Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Оптимизированный Эванс синий протокол для оценки сосудистые утечки в мышь

28.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/57037

⸱

12 сентября 2018 г.

 ,  ,  , 
1Cardiovascular Pulmonary Research Laboratory, University of Colorado Denver, 2Division of Pulmonary Sciences and Critical Care Medicine, University of Colorado Denver, 3Denver VA Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье экономичным, оптимизированный и простой протокол описан, которая использует метод Эванс синий краситель для оценки плазмы кровоподтек в органах FVBN мышей, которые могут быть адаптированы для использования в других штаммов, видов и других органов или тканей.

Аннотация

Сосудистые утечки или плазмы кровоподтек, имеет ряд причин и может быть серьезным последствием или симптом воспалительной реакции. Это исследование в конечном итоге может привести к новые знания о причинах или новые способы препятствовать или лечения плазмы кровоподтек. Важно, что исследователи имеют правильные инструменты, включая передовые методы, для изучения плазмы кровоподтек. В этой статье мы описываем протокол, с помощью метода синий краситель Эванс, для оценки плазмы кровоподтек в органах FVBN мышей. Этот протокол намеренно прост, чтобы как большой степени, как возможно, но обеспечивает высокое качество данных. Эванс синий краситель был выбран главным образом потому, что это легко для среднего лаборатории для использования. Мы использовали этот протокол для предоставления доказательств и поддержку для гипотезы, что фермент neprilysin может защитить сосудистую против плазмы кровоподтек. Однако этот протокол может экспериментально используются и легко адаптировать для использования в других штаммов мышей или других видов, во многих различных органов или тканей, для исследований, которые могут включать другие факторы, которые важны в понимании, профилактики или лечения плазмы кровоподтек. Этот протокол был широко оптимизирован и изменение существующих протоколов, и сочетает в себе надежность, простота использования, экономики и общей доступности материалов и оборудования, что делает этот протокол Улучшенный для среднего лаборатории для использования в количественная оценка плазмы кровоподтек от органов.

Введение

Сосудистые утечки в органах относится к кровоподтек, или утечки плазмы крови через пробелы, в эндотелия пост капиллярного венул в органах. Этот плазмы кровоподтек или повышение сосудистой проницаемости, которые могут возникнуть от некоторого типа воспалительной реакции, могут иметь серьезные последствия. Таким образом, важно, что это явление, ее причины, модуляторы и последствия, изучал и понимать, и аналогично, что следователи имеют хорошие инструменты и протоколы с которой для их изучения. Эндотелиальные пробелы могут быть произведены через ряд стимулов, но обычно производятся действия пептида нейротрансмиттеров и/или тахикининов на endothelia. Одним из основных естественных посредников этого процесса, что приводит к увеличению плазмы кровоподтек, является нейропептида tachykinin undecapeptide, вещество P1.

Методы расследования и измерения проницаемости сосудов или плазмы кровоподтек, которые используют свойство альбумин привязки Эванс синий краситель, были разработаны и обычно известны за их точность, простота, экономики, безопасности и возможность определение плазмы кровоподтек из нескольких тканей сразу, если необходимо2,3,4,5,6,,78,9 . Этот протокол Эванс синий для оценки плазмы кровоподтек в органах FVBN мышей использует все эти, но добавляет некоторые важные изменения, которые делают его вообще полезным и адаптированы для будущих исследований, связанных с средняя лаборатория, которая проводит или будет проводят важные исследования факторов, связанных с плазмы кровоподтек или сосудистой проницаемости. В этом протоколе вещество P вводится для мышей 1 нмоль/кг, который дополняет кровоподтек плазмы в 1,5 раза. Это повышает чувствительность протокола, что приводит к более легко наблюдаемых и получить результаты. Другие факторы, которые влияют проницаемости, такие, как различные другие пептиды, химических веществ или некоторые виды токсичных травмы, могут быть использованы или изучены другими лабораториями, как хотелось. Яремной инъекции используются в настоящем Протоколе системно, ввести синий Эванс и вещества P, который требует терминала хирургии. Однако яремной инъекции5,7,10, даже после рассмотрения необходимости терминал хирургические методы, легче освоить и привести к производству более последовательные результаты, чем другие венозная инъекции, включая хвост вен инъекции4,9. Хотя это может быть возможным для Эванс синий доставляться иньекциями ретро орбиталь венозного синуса, нет ссылок в литературе были найдены, что использовать этот способ доставки Эванс синего. Однако что касается инъекции Вену хвост, высокая степень знания и практики можно воспроизвести освоить эту технику значительно ограничивает его использование для успешного Эванс синий инъекции. В отличие от альтернативных яремной инъекционный метод как описано в наших протокол предлагает технически доступная решение. Решающее значение процедуры для перфузии мыши вен, выполняется только после того, как жертву сине увлажненную мыши Эванс, удаляет избыток Эванс синий краситель и был стандартизирован в настоящем Протоколе. Ранее описанных методов перфузии были тщательно рассмотрены и изменены для получения настоящей процедуры. Другие изменения, описанные здесь все оптимизированные, простой и недорогой.

