерации n = 8 моделируется остеопорозом дефектов позвоночника через разные временные точки. Анатомический матч, полученные путем процедуры регистрации позволяет для анализа же VOI во всех точках времени. Это приводит к весьма точные продольные 3D histomorphometric анализа, даже когда поля исходного дефекта больше не распознаются. Мы использовали пять очков время (день 1, 2 неделя, неделя 4, неделя 8 и 12 недели) в качестве при...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Остеопороз является наиболее распространенной причиной позвоночного компрессионных переломов, вызванных повышенной нагрузки на позвоночник и, в результате распада тела позвонка. Однако это практически невозможно для получения травмы в грызун, которое достоверно повторяет аналогичные позвоночного краха. Вместо этого исследователи создать цилиндрические пустоты в центре тела позвонка, чтобы имитировать OVCFs16,,1718,

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грант от Калифорнийского института регенеративной медицины (CIRM) (TR2-01780).

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Исследования была поддержана грантом от Калифорнийского института для регенеративной медицины (CIRM) (TR2-01780).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
ИзофлуранMWI Animal Health, Пасадена, Калифорния501017
BetadineSolutionMWI Animal Health, Пасадена, Калифорния4677
Хлоргексидина глюконат 2% скрабMWI Animal Health, Пасадена, Калифорния510083
Изопропиловый спирт 70% литраMWI Animal Health, Пасадена, Калифорния501044
карпрофенMWI Animal Health, Пасадена, Калифорния26357
Бупренорфин 0,3 мг/млMWI Animal Health, Пасадена, Калифорния56163
Овариэктомизированные атимические обнаженные крысыHarlan Laboratories, Индианаполис, Индианаполис, Индианаполис, ИндианаHsd:RH-Foxn1 рну
Пища с низким содержанием кальцияNewco Distributors, Inc., CA1814948 (5AV8 AIN-93M с низким содержанием кальция)
Фосфатный буферный физиологический растворLife Technologies Corporation
Аппарат для анестезии DermabondJ AND J ETHICONDHVM12
Индукционные камеры
ProStationPatterson Scientific
89101
Магнитная система втягивания фиксатораFine Science Tools, Inc., CA18200-50
Ножницы для препарирования, 10 см, изогнутые, SSWorld Precision Instruments, FL14394
Ножницы с диафрагмой, 11,5 см, 45 градусов; Угловой, зубчатый, Острый/ОстрыйМировые прецизионные инструменты, FL503225
щипцы, No 5Мировые прецизионные инструменты, FL555048FT
Микромоскитные гемостатические щипцыWorld Precision Instruments, FL503360
Стерильная ватная марляMedtronic, МИННЕАПОЛИС, MN9024
Абсорбционные копья - монтированные/стерильныеFine Science Инструменты, CA18105-01
Шприц, 1 млTERUMO TERUMO MEDSS-01T
Игла, 25 калибрBD MED SYS INJECTION SYS
Колпак ламинарного потокаBakerSterilGARD e3-Class II Type A2 Шкаф
ТермоприжиганиеWorld Precision Instruments, FL501292
Микродрель OmniDrill115/230VWorld Precision Instruments, FL503598
Трепаны для микродрелила, диаметр 2 ммFine Science Tools, CA18004-20
3-0 Викрил неокрашенный 27" SH конусJ И J ETHICON1663G
4-0 Ethilon черный 18" PC3 обычная резкаJ И J ETHICON1954G
Conebeam in vivo microCT (vivaCT 40)Scanco MedicalvivaCT 40
Программное обеспечение для медицинских микрокомпьютерных системScanco MedicalvivaCT 40
Analyze программное обеспечениеBiomedical Imaging, клиника Майо, Рочестер, MNAnalyze 12Программное обеспечение для анализа изображений
Ветеринарная глазная мазь
14190250 Patterson Scientific TEC 3EX Slide Top Рабочая станция с подогревом Patterson Scientific 78917833 Хирургическая простыня 78914731 HALYARD HEALTH INC 305127 биобезопасности

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, M. L., Massie, J., Perry, A., Garfin, S. R., Kim, C. W. A rat osteoporotic spine model for the evaluation of bioresorbable bone cements. Spine J. 7 (4), 466-474 (2007).
