Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Закрыт грудь модель побудить поперечной сужение аорты у мышей

19K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/57397

⸱

5 апреля 2018 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anaesthesiology, University Hospital Bonn, 2Department of Cardiac Surgery, University Hospital Bonn, 3Institute of Physiology 2, University of Bonn, 4Department of Medicine - Cardiology, University Hospital Bonn

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол поперечной аорты сужения (TAC) через боковые торакотомии. Этот метод является малоинвазивной, закрытые груди хирургическая процедура, стремясь имитировать давление перегрузки и сердечной недостаточности в мышей, используя стандартные параметры TAC лаборатория.

Аннотация

Исследования по гипертрофии сердца и сердечной недостаточности часто основаны на давление перегрузки мыши модели индуцированных TAC. Стандартная процедура — выполнить частичное торакотомия для визуализации поперечных аорты. Однако хирургической травмы, вызванной торакотомией в открытом грудь модели изменения дыхания физиологии, как ребра расчлененные и оставил неподключенной после закрытия груди. Чтобы предотвратить это, мы создали минимально инвазивной, закрытые груди подход через боковые торакотомии. Здесь мы подходим к аорты через 2nd межреберное пространство без ввода грудной полости, оставляя мышь с менее травмы, чтобы оправиться от. Мы выполнить эту операцию с использованием стандартных лабораторных параметров для открытой груди TAC процедур с равными выживаемости. Помимо поддержания физиологического дыхания моделей из-за закрытых груди подход, мышей, как представляется, выгоду, показывая быстрого восстановления, как менее инвазивной техники появляется облегчить быстрое заживление и уменьшить иммунный ответ после травмы.

Введение

Мышь модели часто используются для имитации заболеваний человека1. Поперечная сужение аорты (TAC) используется, чтобы вызвать давление перегрузки и гипертрофия левого желудочка2. Открыть сундук TAC модели мышей был подтвержден Rockman и др. 3 и хирургическая процедура подробно описан, DeAlmeida и др. 4. кромкооблицовочный поперечной аорты более благоприятные по сравнению с брюшной аорты сужения, потому что большую часть тиража может компенсировать отрицательные последствия этой последней процедуры2.

Кольцевание поперечной аорты приводит к увеличению артериального давления в восходящей части аорты и плечеголовной артерии, но оставляет достаточно перфузии органов через дистальные сосуды (т.е. левую общую сонную артерию, левой подключичной артерии и нисходящей аорты). Это приводит к увеличению сердечной afterload и повышенных сердечной стенки стресса. Выпячивания стенки впоследствии снижается из-за утолщение волокна5. Хронические изменения в сердечной гемодинамики приводит к неэффективной адаптации и дилатации левого желудочка. Таким образом TAC создает воспроизводимый модель гипертрофии сердца, в конечном итоге приводит к сердечной недостаточности.

Стандартная процедура для TAC, как описано в DeAlmeide и др. 4 подходов аорты через частичная верхняя торакотомия через рассечение ребер или грудины и средостения, равно как и плевральной полости. Это позволяет хороший вид аорты и ее ветвей стороне. К сожалению нельзя прикрепить расчлененными ребрами, который оставляет их свободно плавающий и тем самым изменить динамику дыхание.

Мы, таким образом, установлен минимально инвазивной закрыт грудь подход к аорты с помощью боковой хирургический подход через межреберное пространство 2nd . Самое главное преимущество этой модели является возможность выполнения TAC без даже резки через ребра. Хирургической травмы ограничивается разрез кожи и рассечение межреберные мышцы. Эта процедура минимизирует травмы, сам и помогает поддерживать стабильность адекватных груди.

Здесь мы описываем подробные пошаговые процедуры для выполнения TAC хирургии мышей без выполнения общего или верхняя торакотомии. Высокая частота Doppler была использована для обеспечения успеха TAC как описано 6,7.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этот протокол был одобрен Комитетом по этике для животных экспериментов LANUV Реклингхаузен (#84-02.04.2016.A374). Как правило, эта процедура выполняется на взрослых мышей > 10-недельного возраста. Однако это возможно для выполнения этой операции на молодых животных, а также. Перед использованием необходимо стерилизовать хирургические инструменты и все шаги должны быть выполнены в асептических условиях.