Существуют некоторые важные ограничения метода синий краситель Эванс. Например низкая чувствительность, иногда связанные с этим методом может предотвратить некоторые грубых патологических и гистологической дообследование тканей от Эванс сине вводят животных. Однако эти и другие ограничения привели к развитию альтернативных методов и моделей, которые, тем не менее, по-прежнему использовать синий Эванс. Измерение Эванс голубой флуоресценцией (а не visual диапазона) спектроскопия может увеличить чувствительность метода. Кроме того микроскопии флуоресцирования Эванс сине окрашенных тканей была разработана для наблюдения сосудистые утечки в более различных местах11. Кроме того всего тела imaging и сканирование живое животное ранее вводили с Эванс, синий12 позволяет для расследования Эванс синий концентрации на постоянной основе, а не на одно конкретное время выбран пункт эксперимента. Однако этот метод требует наличия соответствующих изображений объектов и может быть очень дорогим. Изменения с участием Эванс синий и выступал в vitro тип модели, такие как в ячейку культуры или куриных chorioallantoic модель13 (CAM) также были описаны. Эти модели контролируются флуоресценции и прижизненной14 микроскопии и позволить количественная оценка проницаемости сосудистых изменений с течением времени, но может поднять вопросы, касающиеся точного моделирования условий в естественных условиях и могут также быть дорого.

Там были другие методы, разработанные для определения и количественной оценки сосудистые утечки или проницаемость, не предполагающих администрации Эванс синий. Эти методы могут использовать соответствующие флуоресцентные молекулы (например, альбумин или флуоресцеин), или гетерогенны помечены или иным образом тегами молекулы, жить животных (или в ячейку культуры или chorioallantoic (CAM) модели13, следуют неинвазивных Обработка изображений (ПЭТ, МРТ, прижизненной микроскопии, сканирование всего тела) или инвазивных изображений (Люминесцентная микроскопия)3,12,15. Хотя эти методы могут предложить ряд преимуществ над другими Эванс синий методы, они также имеют недостатки, которые могут включать в себя их значительные сложности, необходимого опыта, ресурсов и высокие денежные расходы.

Neprilysin16 (пептидаза фермента НЭПа, также известный как CD10, MME или Enkephalinase) было предложено принять участие в подавлении плазмы кровоподтек, по крайней мере частично, через ферментативный метаболизм и инактивации эндогенного вещество п. Таким образом в тканях, в которых происходит клеток поверхности пептидаза НЭПа, возможно ослабление воздействия вещества P, предположительно, пептидаза активность нэпа

Первоначально мы проверили для вещества P индуцированной плазмы кровоподтек, используя этот измененный Протокол Эванс синий, с FVBN дикого типа (WT) и НЭП нокаут (KO) мышах. НЭП причастности вещество P Расширенная плазмы кровоподтек подозревался в этих первоначальных исследований, мы и описать эти дальнейших экспериментов с участием нэпа роль в плазмы кровоподтек. Однако в центре внимания этой рукописи не нэпа или его роль в плазмы кровоподтек, но скорее плазмы кровоподтек эксперименты сами. Результаты НЭПа, представитель рода результаты, которые могут быть получены путем использования этого измененного Протокола. Эванс синий метод измерения плазмы кровоподтек оптимизированы и изменены, как описано в деталях ниже для FVBN мышей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все применимые международные, национальные и/или институциональные руководящие принципы ухода и использования животных (мышей) были проведены в эксперименты, описанные в этой рукописи.