  2. Consensus development conference: prophylaxis and treatment of osteoporosis. Am J Med. 90 (1), 107-110 (1991).
  3. Center, J. R., Nguyen, T. V., Schneider, D., Sambrook, P. N., Eisman, J. A. Mortality after all major types of osteoporotic fracture in men and women: an observational study. Lancet. 353 (9156), 878-882 (1999).
  4. Buchbinder, R., et al. A randomized trial of vertebroplasty for painful osteoporotic vertebral fractures. N Engl J Med. 361 (6), 557-568 (2009).
  5. Kallmes, D. F., et al. A randomized trial of vertebroplasty for osteoporotic spinal fractures. N Engl J Med. 361 (6), 569-579 (2009).
  6. Kado, D. M., et al. Vertebral fractures and mortality in older women: a prospective study. Study of Osteoporotic Fractures Research Group. Arch Intern Med. 159 (11), 1215-1220 (1999).
  7. Silverman, S. L. The clinical consequences of vertebral compression fracture. Bone. 13, Suppl 2. S27-S31 (1992).
  8. Ross, P. D. Clinical consequences of vertebral fractures. Am J Med. 103 (2A), 30S-43S (1997).
  9. Saito, T., Kin, Y., Koshino, T. Osteogenic response of hydroxyapatite cement implanted into the femur of rats with experimentally induced osteoporosis. Biomaterials. 23 (13), 2711-2716 (2002).
  10. Koshihara, M., Masuyama, R., Uehara, M., Suzuki, K. Effect of dietary calcium: Phosphorus ratio on bone mineralization and intestinal calcium absorption in ovariectomized rats. Biofactors. 22 (1-4), 39-42 (2004).
  11. Martin-Monge, E., et al. Validation of an osteoporotic animal model for dental implant analyses: an in vivo densitometric study in rabbits. Int J Oral Maxillofac Implants. 26 (4), 725-730 (2011).
  12. Agata, U., et al. The effect of different amounts of calcium intake on bone metabolism and arterial calcification in ovariectomized rats. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo). 59 (1), 29-36 (2013).
  13. Govindarajan, P., et al. Bone matrix, cellularity, and structural changes in a rat model with high-turnover osteoporosis induced by combined ovariectomy and a multiple-deficient diet. Am J Pathol. 184 (3), 765-777 (2014).
  14. Govindarajan, P., et al. Implications of combined ovariectomy/multi-deficiency diet on rat bone with age-related variation in bone parameters and bone loss at multiple skeletal sites by DEXA. Med Sci Monit Basic Res. 19, 76-86 (2013).
  15. Alt, V., et al. A new metaphyseal bone defect model in osteoporotic rats to study biomaterials for the enhancement of bone healing in osteoporotic fractures. Acta Biomater. 9 (6), 7035-7042 (2013).
  16. Liang, H., et al. Use of a bioactive scaffold for the repair of bone defects in a novel reproducible vertebral body defect. Bone. 47 (2), 197-204 (2010).
  17. Liang, H., Li, X., Shimer, A. L., Balian, G., Shen, F. H. A novel strategy of spine defect repair with a degradable bioactive scaffold preloaded with adipose-derived stromal cells. Spine J. 14 (3), 445-454 (2014).
  18. Fujishiro, T., et al. Histological evaluation of an impacted bone graft substitute composed of a combination of mineralized and demineralized allograft in a sheep vertebral bone defect. J Biomed Mater Res A. 82 (3), 538-544 (2007).
  19. Sheyn, D., et al. Gene-modified adult stem cells regenerate vertebral bone defect in a rat model. Mol Pharm. 8 (5), 1592-1601 (2011).
  20. Phillips, F. M., et al. In vivo BMP-7 (OP-1) enhancement of osteoporotic vertebral bodies in an ovine model. Spine J. 6 (5), 500-506 (2006).
  21. Kobayashi, H., et al. Long-term evaluation of a calcium phosphate bone cement with carboxymethyl cellulose in a vertebral defect model. J Biomed Mater Res A. 88 (4), 880-888 (2009).
  22. Turner, T. M., et al. Vertebroplasty comparing injectable calcium phosphate cement compared with polymethylmethacrylate in a unique canine vertebral body large defect model. Spine J. 8 (3), 482-487 (2008).
