Методическая статья

Простой и воспроизводимый метод подготовить образцы мембраны из микрососудов мозга свежевыделенных крыса

DOI:

10.3791/57698

⸱

7 мая 2018 г.

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, College of Medicine, University of Arizona, Tucson

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь описан метод для изоляции микрососудов мозга крыс и для подготовки проб мембраны. Этот протокол имеет явное преимущество производства обогащенного microvessel образцы с приемлемым белка выход из отдельных животных. Образцы могут затем использоваться для анализа надежных белка на мозг микрососудистой эндотелия.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) является динамической барьер ткани, которая реагирует на различные раздражители, патофизиологические и фармакологические. Такие изменения, вытекающие из этих стимулов может значительно модулировать доставки лекарств в мозг и выдвижением, вызывают значительные трудности в лечении центральной нервной системы (ЦНС) заболеваний. Многие BBB изменения, которые влияют на фармакотерапии, включать белки, которые локализованы и выражены на уровне эндотелиальных клеток. Действительно такие знания о физиологии BBB в здоровье и болезни вызвал значительный интерес к изучению этих мембранных белков. С точки зрения исследований фундаментальной науки это подразумевает потребность в простой, но надежный и воспроизводимый метод для изоляции микрососудов из ткани мозга, добываемых из подопытных животных. Чтобы подготовить образцы мембраны из свежевыделенных микрососудов, важно, что препаратов примере быть обогащенный в эндотелиальных клетках, но ограничены в присутствии других типов клеток, нервно-сосудистого подразделения (т.е., астроциты, микроглии, нейронов, pericytes). Дополнительным преимуществом является возможность готовить образцы из отдельных животных с целью захвата истинной изменчивость белков в экспериментальной населения. В этой рукописи предоставляются подробности относительно метода, который используется для изоляции микрососудов мозга крыс и подготовки образцов мембраны. Microvessel обогащения, от образцов, полученных, достигается с помощью четырех шагов центрифугирования, где декстрана включен в буфере выборки. Этот протокол может быть легко адаптирована в других лабораториях для их собственных конкретных приложений. Было показано, что образцы, созданные из этого протокола дают надежные экспериментальные данные от белка анализа экспериментов, которые могут значительно облегчить понимание BBB ответы на физиологические, патофизиологические и фармакологические стимулы.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) существует на стыке центральной нервной системы (ЦНС) и кровообращения и играет важную роль в поддержании гомеостаза головного мозга. В частности BBB функций для точного управления вещества концентрации в внеклеточной жидкости мозга и чтобы эффективно поставки этих питательных веществ, которые необходимы ткани мозга выполнять значительные метаболические требования ЦНС1. Эти роли подразумевают, что BBB, который существует в первую очередь на уровне микрососудистой эндотелиальных клеток, должны обладать дискретных механизмов, которые позволяют некоторые вещества, чтобы получить доступ к паренхимы мозга, обеспечивая, что может потенциально опасные ксенобиотики накапливаются. Действительно микрососудистой эндотелиальные клетки мозга не перфорированную и выставку ограниченное Пиноцитоз, которая обеспечивает отсутствие неизбирательной проницаемости2. Кроме того эндотелиальные клетки мозга microvessel Экспресс туго junction и adherens перекрестка белки, которые действуют в форме физического «печать» между соседними эндотелиальных клеток и значительно ограничивают параклеточный диффузии веществ кровь в мозг паренхимы. Действительно селективный проницаемость эндогенных и экзогенных веществ требует функциональных выражение поглощения и измеряем транспортеры3. В целом, туго развязок, adherens развязок и транспортеры работают в концерте для поддержания уникальных барьерные свойства BBB.