Этот метод использует FVBN взрослых мышей, в возрасте 16-20 недель, оказалась оптимальной для целей данного исследования. 1 день включает в себя шаги 1-5 и 2 день шаги 6-7 (рис. 1).

1. Оборудование для подготовки

  1. Обеспечить адекватное снабжение стерильные, одноразовые шприцы и иглы, если кетамин/Ксилазина используется в качестве анестетика (как рекомендуется). При изофлюрановая используется как обезболивающее, проверьте танк кислород и уровень жидкости изофлюрановая чтобы убедиться, что есть адекватных поставок для эксперимента перед началом. Кроме того собрать ураном, дышая цепи и прикрепить их к индукции поля; Прикрепите новый угольный канистры в дыхательной цепи. Подготовьте поле индукции, повернув на кислород и выяснения, что второй этап читает примерно 50 psi.
  2. Включите электрогрелку до 37 ° C.
  3. Подготовьте ректальной температуры зонда для хирургии.

2. Подготовка мыши

Этот шаг включает анестезии, удаление волос и позиционирования (взрослый FVBN мышей возраст 16-20 недель).

  1. Взвешивание мышей и записывать весов.
  2. Анестезировать мышей.
    1. Администрировать кетамина и ксилазина IP (80-100 мг/кг и 7,5-16 мг/кг, соответственно). Однако, рекомендуется начать с более низких доз кетамина и ксилазина (о 30 мг/кг и 6 мг/кг, соответственно).
    2. Поддержание анестезии с около 0,1 - 0,25 раз первоначальный доз кетамина/Ксилазина всей операции. Кетамин и ксилазина были обезболивающий агент(ы) выбора в данное исследование, наблюдались более воспроизводимость и живучести. Цистит агент(ы) выбора в других исследованиях может найти быть разными.  Если используется изофлюрановая, поместите мышь в камеру всасывание и включите изофлюрановая до 5%, до тех пор, пока мышь теряет полное сознание. Затем используйте носовые ураном в 1,5-2,5% изофлюрановая оставшуюся часть процедуры.
  3. Отслеживать мышей каждые 2-3 мин, мыс пинча для проверки соответствующей глубины анестезии.
  4. Бритье области брюшной шеи мыши.
  5. Поместите указатель мыши в лежачем положении на разогретой pad. Закрепите лапы и ноги мыши на хирургические поверхность с лентой.
  6. Место мазь искусственные слезы на глаза, чтобы предотвратить высыхание во время операции.

3. Хирургическое детали

  1. Сделайте разрез 1 см в правом вентральной шею над яремной вены.
  2. Применить одну или две капли лидокаина (1-2%) в области разреза для управления боли и содействовать вазодилатации. Подождите 2 мин для лидокаина вступили в силу.
  3. Разоблачить и изолировать право внутренней яремной вены через тупым рассечение. Галстук Вену с с 4-0 швом и аккуратно убрать ростральной конце судна с зажим. Вырежьте отверстие, с помощью тонкой ножницы, около 3 мм ниже или хвостовой галстук, примерно на полпути через диаметр вен.
  4. Марка ПВ-1 поливинилового катетер 1,5 см от конца и вставьте его в яремную Вену через отверстие с помощью расширителя судна и поток катетер к хвостовой конец судна, приблизительно 1,5 см.
  5. Галстук катетер надежно внутри хвостовой части судна (ниже разреза), с 4-0 шелк. Галстук ростральной части судна к внешней катетер с свободные концы швов, который был использован для галстук с ростральной яремной вены, на шаге 3.3.
  6. Липкости кожи слабо обратно вместе вокруг катетера с шелком 4-0, чтобы предотвратить потерю тепла тела и сушки тканей.
  7. Подключите катетер к шприцу, содержащий гепаринизированным физраствора (10 ед/мл) и промойте катетер.

