Методическая статья

Изучение Monosynaptic соединения у дрозофилы , используя устойчивые Тетродотоксин натриевые каналы

9.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/57052

⸱

14 февраля 2018 г.

 , 
1Department of Biology, University of Maryland

В этой статье

Краткое содержание

Эта статья имеет метод для тестирования monosynaptic связей между нейронами, используя Тетродотоксин и устойчивостью Тетродотоксин натриевых каналов, NaChBac.

Аннотация

Здесь новый метод называется Tetrotoxin (TTX) инженерии сопротивления для зондирования синапсов (TERPS) применяется для проверки на monosynaptic связей между нейронами целевой. Метод основан на совместное выражение трансгенных активатор с каналом Тетродотоксин стойкие натрия, NaChBac, в конкретных Пресинаптический нейрон. Соединения с предполагаемым пост синаптических партнерами определяются поклеточного записи присутствии TTX, который блокирует электрической активности нейронов, которые не выражают NaChBac. Этот подход может быть изменен для работы с любой активатор или кальция изображений как репортер соединений. TERPS добавляет растущий набор инструментов для определения подключения в сети. Однако TERPS является уникальным в том, что он также достоверно сообщает, сыпучих или объем передачи и распространения передачи.

Введение

Одной из основных целей нейронауки является сопоставление связей между нейронами, чтобы понять, как информация течет через схемы. Многочисленные подходы и ресурсы стали доступны для тестирования для функциональной связи между нейронами в диапазоне моделей систем1,2. Для генерации наиболее точных электросхемы с помощью электрофизиологии, важно решить, являются ли наблюдаемые соединения между двумя ячейками прямой и monosynaptic против косвенной и полисинаптические. Золотой стандарт для изготовления это различие в млекопитающих нейронов является измерить задержку между одной action potentials в пресинаптическом клеток и начала возбуждающих постсинаптических токов (EPSCs) в второй нейрон. Monosynaptic соединения должны иметь короткие задержки несколько миллисекунд и низкой изменчивости3. Этот подход может быть сложным в беспозвоночных нейронов, потому что синапсы могут возникнуть в их дендритов далеко от соматических записи сайта, вызывая задержки в обнаружения благодаря давно electrotonic расстояния между постсинаптических проводимости и запись электрод. Такие задержки могут внести неясность в отношении поли-против monosynaptic взносов. Кроме того небольшие синаптических события могут распадаться до достижения соматических записи сайта и вождения сильнее Пресинаптический деятельности, вероятно, привлечь полисинаптические события.

Различные методы были разработаны для проверки для monosynaptic соединений в беспозвоночных. Один подход использует высокий двухвалентной катион растворы (Hi-ди), содержащие избыток мг++ и Ca++. Это решение блокирует полисинаптические соединения путем уменьшения вероятности выпуска и увеличение порога потенциал действия в пользу обнаружения monosynaptic ввода4,5. Определение точного соотношения мг++ ЦС++ требуется, однако, не является тривиальным и полисинаптические взносов может сохраняться даже скромные стимуляции6. Альтернативный подход, называемый GFP восстановление через Synaptic партнеров (ГРАСП) принимает преимущество близости между предварительной и постсинаптической мембраны, найдены на синапсы вывести monosynaptic подключения 7. Здесь компонент зеленого флуоресцентного белка (ГПУП) выражается в один нейрон, и дополнительный фрагмент молекулы выражается в предполагаемый постсинаптических партнера. Наличие флуоресценции указывает, что две нейроны находятся в достаточно тесной близости разрешить восстановление GFP молекулы и подразумевает существование синапса. ХВАТКА может сообщить синапсы ложно, хотя, если две клетки тесно соединенный мембраны, как нерв или брошюре. Варианты ГРАСП ликвидации таких ложных срабатываний, привязывая Пресинаптический фрагмент GFP непосредственно к Синаптобревин, таким образом позволяя восстановление только на активных синапсы8. В то время как ХВАТКА и его варианты играют важную роль в определении функциональной связи у дрозофилы ЦНС, некоторые соединения могут не быть сделаны видимыми ГРАСП если расстояния между предварительной и постсинаптических партнеров относительно большой. Это особенно актуально в оценке объема передачи, связанные с neuromodulation9 или ингибирования ГАМК10.