BBB является динамической барьер, который реагирует на физиологические, патофизиологические и фармакологические раздражителей. Например было показано модулировать выражение критических туго Джанкшен белков (т.е., occludin, ресничный occluden-1 (ZO-1)), который связан с повышенной параклеточный проницаемости сосудистой маркеров таких гипоксии/реоксигенацию стресс как сахароза4,5,6. Аналогичные замечания были сделаны на уровне BBB в параметре черепно-мозговой травмы7 и периферические воспалительные боли8,9. Эти же заболевания также могут модулировать транспортных механизмов BBB10,11,12,,1314. Действительно, гипоксии/реоксигенацию травмы повышает функциональные выражения органических анионов, транспортировки 1a4 полипептид (Oatp1a4) на BBB, которые могут привести к значительным увеличением крови к мозгу перевозки конкретных Oatp транспорта субстратов такие как 13taurocholate и аторвастатина. BBB свойства также могут быть изменены по фармакотерапии, механизм, который может стать основой для обоих глубокие изменения в эффективности препарата в головном мозге и наркотиков лекарственных взаимодействий. Например ацетаминофен цели ядерных рецепторов сигнальных механизмов в микрососудистой эндотелиальных клеток головного мозга, увеличивает функциональные выражения критических измеряем транспортера Р-гликопротеина (P-gp) и изменяет время зависимых анальгезии предоставленных морфина, опиоидов болеутоляющие наркотиков и установленным P-gp транспорт субстрат15. Глубокое понимание BBB изменений, которые могут быть индуцированных заболеваний или наркотиков, также требует определения и характеристик конкретных механизмов регулирования, которые контролируют эти изменения. Действительно, было выявлено дискретных сигналов пути в мозг микрососудистой эндотелиальных клеток, которые контролируют молекулярных выражение туго съезда белки16,17 и транспортеры15, 18,19. Взятые вместе, эти наблюдения показывают, что сложные молекулярные пути участвуют в регуляции BBB плотные соединения и транспортеров в здоровье и болезни.

Значительные трудности в изучении BBB является абсолютным требованием простой и эффективный метод для изоляции микрососудов из ткани мозга, полученных экспериментальных животных и последующей подготовки образцов мембраны. Эти образцы должны быть готовы, так что они являются обогащенный микрососудистой эндотелиальных клеток мозга и ограничены в присутствии других типов клеток. За последние несколько лет в научной литературе13,20,,2122были зарегистрированы несколько методик для изоляции microvasculature от грызунов мозга. Эта статья описывает простой, надежный и воспроизводимый метод для изоляции микрососудов от мозга крысы и для подготовки эндотелиальной мембраны обогащенный образцов, которые могут использоваться для анализа выражения протеина. Преимуществом этого протокола изоляции microvessel является возможность получения образца препаратов высокого качества и с достаточно белка урожая от отдельных экспериментальных животных. Это дает возможность рассмотрения изменчивости между животных в выражении протеина. Такое продвижение в этом протоколе значительно улучшилась надежности ВВВ исследований потому, что теперь можно избежать чрезмерной оценки (или недооценки) истинного масштаба изменений белка на BBB. Кроме того включение нескольких шагов центрифугирования с декстрана позволяет улучшенная обогащения микрососудов в экспериментальных образцов при облегчении удаления нежелательных клеточных компонентов таких нейронов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все изложенные ниже процедуры были одобрены институциональный уход животных и использование Комитет (IACUC) и соответствовать национальных институтов здравоохранения (НИЗ) и животных исследования: In Vivo экспериментов (прибытие) руководящих принципов представления докладов. Процедурные поток для протокола изображен на рисунке 1.

1. Установка для процедуры

  1. Подготовка мозга microvessel буфера (BMB). Начните с весом 54,66 g D-маннит, 1,90 g EGTA и базы 2-amino-2-(hydroxymethyl)-1,3-propanediol (то есть, Tris) 1,46 g в чистый стакан. Добавление 1.0 Л деионизированной воды. Смешайте компоненты в BMB буфер с помощью магнитной мешалкой. После того, как решение было тщательно перемешивают, отрегулируйте рН 7,4, используя 1.0 М HCl.
  2. Готовят раствор 26% декстрана (75 000 МВт) (w/v) до обезболивающим животных. Приготовляют раствор декстрана, как описано в следующих шагах.
    Примечание: Крайне важно подготовить это решение досрочно, потому что декстран может занять примерно 1,5-2 ч раствориться в водный буфера.
    1. Весят из пудры декстрана (26 г на 100 мл буфера) в чистый стакан.
    2. Отмерьте соответствующий объем БМБ и обойтись в отдельный, чистый стакан.
    3. Медленно залейте BMB в стакан, содержащей пудры декстрана. Вручную смесь пудры декстрана во время разливки BMB, используя стекло перемешать стержня.
    4. Отрегулируйте пэ-аш до 7,4 с 1,0 М HCl непосредственно перед использовать.
      Примечание: Типичный изоляции микрососудов мозга от 12 отдельных крысах Sprague-Dawley (мужчина или женщина; 3-месячного возраста; 200-250 g) требует 200 мл раствора декстрана (т.е., 52 g декстрана в 200 мл BMB).