4. инъекции

  1. Inject Эванс синий раствор (50 мкл 30 мг/мл раствора в нормальных, unheparinized солевой раствор 0,9%, или примерно 50 мг/кг) в яремной катетер, следуют небольшой объем гепаринизированным солевой раствор для очистки линии.
  2. 2 мин позже, придать вещество P (100 мкл раствора 0,3 мкм в нормальный, unheparinized солевой раствор 0,9%, или 1 нмоль/кг), следуют небольшой объем гепаринизированным солевой раствор для очистки линии. Субстанция Р дополняет кровоподтек белков плазмы через эндотелиального слоя; в этом протоколе он регулярно вызывает увеличение плазмы кровоподтек значения приблизительно в 1,5 раза, делая плазмы кровоподтек значения легче измерить.
  3. После того, как вводили вещества P, подождите 18 мин. В это время Эванс синий краситель макроэкономическую и распространить.
  4. Прекратить эксперимент 18 мин после инъекции вещества P (20 мин после инъекции Эванс синий), жертвуя мыши с шейки матки дислокации. Вполне вероятно, что мышь может быть непосредственно cervically вывих, без предоставления передозировки анестетика, как мышь, вероятно все еще хорошо наркотизированных от операции. Однако если это необходимо, передозировка анестезии кетамином/Ксилазина, изофлюрановая или Пентобарбитал может предоставляться, следуют шейки матки дислокации.

5. изоляция органов

  1. Разрезать грудную полость мыши и тяжести perfuse (с высоты около 51 см или 20»), сердца и кровеносных сосудов с 50 мл, натрия цитрата 50 мм, рН 3,5. рН 3,5 предположительно сохраняет Эванс синий привязки альбумина.
  2. Акцизный соответствующих органов (тканей) 1-5 с рассечения скальпель (например мочевого пузыря, почек, желудка, печени, поджелудочной железы, проксимальных и дистальных Колон, подвздошной кишки, двенадцатиперстной кишки, фланка кожи, уши, хвост, сердца или легких) и удалите любые остаточные содержания, если настоящее время.
  3. Промывайте органы в комнатной температуре (RT) фосфат амортизированное saline (PBS; 1,44 г Na2HPO4, 0,24 г х2PO4, 8,0 г NaCl и 0,20 г KCl в 1 Л, рН 7,4).
  4. Пятно органов с ткани, пополам каждый орган, и весят каждой половины (влажный весов, соль).
  5. Сухие одной половины ткани в сушильном шкафу при 150 ° C, на фольгу, на 48 ч.
  6. Место других тканей, половина в последовательной объем (до 200 мкл) формамид в отцентрифугировать трубки в течение 48 часов (и до 72 ч) для извлечения Эванс синий.

6. Измерение ткани ОД

  1. Удаление 50 мкл Эванс сине проникнуты формамид (после 48-72 ч RT инкубации) из трубки отцентрифугировать и место в одну скважину 96-луночных пенополистирольные плиты. Будьте осторожны, чтобы не передачи куски ткани вместе с формамида.
  2. Место 50 мкл новой, чистой формамид в каждый из двух пустых скважин 96-луночных пластины для заготовок.
  3. Измерьте и запишите ОД620 каждой скважины 96-луночных пластины на читателя пластины поглощения. 620 Нм является поглощение Макс Эванс синего.

7. Расчет плазмы кровоподтек

  1. Вес сухой ткани половина, которая была в духовке в течение 48 ч.
  2. Вычислите коэффициент веса мокрой сухой вес для конкретного органа интерес от каждой индивидуальной мыши, начиная с живого веса этой ткани половина (полученные в шаг 5.4), делится на сухой вес этой же ткани половина (полученные в шаг 7.1).
  3. Рассчитать сухой вес (г) ткани пополам формамид путем деления сырого веса половину, прежде чем он был помещен в формамид (полученные на шаге 5.4) по мокрой ткани: сухой вес коэффициент для конкретного органа интерес (рассчитанная на шаге 7.2).
  4. Вычислить значения исправлены ОД620 . Начиная с ОД620 значение из каждой экспериментальной скважины 96-луночных пластины (содержащие Эванс сине проникнуты формамид от каждой ткани, полученные на шаге 6.3), вычесть пустой хорошо ОД620 (стоимость средняя ОД620 две скважины, содержащих чистые формамид, подготовленную на этапе 6.2, ОД620 значения, полученные на шаге 6.3) от каждого экспериментальные значения.
  5. Вычислить значение плазмы кровоподтек путем деления исправленные ОД620 (исчисляемый шаг 7,4), сухой вес ткани пополам формамид (исчисляемый шаг 7.3). Единиц плазмы кровоподтек будет ОД620/г сухого веса.
  6. Анализировать данные и выразить как среднее ± SEM. статистически сравнивать группы t или односторонний дисперсионный анализ и испытания Scheffé в множественные сравнения (lycofs01.lycoming.edu), в случае необходимости.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