Здесь взаимодополняющими и Роман метод показан для тестирования прямой monosynaptic соединений в дрозофилы ЦНС. Этот метод, называемый Тетродотоксин инженерии сопротивления для зондирования синапсов (TERPS), работает совместно выражением Тетродотоксин (TTX)-устойчивые натриевых каналов, NaChBac и активатор optogenetic в пресинаптической клетке во время записи от предполагаемого 9постсинаптических партнеров. Присутствии TTX вся деятельность, потенциал действия опосредованной подавляется в клетках отличных выражения NaChBac. NaChBac канал выборочно восстанавливает возбудимости в пресинаптическом целевой ячейки, разрешительные свет вызвала синаптической передачи. Этот метод позволяет сильный активации нейронов пресинаптическом, таким образом, что подключения могут быть решены что соматические записи при одновременном снижении вероятности вербовки полисинаптические цепей. Важно отметить, что эта техника позволяет исследование объема передачи и раскрывает распространения передатчика, освобождены от одного нейрона всей цепи. Кроме того TERPS может выявить химической природы связи через обычные фармакологии. TERPS подходит для использования в любой системе модель, которая позволяет трансгенных выражение TTX-нечувствительным натриевых каналов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Подготовьте мух и идентифицировать GAL4 промоутер линии

  1. Выберите строку промоутер GAL4 и крест с мухами, перевозящих трансген бла-NaChBac и optogenetic трансген для активации.
    Примечание: Уан-CsChrimson11 выбирается из-за его высокой проводимости и легкость, с которой он активирует NaChBac опосредованной потенциалы действия. Из репозитория запасов Блумингтон бла-NaChBac и бла-CsChrimson.
  2. Подготовить все транс-ретиналь как Стоковый раствор в этаноле (35 мм) и хранить решение в морозильной камере при температуре-20 ° C.
  3. Mix 28 мкл этот запас около 5 мл Регидратированные картофеля древесно-еда и добавьте эту смесь к верхней части флакона обычных средних дрозофилы .
  4. Поднимите взрослых мух, выражая csChrimson на продукты питания, содержащие 0,2 мм все транс ретиналь для 1-3 дня11.

2. подготовить TTX фондовой

  1. Создание запасов решения 1 мм TTX в дистиллированной или деионизированной водой. Храните это решение в холодильнике лаборатории в течение нескольких месяцев. Проверка учреждений политики в отношении хранения TTX, как многие учреждения классифицируют TTX как опасные или контролируемые вещества.

3. подготовить мух для электрофизиологии

  1. Соберите 1-3 день, когда старый взрослых мух, выращиваются на питание с полностью транс ретиналь.
    Примечание: Обратитесь к Мурти и Тернер в 2013 году для подробного описания патч зажима дрозофилы нейронов12,13.
  2. Положите мух в пузырек сцинтилляционные стекла. Поместите ампулу на льду за 1 мин для иммобилизации мух.
  3. Использование грубой щипцы для вставки муха в камеру на заказ записи. Камера состоит из 3 ½" круг лазерной резки от 1/16" акрил. Вырезать отверстие ¾" находится в центре, где фольги прилагается с 2-х частей эпоксидной. Фольга содержит треугольной формы надежду, что лету вставляется в.
  4. Применение воска или УФ излечимых эпоксидная вокруг животного, чтобы закрепить его в пределах записи камеры.
  5. Освещать подготовку с гусиная шея оптического волокна для визуализации под стереомикроскопом. Установите гусиная шея волокон для наклонного освещения, регулируя их таким образом, чтобы они освещают лету прямо со стороны.
  6. Отрегулируйте уровень света низкие возможной настройку, которая по-прежнему позволяет четкие визуализации летать. Эта интенсивность света будут различаться в разных индивидуальных экспериментов.
    Примечание: Этот протокол может быть адаптирована с помощью в situ мозга explant метод14.
  7. Получить внешние записи физиологического раствора. Солевой раствор содержит в мм: 103 NaCl, 3 KCl, 5 N-трис (гидроксиметил) метил-2-аминоэтан сульфонольно кислоты, 8 Трегалоза, 10 глюкозы, 26 NaHCO3, 1 NaH2PO4, 1,5 CaCl2и 4 MgCl2 (с учетом mΩ 270-275). Солевой раствор пропускается с 95% O2/5% CO2 (Карбоген) и скорректировала рН 7.315.
  8. Место 4-6 капель внеклеточного записи физраствора над fly подготовки. На данный момент Увеличьте уровень освещенности на вскрытие микроскоп для лучшей видимости.
  9. Точить Вольфрамные проволоки с помощью электролиза. Чтобы сделать провод, подготовить насыщенного раствора KNO3 и применять примерно 20 V переменного тока во время погружения кончик проволоки в раствор 20 раз для 100 мс до тех пор, пока кончик заостренные. Используйте заточенные Вольфрамовая проволока для удаления кутикул на лету и таким образом подвергая мозга.
  10. Далее подвергайте мозга путем удаления трахеи и жир тела, которые его окружают. Если доступ усиков лопастями, используйте изогнутых Вольфрамные проволоки или аналогичный инструмент аккуратно уложить антенн под фольгой, запись камеры для повышения наглядности. Используйте острые щипцы аккуратно оторвать глиальных обшивка, охватывающих области интересов, где будет производиться запись.
  11. Запись камеры передавать электрофизиологии Рог. Сразу же начала перфузии с внешней записи солевых кипела с Карбоген для сохранения мозга. Солевой раствор водохранилище находится выше микроскопа и тяжести подается в подготовке. Используйте вакуумные линии и колбу Эрленмейера 2 Л для сбора отходов физиологического раствора.