2. Добыча ткани мозга от крысах Sprague-Dawley

  1. После желаемого экспериментальное лечение, анестезировать крысах Sprague-Dawley, с использованием кетамина (50 мг/кг; и.п. 2,5 мл/кг) и ксилазина (10 мг/мл; 2,5 мл/кг I, p.). Разбавьте кетамина и ксилазина в солевой раствор 0,9% для окончательного концентрации 20 мг/мл и 4,0 мг/мл соответственно. Усыпить животных путем обезглавливания, используя заостренный гильотинные IACUC руководящим принципам. Используйте ту же процедуру для мужчин и женщин Sprague-Dawley крыс.
  2. Иссечения кожи от крыс черепа, сделав один поперечного раскроя, используя Ножницы хирургические.
  3. С помощью rongeurs, тщательно удалить пластину черепа и подвергнуть мозг.
  4. Удаление мозга с помощью шпателя. Отсоединить головного мозга и изолированные мозговой ткани в конической Тюбик 50 мл, содержащие 5 мл BMB. Добавление 1.0 мкл ингибитора протеазы, коктейль 1.0 мл BMB буфера непосредственно перед использованием.

3. мозг обработка

  1. Передать ткани мозга от конической Тюбик 50 мл чистого Петри.
  2. Аккуратно с помощью щипцов, ролл мозг на 12,5 см диаметр фильтровальной бумаги для удаления внешних оболочек мозга, которые слабо соблюдаются коры головного мозга. Аккуратно нажмите ткани мозга против фильтровальная бумага и рулон ткани снова. Включите фильтр бумага часто во время этого шага.
  3. Сосудистое сплетение отделите от полушарий, используя пинцет.
    Примечание: Сосудистое сплетение появляется как ясно мембранные ткани, локализованных на поверхности желудочков головного мозга.
  4. Нежно придавить мозговой ткани и удалить оставшиеся мозговых оболочек и обонятельные луковицы, используя пинцет.
  5. Поместите ткани коры мозга в ступке охлажденный бокал. Добавьте 5,0 мл BMB содержащий ингибитор протеазы коктейль с раствором.
  6. С использованием гомогенизатора электропередачи, гомогенизировать ткани мозга с помощью 15 вверх и вниз штрихов при 3700 об/мин. Выполните усреднения с помощью мясорубки ткани ступку и пестик 10 мл. Между гомогенизации каждого индивидуального образца чистая пестик с помощью 70% этиловом спирте.
    Примечание: Гомогенизации штрихи должны согласовываться в рамках ПАСЕ и величины.
  7. Налейте помечены пробирок огневки.

4. центрифугирования шаги

  1. Добавьте 8.0 мл раствора 26% декстрана в каждой меткой центрифуги трубка, содержащая мозга огневки.
  2. Инвертировать трубки дважды и затем тщательно вихревой образца. Проводить vortexing каждого образца с использованием множественных углов для обеспечения тщательного перемешивания раствора огневки мозга с 26% декстрана раствором.
  3. Центрифуга образцы на 5000 x g 15 мин при 4 ° C.
    Примечание: Для некоторых анализов, полезно сравнить микрососудов мозга с паренхимы мозга. Оценки выражения протеина в паренхиме мозга следует требуется, супернатант от этого шага центрифугирования (то есть, мозг Паренхиматозный фракция) могут быть собраны и температуре-80 ° C для использования в будущем.
  4. Удалите с помощью вакуум отсос супернатант и стеклянной пипетки Пастера.
    Примечание: Необходимо проявлять осторожность не беспокоить гранулы. В противном случае будет сокращено количество мозга микрососудов сбор, который значительно снизится урожайность белка от этой процедуры.
  5. Ресуспензируйте гранулы в 5,0 мл BMB содержащий ингибитор протеазы коктейль (т.е., 1.0 мкл ингибитор протеазы коктейль 1.0 мл BMB буфера). Вихрь гранулы для обеспечения тщательного перемешивания.
  6. Добавьте 8.0 мл 26% декстрана в каждой пластиковых пробирок и вихрь, как описано в шагах 4.1-4.2 настоящего Протокола.
  7. Центрифуга образцы на 5000 x g 15 мин при 4 ° C.
  8. С помощью термос и стеклянной пипетки, аспирационная супернатант и убедитесь, что гранулы, содержащие microvessel мозга не нарушается.
    Примечание: Избыток материала, которое присоединилось к стенкам трубки не содержат микрососудов и должны быть тщательно очищены и удалены.
  9. Повторите шаги 4,5-4,8 на дополнительные два раза.
  10. После 4 декстрана центрифугирования шаги завершены, добавьте 5,0 мл BMB каждой лепешки и вихревой Ресуспензируйте образца.
    Примечание: После завершения шага 4.10, весь микрососудов могут быть собраны для анализа белка локализации. Это может быть достигнуто, приняв 50 мкл аликвота вновь приостановлено microvessel гранул и размытие на стекло микроскопа. Микрососудов затем тепло исправлена на 95 ° C в течение 10 мин на Отопление блока после фиксации в ледяной этанола за дополнительные 10 минут слайды могут затем сохраняться в 4 ° C до тех пор, пока требуется для обработки изображений исследования.