На рисунке 1показано схема процедуры, который был найден приведет к наиболее надежных и последовательных вещество P индуцированной плазмы кровоподтек значения из органов FVBN мышей. Эта процедура обычно занимает два дня работы, разделенных по крайней мере 48 h время ожидания. Это можно разложить даже больше, если это делается последовательно для всех экспериментов для сравнения. Например после того, как органы изолированы на 1 день, органы может быть замороже...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Как указывалось выше, исследование плазмы кровоподтек в конечном итоге может привести к новые знания о причинах или новые способы препятствовать или лечения плазмы кровоподтек. Успешное использование плазмы кровоподтек протокола (см. выше), с помощью Эванс синий краситель, была продемонстрирована в текущем рукописи. Хотя данные обратно гипотеза, что НЭП может защитить сосудистую против плазмы кровоподтек, это вторичная цель в настоящее время, с основной целью представить оптимизированный протокол, который может быть легк...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Энди Почобут и доктор Йори Лещинский за их ценную помощь и изменения в этой рукописи.  При поддержке грантов, полученных от национальных сердца, легких и крови института (NHLBI RO1 HL078929, PPG HL014985 и RO3 HL095439) и Департамент по делам ветеранов (заслуги обзор).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
изофлуранVet One200-070ингаляционный анестетик
кетаминVet One200-055инъекционный анестетик
ксилазинLloyd Laboratories139-236инъекционные анестетики
(10,3 & 1 куб. см)Becton Dickinson309604, 309657, 309659
иглы (20G1,23G1 & 26G1/2)Бектон Dickinson305178, 305193, 305111
изофлурановая индукционная камераVetEquip941443
дыхательные контуры с носовым обтекателем объемом 1 литр VetEquipRC2Контроллер цепи грызунов 2
кислородный баллонВоздушный газUN 1072100% медицинская
грелкаCWE Inc.TC-1000регулятор температуры
ректальный датчик температурыCWE Inc.10-09012Баланс мыши
(для грызунов)OhausCS 2000
хирургические инструменты-ножницыFine Science инструменты15000-00Vannas Пружинные ножницы 3мм прямое лезвие (режущие сосуды)   
хирургические инструменты-щипцыFine Science инструменты11151-10Graefe extra fine щипцы (изолирующие сосуды мыши)
хирургические инструменты-гемостатикиFine Science инструменты13009-12Холстед-комары гемостатики (тупое рассечение, удержание ткани)
хирургические инструменты-шовные приводыFine Science инструменты Fine Science12502-12Шовные мануфактуры Olsen-Hegar (наложение швов)
хирургические инструменты-щипцыFine Научные инструменты11627-12Аллигаторовые щипцы Адсона-Брауна (тканевые захватывающие швы, крысы)
хирургические инструменты-ножницыFine Science инструменты14110-15Mayo жесткие ножницы 15 см (хирургия, рассечение, кости, крыса)