4. получить поклеточного запись

  1. Вытяните патч пипетки на коммерческих пипеткой съемник. Обратитесь к инструкции для настройки для достижения соответствующей пипетки с кончика сопротивление около 7 mΩ.
  2. Мкл 4 внутренних запись решения в патч пипетки. Внутреннего физиологического раствора состоит из 140 калия аспартата, 10 HEPES, 4 MgATP, 0,5 НС3ГТФ, 1 EGTA и 1 KCl в мм.
  3. Установите патч зажим усилителя для записи всего клеток. Нулевое смещение усилителя и установите усилитель для доставки испытательных импульсов. Здесь используется AM систем патч зажим усилителя 2400.
  4. Применить положительным давлением через пипетку и подходить к ячейке. Используйте микроманипулятор для прямого пипетки и связаться ячейки. Выпуск под положительным давлением. Набор холдинга потенциал мембраны к -60 МВ. Дозатор должны образовывать gigaohm печать с клеточной мембраны, о чем свидетельствует низкий суб picoamp проведения текущей.
    Примечание: При использовании GFP ориентации клетки, стараются свести к минимуму использование света epifluorescent для предотвращения ChR2 активации и потенциальных синаптических депрессии. Также, подождите несколько минут перед применением шаг 5.
  5. Установите усилитель для доставки испытательных импульсов от -50 МВ -60 МВ. Этот параметр является стандартным патч зажим усилители. Испытательных импульсов покажет большой емкостной преходящее, представляющие текущие необходимые для зарядки патч пипеткой. Удаление емкостной транзиентов, регулируя мощность компенсации ручки на AM 2400 или аналогичных усилитель.
  6. Примените краткий импульсы отрицательное давление разрыва мембраны клетки и получить поклеточного конфигурации.
    Примечание: Конфигурация клеточных наблюдается, когда существует значительное увеличение емкостной транзиентов, показаны емкость нейрона. Небольшое увеличение в проведении текущей (базовый) скорее всего будут также соблюдаться. Установить текущий режим зажим усилителя и скорректировать потенциал клеток от -50 до -60 МВ.