5. Ultracentrifugation подготовить образцы всего мозга микрососудистой мембран

  1. Передача образцов в гомогенизатор охлажденный бокал.
  2. С использованием гомогенизатора электропередачи, гомогенизировать мозговой ткани, с помощью 8-10 вверх и вниз штрихов при 3000 об/мин. Гомогенизация осуществляется с использованием 10 мл ступку и пестик ткани точильщика. Чистая пестик, используя после гомогенизации каждого индивидуального образца на 70% спирте.
  3. Передача образцов для очистки ультрацентрифуга трубы. Количество и вес каждого индивидуального трубки. Баланс и пары труб перед погрузкой в ротор Ультрацентрифуги.
    Примечание: Все весом и сопряжения ультрацентрифуга труб должны проводиться с шапки на обеспечить точное измерение веса трубки.
  4. Центрифуга образцы на 150 000 x g за 1 час при 4 ° C.
  5. С помощью термос и стеклянной пипетки Пастера, аспирационная супернатант использовать осторожно, чтобы не нарушить Пелле Капиллярные мембраны.
  6. Основываясь на размер гранул, добавьте соответствующий объем буфера для хранения, который состоит из деионизированной воды и BMB в соотношении 1:1 (v/v). Как правило окатыши являются высокомобильна в 400-500 мкл буфера для хранения. Добавьте коктейль ингибитор протеазы в буфер хранения в соотношении 1,0 мкл на 1,0 мл буфера хранения.
  7. Вихревой образцов Ресуспензируйте Пелле в буфер хранения.
  8. С помощью стеклянной пипетки Пастера, капиллярные мембраны образцы передать пробки microcentrifuge меткой 1,5 мл.
  9. Перевал образца через иглу шприца 5 x для обеспечения образец тщательно перемешивают и что существуют без клеточных агрегатов.
  10. Хранить образцы на-80 ° C до тех пор, пока необходимые для анализа.
    Примечание: Содержание белка каждого образца мембраны microvessel измеряется с помощью метода Брэдфорд.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Экспериментальный поток для изоляции микрососудов мозга крыс и для подготовки проб мембраны microvessel показан на рисунке 1. С помощью процедуры, представленные здесь, свидетельствует успешное изоляции нетронутыми микрососудов от мозга крысы (рис. 2A). Эти суда были получены после завершения центрифугирования с декстрана и сразу же до начала ultracentrifugation подготовить образцы мембраны (т.е. После завершения шага 4.10). На э...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье описан простой и эффективный метод подготовки образцы протеина мембраны из микрососудов, свежезаваренным изолированы от ткани мозга крысы. Несколько подходов для изоляции микрососудов мозга крыс и/или поколение мембранных препаратов от изолированных microvasculature поступили в литературе13,20,,2122 , 24. Хотя в принципе аналогично Протокол изоля...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана грантов от национальных институтов здравоохранения (R01-NS084941) и биомедицинских исследований Комиссии Аризона (ADHS16-162406) PTR. WA получил прошлом поддержки от предварительного докторских назначение национальных институтов здравоохранения обучения Грант (T32-HL007249).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Коктейль ингибиторов протеазыSigma-Aldrich#P8340Компонент буфера микрососудов головного мозга
D-маннитолSigma-Aldrich#M4125Компонент буфера микрососудов головного мозга
EGTASigma-Aldrich#E3889Компонент буфера микрососудов головного мозга
Trizma BaseSigma-Aldrich#T1503Компонент буфера микрососудов головного мозга
Декстран (MW 75,000)Spectrum Chemical Mftg Corp#DE125Декстран, используемый на этапах центрифугирования для отделения микрососудов от паренхимы мозга
ZetamineMWI Animal Health#501072Общий анестетик
КсилазинWestern Medical Supply#5530Общий анестетик
0,9% физиологический растворWestern Medical SupplyН/ДОбщий анестетик разбавляющая
фильтровальная бумага (диаметр 12,5 см)VWR#28320-100Используется для удаления мозговых оболочек из мозговой ткани
Центрифужные пробиркиSarstedt#60.540.386Одноразовые пробирки используются для этапов центрифугирования декстрана
Pierce™ Coomassie Plus (Bradford) AssayThermoFisher Scientific#23236Измерение концентрации белка в мембранных препаратах
Wheaton Overhead Power HomogenizerDWK Life Sciences#903475Требуется для гомогенизации образцов
10,0мл стеклянной ступки и измельчителя тканейпестика DWK Life Sciences#358039Требуется для гомогенизации образцов
Соляная кислотаSigma-Aldrich#H1758Требуется для регулировки pH буферов
Бычья сыворотка АльбуминThermoFisher Scientific#23210Стандарт белка для Брэдфордского анализа
Стандартные щипцыFine Science Tools#91100-12Используется для препарирования мозговой ткани
Friedman-Pearson RongeursFine Science Tools#16020-14Используется для вскрытия черепа с целью изоляции мозга
Конические центрифужные пробирки 50 млThermoFisher Scientific#352070Используются для сбора мозговой ткани после изоляции
Стекло Пастер ПипецThermoFisher Scientific#13-678-20CИспользуются для аспирации клеточного мусора после декстрановых вращений
Этанол, безводныйSigma-Aldrich#459836Используются для очистки тканей шлифовальной машины; разбавляются до 70% дистиллированной водой
Ультрацентрифужные пробиркиBeckman-Coulter#41121703Используются для ультрацентрифугирования образцов