1. индукции анестезии и интубации

  1. Придать бупренорфин 0,1 мкг/г веса тела внутрибрюшинно для облегчения боли. Повторите внутрибрюшинной инъекции бупренорфина 0,1 мг/кг каждые 8 ч для следующих трех дней после операции.
  2. Для индукции поместите указатель мыши в поле индукции анестезии, который подключен к испарителем, равным 3,0 Vol % изофлюрановая с поток кислорода 1 Л/мин.
  3. Обеспечение глубокого наркоза, вызывая тактильный раздражитель.
    Примечание: Увеличение Vol % от изофлюрановая до 5%, если не индукции анестезии или наркоза не достаточно глубоко.
  4. Щепотка хвост мыши, чтобы обеспечить отсутствие рефлекс. В случае полного отсутствия рефлексов, весят мыши для установки оптимального вентилятора (см. 1.12).
  5. Переместите мышь в контролируемой температурой эксплуатации таблицу для поддержания температуры тела 37 ° c на протяжении всей процедуры.
  6. Место нос мыши в пластиковый конус, который подключен к поле индукции анестезии для поддержания наркоза.
  7. Исправьте верхних резцов мыши с швом нейлона. Фиксировать конечностей клейкой лентой.
  8. Давление на задние лапы с наконечником щипцы для обеспечения адекватного наркоза снова. В отсутствие рефлекс вывод перейти с помощью следующих шагов.
    Примечание: Увеличить объем % изофлюрановая, если не индукции анестезии или наркоза не достаточно глубоко и ждать отсутствие вывода рефлекс.
  9. Место Стерильные глазные смазки на роговицу для предотвращения высыхания под наркозом.
  10. Смажьте ректальный датчик, чтобы избежать травм, ректальные. Вставьте ректальной температуры зонда для обеспечения основных температуре 37 ° C.
  11. Депилировать горла и верхней части груди с депиляционный крем согласно инструкциям производителя. Протрите крема через 1 мин. При необходимости повторите этот шаг, пока не успешным.
    Примечание: Используйте ватным наконечником тампоны при кровотечении.
  12. Чистота области депилируемое с 70% этиловом спирте. Затем примените повидон йода для дезинфекции местных кожи 3 раза и по крайней мере 3 мин.
  13. Настройте параметры вентилятора для физиологических параметров. Установите частоту дыхания 150/мин и приливные тома до 8-10 мкл/г веса тела (BW).
  14. Поставьте на новую пару стерильные перчатки. Поместите курсор мыши под микроскопом хирургические и наведите мышь стерильные перфорированную пелерина.
  15. Надрезать кожу на средней линии около 3 мм под нижней челюсти до 2-го ребра. Определение средней линии и соединительной ткани подчелюстной железы. Затем используйте угловой Внутрикапсульный щипцами осторожно разделить железы на срединной тупо с двумя щипцами и исследовать трахеи мышцы.
  16. Подготовьте трахеи осторожно потянув пункт трахеи мышцы врозь тупо Внутрикапсульный пинцетом.
  17. Потяните на языке с щипцами для разглаживания горла для легче интубации условий и аккуратно вставьте канюлю интубации (OD 1,2 мм) внутри трахеи. Подтвердите интубации, путем прямой визуализации трубки внутри трахеи и проверки для надлежащего груди движения.
  18. Регулировка изофлюрановая концентрации после интубации в 2% изофлюрановая с потоком 1,0 Л/мин и 100% O2.
    Примечание: Если не остановить дыхание движений или мышей начать движение, во-первых, увеличьте частоту дыхания до 180/мин. При необходимости увеличивают концентрацию изофлюрановая до 3,5% вторично до тех пор, пока мышь перестает дышать самостоятельно. Оценку утечки или недостаточное наполнение испаритель как наиболее распространенных проблем.
  19. Кроме того выполнение интубации, как это предлагается в следующих шагах суб.
    1. Поместите указатель мыши на таблице под углом 60°.
    2. Фиксировать конечностей мыши с клейкой лентой и откинуть голову.
    3. Источник холодного света место непосредственно на кожу над гортани.
    4. Слегка потяните язык с щипцами для визуализации голосовые связки.
    5. Вставьте пластиковую трубку IV-канюля (24 G) через голосовые связки и соедините пластиковой трубки параметры вентилятора.
    6. Подключите вентилятор к канюля для подтверждения интубации synchrone груди движениями.
      Примечание: Если не остановить дыхание движений или мышей начать движение, во-первых, увеличьте частоту дыхания до 180 / мин. При необходимости увеличивают вторично изофлюрановая концентрацию до 3,5% до тех пор, пока мышь перестает дышать самостоятельно. Оценки утечки или недостаточное наполнение испаритель как наиболее распространенных проблем.