  23. Zhu, X. S., et al. A novel sheep vertebral bone defect model for injectable bioactive vertebral augmentation materials. J Mater Sci Mater Med. 22 (1), 159-164 (2011).
  24. Vanecek, V., et al. The combination of mesenchymal stem cells and a bone scaffold in the treatment of vertebral body defects. Eur Spine J. 22 (12), 2777-2786 (2013).
  25. Geusens, P., et al. High-resolution in vivo imaging of bone and joints: a window to microarchitecture. Nat Rev Rheumatol. 10 (5), 304-313 (2014).
  26. Genant, H. K., Engelke, K., Prevrhal, S. Advanced CT bone imaging in osteoporosis. Rheumatology (Oxford). 47, Suppl 4. 9-16 (2008).
  27. Kallai, I., et al. Microcomputed tomography-based structural analysis of various bone tissue regeneration models. Nature Protocols. 6 (1), 105-110 (2011).
  28. Lambers, F. M., Kuhn, G., Schulte, F. A., Koch, K., Muller, R. Longitudinal assessment of in vivo bone dynamics in a mouse tail model of postmenopausal osteoporosis. Calcif Tissue Int. 90 (2), 108-119 (2012).
  29. de Bakker, C. M., et al. muCT-based, in vivo dynamic bone histomorphometry allows 3D evaluation of the early responses of bone resorption and formation to PTH and alendronate combination therapy. Bone. 73, 198-207 (2015).
  30. Lan, S. H., et al. 3D image registration is critical to ensure accurate detection of longitudinal changes in trabecular bone density, microstructure, and stiffness measurements in rat tibiae by in vivo microcomputed tomography (μCT). Bone. 56 (1), 83-90 (2013).
  31. Nishiyama, K. K., Campbell, G. M., Klinck, R. J., Boyd, S. K. Reproducibility of bone micro-architecture measurements in rodents by in vivo micro-computed tomography is maximized with three-dimensional image registration. Bone. 46 (1), 155-161 (2010).
  32. Sheyn, D., et al. PTH Induces Systemically Administered Mesenchymal Stem Cells to Migrate to and Regenerate Spine Injuries. Mol Ther. 24 (2), 318-330 (2016).
  33. Lelovas, P. P., Xanthos, T. T., Thoma, S. E., Lyritis, G. P., Dontas, I. A. The laboratory rat as an animal model for osteoporosis research. Comp Med. 58 (5), 424-430 (2008).
  34. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  35. de Lange, G. L., et al. A histomorphometric and micro-computed tomography study of bone regeneration in the maxillary sinus comparing biphasic calcium phosphate and deproteinized cancellous bovine bone in a human split-mouth model. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol. 117 (1), 8-22 (2014).
  36. Ramalingam, S., et al. Guided bone regeneration in standardized calvarial defects using beta-tricalcium phosphate and collagen membrane: a real-time in vivo micro-computed tomographic experiment in rats. Odontology. 104 (2), 199-210 (2016).
  37. Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. , (2013).
  38. Wang, M. L., Massie, J., Allen, R. T., Lee, Y. P., Kim, C. W. Altered bioreactivity and limited osteoconductivity of calcium sulfate-based bone cements in the osteoporotic rat spine. Spine J. 8 (2), 340-350 (2008).
  39. Liang, H., Li, X., Shimer, A. L., Balian, G., Shen, F. H. A novel strategy of spine defect repair with a degradable bioactive scaffold preloaded with adipose-derived stromal cells. Spine J. 14 (3), 445-454 (2013).
  40. Sheyn, D., et al. PTH induces systemically administered mesenchymal stem cells to migrate to and regenerate spine injuries. Mol Ther. 24 (2), 318-330 (2015).
  41. Matthieu, R., et al. A new rat model for translational research in bone regeneration. Tissue Eng Part C Methods. , (2015).
  42. Turner, A. S. Animal models of osteoporosis--necessity and limitations. Eur Cell Mater. 1, 66-81 (2001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Osteoporosis ModelVertebral FractureMicrocomputed TomographyBone RegenerationNude RatsLongitudinal ImagingSemiautomated AnalysisBone DefectBone Volume DensityApparent Density

Related Articles