5. Проверка синаптических подключения

  1. Настройка данных система сбора (DAQ) для запуска светодиодный драйвер для создания световых импульсов. Здесь доставить светодиодный драйвер аналогового сигнала с Matlab используется система национальных инструментов DAQ. Светодиод интенсивность настраивается через аналоговый сигнал водителю. Светодиод горит 620-630 Нм волны светодиод.
  2. Положение мощными красный светодиод непосредственно под подготовки. Отрегулируйте интенсивность света, так что 0,238 МВт/мм2 достигает лету.
  3. Активируйте Пресинаптический нейронов во время записи от постсинаптической клетке интерес. Достижения optogenetically активации клеток, pharmacogentically, или через стимулирование нерва. Здесь csChrimson и краткий импульсов красного света применяются.
    Примечание: Синаптических связей может контролироваться в текущем зажим как EPSPs или напряжение зажим как EPSCs. Синаптической связи должен быть виден до применения TTX в ответ на 40 мс светового импульса. Если наблюдается никакой связи, маловероятно, что нейроны синаптически связаны либо моно - или polysynaptically. Холдинг потенциал может быть скорректирована соответственно подчеркнуть возбуждающим или тормозящее соединения.
  4. Если подключение наблюдается в нормальное saline, добавить TTX перфузии системы для достижения конечной концентрации 1 µM. Используйте рециркуляционный насос для сбора и повторного использования физиологического раствора для сохранения TTX. Перистальтический насос подготовит физиологический раствор из ванны и вернуть его к физиологическим водохранилище.
  5. Отрегулируйте скорость насоса для обеспечения сильной постоянный вакуум, который не позволяет что физиологический уровень в ванне для взлета и падения.
    Примечание: Применение TTX должно привести к прекращению пики активности в нейронах, который отслеживается в целом клеток. Это подтверждает, что достаточно TTX был добавлен к Салине.
  6. Снова применить краткий импульсов красного света (40 мс для каждого импульса). На данный момент, скорее всего синаптической связи, что остается monosynaptic. Добавьте фармакологические антагонисты рециркуляционный физиологического раствора для тестирования химической природы синаптических связей, которые остаются в TTX.
    Примечание: При объединении Оптогенетика и флуоресцентные ориентации нейронов, это может быть важно, чтобы не активировать упорно Пресинаптический населения нейронов при попытке получить запись. Это может привести к синаптических депрессии и делает ее трудно увидеть соединения. Поскольку csChrimson имеет длинный возбуждения полоса, которая широко распространяется в диапазон зеленого флуоресцентного белка, красный Флюорофор может использоваться для визуализации нейронов и channel2rhodopsin (Ch2R) может использоваться для возбуждения клеточных популяций. Это требует конкретных генетики и настраиваемого фильтра куб. Для создания подходящих мух, сделайте мух, которые выражают красный Флюорофор (ППП или mCherry) под системы двоичные выражения Лекса или Q. Это нужно будет скрещивали с мух, выражая Gal4 промоутер и бла-Ch2R и бла-NaChBac эффектор генов. Фильтр оптимального куб для эпифлуоресцентного будет иметь ряд узких возбуждения возбуждают красный Флюорофор, но не волновать Ch2R. Кроме того, набор фильтров должна включать фильтр выбросов длинный пас, собирать столько испускаемого света. Мы использовали настраиваемый фильтр от насыщенности цвета, которая включена часть номера et580/25 x и t600lpxr (из 49306 набора), но с фильтром барьер/выбросов et610lp.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

TERPS используется для различения между моно - и полисинаптические взносов в синаптических связей между нейронами. Хотя слабые стимуляции ячейки могут быть использованы для проверки прямых соединений, вождение более Пресинаптический деятельности часто новобранцев полисинаптические соединения (рис. 1A). TERPS работает путем совместного выражения TTX-нечувствительным натриевых каналов NaChBac и активатор optogenetic и тестирование соединения присутствии TTX для...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