2. предоперационная доплеровского измерения

  1. Подготовьте оба сонных артерий которые кладут дополнить трахеи, осторожно потянув соединительной ткани друг от друга с щипцами.
  2. Место кончике 20 МГц Doppler зонд с некоторых стерильных УЗИ гель на правой и левой сонной артерии на угол меньше, чем 45°.
  3. Медленно поверните зонд для перемещения боковых и медиальнее найти доплеровского сигнала и наклоните зонд для оптимизации сигнала.
  4. Используйте Doppler программное обеспечение для отображения и хранения скорости потока в правой и левой общей сонной артерии на компьютере.

3. торакотомия

  1. Используйте набор стерильных перчаток для каждого индивидуального мыши для предотвращения инфекции хирургические сайта.
  2. Разверните разрез кожи вплоть до 2nd межреберных пространства с ножницами.
  3. Визуально определить 2nd межреберное пространство путем подсчета ребер и тупо проникают этого пространства Внутрикапсульный пинцетом.
    Примечание: 1st ребра расположен под ключицы и поэтому не видны потому что 2nd межреберное пространство находится между первой видимой ребра (т.е. 2nd ребро) и 3rd ребра.
  4. Откройте 2nd межреберное пространство с помощью щипцов советов и вставьте ретракторы.
  5. Отрегулируйте ретракторы с резинкой прилагается к операционному столу, чтобы иметь четкое представление о тимуса.
  6. При кровотечении использовать хлопок отзыв и нажмите на поверхностные сосуды на 2 мин.

4. диапазонов поперечной аорты

  1. Отрегулируйте масштаб до 200% для определения средней линии и соединительной ткани. Затем используйте угловой щипцами осторожно разделить тимуса. Удаление жировой ткани, пока аорты можно видеть ясно.
  2. Подготовьте тоннель с угловой, связывая щипцы под поперечной аорты между плечеголовной артерии и левую общую сонную артерию (см. Рисунок 1). Держите конец 6.0 шовный материал с помощью тонкой щипцами и пропустите нить под аорты.
  3. Возьмите нить с второй щипцы от другой стороны арки.
  4. Отрезать кусок длиной 3-мм длиной 27 G использовать иглу как заполнитель для TAC-перевязки для мышей, весом от 19-25 г веса тела и игла 26 G как заполнитель для мышей > 25 g BW.
  5. Осторожно поместите прокладку параллельно поперечной аорты.
  6. Подготовьте потерять двойным узлом на прокладку и обеспечить оптимальное размещение распорку параллельно в аорту. Затем связать первого броска и быстро выполнить второй наоборот броска. Незамедлительно удалите прокладку.
  7. Для Шам мышей для элемента управления, выполните тот же протокол, опуская лигирование аорты.
  8. Закройте 2nd межреберных пространства с 6.0 полипропиленовые швом. Уделять особое внимание подключичные судов, когда безлигатурные.
  9. Шовный материал кожи с помощью 6.0 полипропиленовые шва в шаблоне непрерывный шов.

5. Подтверждение успешного Перевязка поперечных аорты

  1. Место 20 МГц Doppler зонд с обеих сторон шеи под углом 45° и в раздел 2.
  2. Документ скорости потока на каждой стороне.
    Примечание: Успешное TAC может быть проверен скорости Doppler потока, как показано на рисунке 2. Соотношение скорости потока 4-10 между правой и левой сонной артерии обычно гарантирует адекватные TAC (см. Рисунок 2).