хирургические инструменты-щипцыFine Science инструменты18025-10щипцы для наложения швов (используются для кат Миллара)
хирургические инструменты-ножницыFine Science инструменты14078-10Lexer Детские ножницы прямые (хирургия, мышь)
хирургические инструменты-щипцыFine Science инструменты11254-20Dumont #5 щипцы с тонким наконечником (крысиные сосуды, диссекция)
хирургические инструменты-ножницыFine Science tools14082-09Dissector ножницы 12 мм (хирургия, крысиная мышь)
хирургические инструменты-щипцыFine Scienceинструменты 11051-1010 см Graefe щипцы (захват тканей, крысиная мышь)
хирургические инструменты-щипцыFine Science инструменты11251-35Dumont 5/45 щипцы (интродьюсер для сосудов)
хирургические инструменты-ретракторыFine Science17012-11Weitlaner ретракторы 2/3 зуба (крысы хирургические)
хирургические инструменты-щипцыFine Science инструменты11294-00Dumont #4 щипцы (сосуды изолирующие крысы, мыши)
хирургические инструменты-щипцыFine Научные инструменты11297-00Дюмон #7 щипцы (захват тканей, диссекция)
хирургические инструменты-ножницыFine Science инструменты14058-11жесткие ножницы для диафрагмы (мышиное рассечение, кости)
хирургические инструменты-щипцыFine Science11009-13зубчатые, изогнутые щипцы Семкена (захват тканей, мышиная крыса)
хирургические инструменты-гемостатикиFine Science инструменты13003-10Hartman изогнутые гемостатики (тупое препарирование, удержание ткани)
хирургические инструменты-щипцыFine Science инструменты11006-12Адсон зубчатые щипцы (захват тканей)
кусачкиOsterA5
лентаFisherbrand159015G
искусственная слезная мазьAkorn Inc13985-600-03
лидокаинHospira0409-4277-012% инъекционные
поливиниловые катетерыTygonPV-1
Evans blueSigma AldrichE2129
Substance PBachem H-1890
гепаринSagent Pharmaceuticals25201-400-101000 Ед/мл
физиологический растворHospira0409-7138-090,9% натрия хлорид
фенобарбитал Vortech0298-9373-68
цитрат натрияFisher ScientificBP327-1
PBSSigma AldrichP4417-50TAB 
Кимвайпы для блоттингаFisher Scientific06-666A
формамидSigma Aldrich47670
микровесыDenver InstrumentAPX-60
микрофуге пробиркиFisher Scientific07-200-534
полистирол 96 луночная пластинаBecton Dickenson351172
абсорбционная пластина ридерBioTekSynergy 2
полиакриламидные гелиBio-Rad3450014 
Стандарт молекулярной массы белкаBio-Rad1610374
Protran с поддержкой нитроцеллюлозыAmersham (GE)10600015
гелевая коробкаBio-Rad1658005
TrisFisher ScientificBP152-1
Tween20Sigma AldrichP-1379
хлориднатрия Fisher ScientificS271-1
первичное поликлональное антитело к NEP R & D SystemsAF1182
доксициклин чауTeklad (HARLAN)TD.130750 
FVB/NJ мыши дикого типаJackson001800
вторичное антитело (козы против кролика)ZyMed81-6120
ECL раствор-Western Lightening PlusPerkinElmerNEL104001EA
пленкаPierce34091