TERPS анализ дополняет текущие методы, используемые для цепи, растрескивание, позволяя обнаружения синапсов между выявленными нейронов. В частности подход показывает monosynaptic соединения широко глушителей потенциалы действия с TTX при восстановлении возбудимости в совокупность нейронов с TTX-нечувствительным натриевых каналов NaChBac. Синаптических выпуска вызвало optogenetic стимуляция хотя постсинаптических события контролируются с поклеточного записей. TERPS отличает себя от других подходов, таких как ГРАСП, будучи...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Мы хотели бы поблагодарить Джошуа певица, Джонатан Шенк, а также продуманный рецензентам для комментариев по рукописи. Мы также хотели бы поблагодарить Бен Уайт и Гарольд закон для обсуждения вопроса о технике. Джонатан Шенк представила данные на рисунке 3A. Эта работа была поддержана грантом фонда Уайтхолла и NIH R21 на QG.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
UAS-csChrimsonBloomington Drosophila Stock Center55135Используется в качестве нейроактиватора
UAS-NaChBacBloomington Drosophila Stock Center9466Resotores возбудимость в клетках в TTX
ТетродотоксинTochris1078Для покупки TTX может потребоваться специальное разрешение, так как это контролируемое вещество
все транс-ретиналыSigma-Aldrichall trans-RetinalR2500Требуется кофактор для каналродопсина
Свариваемый 321 Нержавеющая сталь  Лист,  0.002"  Толстый,  10"  ШирокийMcMaster Carr3254K7Используется для изготовления индивидуального держателя для мух. Изготовленная на заказ фольга может быть вырезана лазером в pololu.com из предоставленного PDF-файла
Препарирование МикроскопZeissStemi 2000-CИспользуется для препарирования
препарата WaxerAlmoreEectra Waxer 66000Используется во время вскрытия для фиксации мухи в фольге
ПарафинJoann4917217Используется с ваксером
Щипцы No 5Fine Science Tools#5COИспользуется для пресечения и обнажения
Ножницы для препарированияFine Science Tools15001-08Используется для удаления частей кутикулы при рассечении
Вольфрамовая проволокаA-M Systems797500Используется с электролизом для изготовления заточенных игл для рассечения
Возвратный перистальтический насосSimply Pumps (Amazon)PM200Sдля рециркуляции TTX
Регулятор скорости для перистальтический насосZitrades (Amazon)Н/ДКонтроллер затемнения ШИМ для светодиодных фонарей или ленты, 12 Вольт 8 ампер, регулируемый яркость выключателя света Контроллер диммера DC12V 8A 96 Вт для светодиодной ленты B
Versa-Mount  Прецизионный регулятор сжатого воздухаMcMaster Carr1804T1Для подачи положительного давления при наложении заплатки
Стеклянные капиллярыWorld Precision InstrumentsTW150F-3Для патч-пипеток
Многоцелевой манометрMcMaster Carr3846K431Манометр для регулятора давления
Электрофизиологическая камераDage MTI IR-1000Подойдет любая камера, которая работает в ИК диапазоне (850 нм). Вы не хотите использовать красную подсветку, так как это может активировать csChrimson
IR LEDThorlabs M850F2Для косого освещения
волоконно-оптический для ИК светодиодаThorlabsM89L01Couples to IR LED
объектив объектива Olympus 40XLUMPlanFLNЭто можно использовать на большинстве микросципов, и он хорошо подходит для визуализации нейронов мухи.
Янтарный светодиодThorlabsM590L3dДля визуализации RFP и mCherry
Blue LEDThorlabsM470L3dДлявизуализации GFP
GFP набор фильтровChroma49011Длявизуализации GFP или стимуляции канала2rhodopsin
Пользовательский набор фильтров mCherry Chroma  et580/25x и t600lpxr (из набора 49306), но с барьерной/эмиссионной оптикой et610lpИспользуйте только если вы хотите пропатчить идентифицированные нейроны с channel2rhodopsin
Dichroic для объединения янтарного и синего LEDThorlabsDMLP550RИспользуйте только патч под mCherry и возбуждайте channel2rhodopsin синим светом.
КрасныесветодиодыПоддержкаCree XPE 620 - 630 нмИспользуется для управления светодиодами csChrimson
LED DriverLEDSupply3021-D-E-1000Используется для управления светодиодами для оптогенетической стимуляции
МанипуляторSutter InstrumentsMP-225Используется для позиционирования пипетки во время записи
Patchclamp AmplifierA-M SystemsМодель 2400Подходит
Бессельский фильтрWarner Instruments LPF 202AВспомогательный фильтр, используемый для фильтрации кривой тока к осциллографу во время коммутации.
Система сбора данных Национальные инструментыNI PCIe-6321            781044-01Используется для записи данных с усилителя на компьютер
Соединительный блок - BNC Terminal BNC-2090ANational Instruments779556-01Используется для подключения усилителя к плате сбора данных.
Стальная фольга McMaster Carr3254K7Стальная фольга для нестандартной записывающей камеры
МагнитыK& J MagneticsD42Для крепления записывающей камеры к кольцевой стойке
1/16" Cell Cast Acrylic ClearPololuИспользуется для изготовления записывающей камеры на заказ. Акрил можно вырезать лазером в pololu.com из предоставленного PDF-файла
эквивалентный усилитель