6. сердце урожай

  1. Побудить наркоза согласно шаги 1.2. и 1.3.
  2. Поместите указатель мыши в камере эвтаназии и отрегулировать скорость потока двуокиси углерода для вытеснения 10-30% от объема/минуту.
  3. Фиксировать мыши на таблицу хирургии. Откройте живота с ножницами и урожай кровь из нижней полой вены с канюля для дальнейшего анализа.
  4. Вырезать диафрагмы и грудная кость с сильным ножницами и удалить сердце.
  5. Удалите все артериальной и соединительной ткани до взвешивания сердца.
  6. Отдельные правый желудочек и перегородки из левого желудочка и весят обоих образцах.
  7. Замораживание в жидком азоте обоих образцов ткани.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Успешный TAC гарантирует индукции перегрузки давления и гипертрофии левого желудочка. Специальная проверка давления перегрузки может быть достигнуто с помощью измерения скорости Doppler потока, как показано на рисунке 2. В то время как дооперационном скорости кровотока равно в обоих сонных артерий, TAC вызывает скорость дополненной кровотока в правой сонной артерии из-за повышенного давления в левого желудочка и аорты причиняя пост стенозирующего аттенуирован...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Быстрое наступление гипертензия вследствие TAC отличается от клинически значимых гипертрофии, вызванные аортальный стеноз или гипертонии. Тем не менее использование малых животных моделей побудить сердечной недостаточности имеет много преимуществ и следовательно, выбирается многих детективов11. Этот закрытый груди модель улучшает уже существующие модели хирургической техники, чтобы побудить поперечной сужение аорты в мышей4.

Наиболее важным этапо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Мы благодарим Стиллы Фред и Сюзанна Шульц за их технической помощи. Это исследование финансируется не.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Напорно-объемный катетерMillar Instruments, СШАSPR-839
Аппарат искусственной вентиляции легких для мышейHarvard Apparatus GmbH, ГерманияMinivent - TYPE 845
Аппарат искусственной вентиляции легких для мышейHarvard Apparatus GmbH, ГерманияY-образное соединение с интубационной канюлей OD 1,2 мм 73-2844
VaporizerDrä ger Medical AG&CO. KG, Германия19.3 Изофлуран-Вапорайзер (более новая версия доступна по каталожному номеру  D-877-2010)
Микроскоп Leica Microsystems, ГерманияMZ 7.5
Источник света Schott AG, ГерманияKL 1500 LCD
6-0 ProleneEthicon, СШАПолипропиленовый шовный материал BV-1 9,3 мм 3/8cшовный материал для хирургии
SeraflexSerag Wiessner, ГерманияUSP 5/0 schwarz;   IC108000 Шов для сужения
Гомеотермически управляемые операционные столыHarvard Apparatus GmbH, ГерманияTyp 872/3 HT со штативной стойкой и гомотеотермическим контроллером Тип 874; 73-4233
Гибкий ректальный зондHarvard Apparatus GmbH, Германия1,6 мм OD; 55-7021
Доплеровский прибор для визуализации сигналовIndus Instruments, СШАДоплеровская рабочая станция обработки сигналов (DSWP) с импульсным доплеровским модулем
Интракапсулярные щипцы ArrugaAltomed, ВеликобританияA5400
Доплеровский зондIndus Instruments, США20 МГц Трубчатый зонд
Jaffe Lid RetractorAltomed, ВеликобританияA3513
20 МГц

Ссылки

  1. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).
  2. Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).
  3. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  4. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. Transverse Aortic Constriction in Mice. J Vis Exp JoVE. (38), (2010).
  5. Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle. J Clin Invest. 56 (1), 56-64 (1975).
  6. Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffet, G. E. Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy. Ultrasound Med Biol. 34 (6), 892-901 (2008).
  7. Reddy, A. K., et al. Pulsed Doppler signal processing for use in mice: applications. IEEE Trans Biomed Eng. 52 (10), 1771-1783 (2005).
  8. Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice. Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293 (5), H2870-H2877 (2007).
  9. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. JoVE J Vis Exp. (100), e52618(2015).
  10. Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (5), H2119-H2130 (2007).
  11. Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).
  12. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K. W., Chow, B. K. C. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. J Vis Exp JoVE. (121), (2017).
  13. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy. J Vis Exp. (127), (2017).
  14. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., Baumgarten, G. A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion. J Vis Exp JoVE. (65), (2012).
  15. Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines. Eur Respir J. 17 (3), 488-494 (2001).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Закрыт грудь модель побудить поперечной сужение аорты у мышей
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.