Ссылки

  1. Snijdelaar, D. G., Dirksen, R., Slappendel, R., Crul, B. J. Substance P. Eur J Pain. 4 (2), 121-135 (2000).
  2. Rubinstein, I., Iwamoto, I., Ueki, I. F., Borson, D. B., Nadel, J. A. Recombinant neutral endopeptidase attenuates substance P-induced plasma extravasation in the guinea pig skin. Int Arch Allergy Appl Immunol. 91 (3), 232-238 (1990).
  3. Szabo, A., Menger, M. D., Boros, M. Microvascular and epithelial permeability measurements in laboratory animals. Microsurgery. 26 (1), 50-53 (2006).
  4. Radu, M., Chernoff, J. An in vivo assay to test blood vessel permeability. J Vis Exp. (73), e50062(2013).
  5. Moitra, J., Sammani, S., Garcia, J. G. Re-evaluation of Evans Blue dye as a marker of albumin clearance in murine models of acute lung injury. Transl Res. 150 (4), 253-265 (2007).
  6. Figini, M., et al. Substance P and bradykinin stimulate plasma extravasation in the mouse gastrointestinal tract and pancreas. Am J Physiol. 272 (4), Pt 1 785-793 (1997).
  7. Awad, A. S., et al. Selective sphingosine 1-phosphate 1 receptor activation reduces ischemia-reperfusion injury in mouse kidney. Am J Physiol Renal Physiol. 290 (6), 1516-1524 (2006).
  8. Lu, B., et al. The control of microvascular permeability and blood pressure by neutral endopeptidase. Nat Med. 3 (8), 904-907 (1997).
  9. Gendron, G., Simard, B., Gobeil, F., Sirois, P., D'Orleans-Juste, P., Regoli, D. Human urotensin-II enhances plasma extravasation in specific vascular districts in Wistar rats. Can J Physiol Pharmacol. 82 (1), 16-21 (2004).
  10. Xu, Q., Qaum, T., Adamis, A. P. Sensitive blood-retinal barrier breakdown quantitation using Evans blue. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (3), 789-794 (2001).
  11. Saria, A., Lundberg, J. M. Evans blue fluorescence: quantitative and morphological evaluation of vascular permeability in animal tissues. J Neurosci Methods. 8 (1), 41-49 (1983).
  12. Fricke, I. B., et al. In vivo bioluminescence imaging of neurogenesis - the role of the blood brain barrier in an experimental model of Parkinson's disease. Eur J Neurosci. 45 (7), 975-986 (2017).
  13. Pink, D. B., Schulte, W., Parseghian, M. H., Zijlstra, A., Lewis, J. D. Real-time visualization and quantitation of vascular permeability in vivo: implications for drug delivery. PLoS One. 7 (3), 33760(2012).
  14. Jain, R. K., Munn, L. L., Fukumura, D. Dissecting tumour pathophysiology using intravital microscopy. Nat Rev Cancer. 2 (4), 266-276 (2002).
  15. Vandoorne, K., Addadi, Y., Neeman, M. Visualizing vascular permeability and lymphatic drainage using labeled serum albumin. Angiogenesis. 13 (2), 75-85 (2010).
  16. Turner, A. J., Nalivaeva, N. N. Proteinase dysbalance in pathology: the neprilysin (NEP) and angiotensin-converting enzyme (ACE) families. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 52 (4), 40-48 (2006).
  17. Lu, B., Gerard, N. P., Kolakowski, L. F., Finco, O., Carroll, M. C., Gerard, C. Neutral endopeptidase modulates septic shock. Ann N Y Acad Sci. 780, Mar 22 156-163 (1996).
  18. Dempsey, E. C., et al. Neprilysin null mice develop exaggerated pulmonary vascular remodeling in response to chronic hypoxia. Am J Pathol. 174 (3), 782-796 (2009).
  19. Karoor, V., Oka, M., Walchak, S. J., Hersh, L. B., Miller, Y. E., Dempsey, E. C. Neprilysin regulates pulmonary artery smooth muscle cell phenotype through a platelet-derived growth factor receptor-dependent mechanism. Hypertension. 61 (4), 921-930 (2013).
  20. Chu, P., Arber, D. A. Paraffin-section detection of CD10 in 505 nonhematopoietic neoplasms. Frequent expression in renal cell carcinoma and endometrial stromal sarcoma. Am J Clin Pathol. 113 (3), 374-382 (2000).
  21. Bircan, S., Candir, O., Kapucuoglu, N., Serel, T. A., Ciris, M., Karahan, N. CD10 expression in urothelial bladder carcinomas: a pilot study. Urol Int. 77 (2), 107-113 (2006).
  22. Koiso, K., Akaza, H., Ohtani, M., Miyanaga, N., Aoyagi, K. A new tumor marker for bladder cancer. Int J Urol. 1 (1), 33-36 (1994).
  23. Wick, M. J., et al. Protection against vascular leak in neprilysin transgenic mice with complex overexpression pattern. Transgenic Res. 25 (6), 773-784 (2016).
  24. Natah, S. S., Srinivasan, S., Pittman, Q., Zhao, Z., Dunn, J. F. Effects of acute hypoxia and hyperthermia on the permeability of the blood-brain barrier in adult rats. J Appl Physiol. 107 (4), (1985) 1348-1356 (2009).
  25. Scholzen, T. E., et al. Neutral endopeptidase terminates substance P-induced inflammation in allergic contact dermatitis. J Immunol. 166 (2), 1285-1291 (2001).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

P
Оптимизированный Эванс синий протокол для оценки сосудистые утечки в мышь
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.