Ссылки

  1. Petreanu, L., Huber, D., Sobczyk, A., Svoboda, K. Channelrhodopsin-2-assisted circuit mapping of long-range callosal projections. Nat Neurosci. 10, 663-668 (2007).
  2. Yao, Z., Macara, A. M., Lelito, K. R., Minosyan, T. Y., Shafer, O. T. Analysis of functional neuronal connectivity in the Drosophila brain. J Neurophysiol. , 684-696 (2012).
  3. Doyle, M. W., Andresen, M. C. Reliability of monosynaptic sensory transmission in brain stem neurons in vitro. J Neurophysiol. 85, 2213-2223 (2001).
  4. Nicholls, J. G., Purves, D. Monosynaptic chemical and electrical connexions between sensory and motor cells in the central nervous system of the leech. J Physiol-London. 209, 647-667 (1970).
  5. Byrne, J. H., Castellucci, V. F., Kandel, E. R. Contribution of individual mechanoreceptor sensory neurons to defensive gill-withdrawal reflex in Aplysia. J Neurophysiol. 41, 418-431 (1978).
  6. Liao, X., Walters, E. T. The use of elevated divalent cation solutions to isolate monosynaptic components of sensorimotor connections in Aplysia. J Neurosci Meth. 120, 45-54 (2002).
  7. Feinberg, E. H., et al. GFP Reconstitution Across Synaptic Partners (GRASP) Defines Cell Contacts and Synapses in Living Nervous Systems. Neuron. 57, 353-363 (2008).
  8. Macpherson, L. J., et al. Dynamic labelling of neural connections in multiple colours by trans-synaptic fluorescence complementation. Nat Commun. 6, 10024-10029 (2015).
  9. Zhang, X., Gaudry, Q. Functional integration of a serotonergic neuron in the Drosophila antennal lobe. Elife. 5, (2016).
  10. Wilson, R. I. Early olfactory processing in Drosophila: mechanisms and principles. Annu Rev Neurosci. 36, 217-241 (2013).
  11. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nat Methods. 11, 338-346 (2014).
  12. Murthy, M., Turner, G. C. Whole-cell in vivo patch-clamp recordings in the Drosophila brain. Cold Spring Harb Protoc. , 140-148 (2013).
  13. Murthy, M., Turner, G. C. Dissection of the head cuticle and sheath of living flies for whole-cell patch-clamp recordings in the brain. Cold Spring Harb Protoc. 2013, 134-139 (2013).
  14. Gu, H., O'Dowd, D. K. Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila. J Vis Exp. , (2007).
  15. Wilson, R. I., Turner, G. C., Laurent, G. Transformation of olfactory representations in the Drosophila antennal lobe. Science. 303, 366-370 (2004).
  16. Kazama, H., Wilson, R. I. Homeostatic Matching and Nonlinear Amplification at Identified Central Synapses. Neuron. 58, 401-413 (2008).
  17. Becnel, J., et al. DREADDs in Drosophila: a pharmacogenetic approach for controlling behavior, neuronal signaling, and physiology in the fly. Cell Reports. 4, 1049-1059 (2013).
  18. Armbruster, B. N., Li, X., Pausch, M. H., Herlitze, S., Roth, B. L. Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand. P Natl Acad Sci USA. 104, 5163-5168 (2007).
  19. Sun, Q. Q., Wang, X., Yang, W. Laserspritzer: A Simple Method for Optogenetic Investigation with Subcellular Resolutions. PLoS One. 9, e101600-e101608 (2014).
  20. Holloway, B. B., et al. Monosynaptic Glutamatergic Activation of Locus Coeruleus and Other Lower Brainstem Noradrenergic Neurons by the C1 Cells in Mice. J Neurosci. 33, 18792-18805 (2013).
  21. Petreanu, L., Mao, T., Sternson, S. M., Svoboda, K. The subcellular organization of neocortical excitatory connections. Nature. 457, 1142-1145 (2009).
  22. Kloppenburg, P., Ferns, D., Mercer, A. R. Serotonin enhances central olfactory neuron responses to female sex pheromone in the male sphinx moth manduca sexta. J Neurosci. 19, 8172-8181 (1999).
  23. Suster, M. L., Seugnet, L., Bate, M., Sokolowski, M. B. Refining GAL4-driven transgene expression in Drosophila with a GAL80 enhancer-trap. Genesis. 39, 240-245 (2004).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Drosophila

Похожие статьи