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rolfe, D. F., Brown, G. C. Cellular energy utilization and molecular origin of standard metabolic rate in mammals. Physiol Rev. 77 (3), 731-758 (1997).
  2. Brzica, H., Abdullahi, W., Ibbotson, K., Ronaldson, P. T. Role of Transporters in Central Nervous System Drug Delivery and Blood-Brain Barrier Protection: Relevance to Treatment of Stroke. J Cent Nerv Syst Dis. 9, 1179573517693802(2017).
  3. Ronaldson, P. T., Davis, T. P. Targeting transporters: promoting blood-brain barrier repair in response to oxidative stress injury. Brain Res. 1623, 39-52 (2015).
  4. Witt, K. A., Mark, K. S., Hom, S., Davis, T. P. Effects of hypoxia-reoxygenation on rat blood-brain barrier permeability and tight junctional protein expression. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285 (6), H2820-H2831 (2003).
  5. McCaffrey, G., et al. Occludin oligomeric assemblies at tight junctions of the blood-brain barrier are altered by hypoxia and reoxygenation stress. J Neurochem. 110 (1), 58-71 (2009).
  6. Lochhead, J. J., et al. Oxidative stress increases blood-brain barrier permeability and induces alterations in occludin during hypoxia-reoxygenation. J Cereb Blood Flow Metab. 30 (9), 1625-1636 (2010).
  7. Lucke-Wold, B. P., et al. Bryostatin-1 Restores Blood Brain Barrier Integrity following Blast-Induced Traumatic Brain Injury. Mol Neurobiol. 52 (3), 1119-1134 (2015).
  8. Campos, C. R., Ocheltree, S. M., Hom, S., Egleton, R. D., Davis, T. P. Nociceptive inhibition prevents inflammatory pain induced changes in the blood-brain barrier. Brain Res. , 6-13 (2008).
  9. Ronaldson, P. T., Demarco, K. M., Sanchez-Covarrubias, L., Solinsky, C. M., Davis, T. P. Transforming growth factor-beta signaling alters substrate permeability and tight junction protein expression at the blood-brain barrier during inflammatory pain. J Cereb Blood Flow Metab. 29 (6), 1084-1098 (2009).
  10. Seelbach, M. J., Brooks, T. A., Egleton, R. D., Davis, T. P. Peripheral inflammatory hyperalgesia modulates morphine delivery to the brain: a role for P-glycoprotein. J Neurochem. 102 (5), 1677-1690 (2007).
  11. Ronaldson, P. T., Finch, J. D., Demarco, K. M., Quigley, C. E., Davis, T. P. Inflammatory pain signals an increase in functional expression of organic anion transporting polypeptide 1a4 at the blood-brain barrier. J Pharmacol Exp Ther. 336 (3), 827-839 (2011).
  12. Pop, V., et al. Early brain injury alters the blood-brain barrier phenotype in parallel with beta-amyloid and cognitive changes in adulthood. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (2), 205-214 (2013).
  13. Thompson, B. J., et al. Hypoxia/reoxygenation stress signals an increase in organic anion transporting polypeptide 1a4 (Oatp1a4) at the blood-brain barrier: relevance to CNS drug delivery. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 699-707 (2014).
  14. Tome, M. E., et al. P-glycoprotein traffics from the nucleus to the plasma membrane in rat brain endothelium during inflammatory pain. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (11), 1913-1928 (2016).
  15. Slosky, L. M., et al. Acetaminophen modulates P-glycoprotein functional expression at the blood-brain barrier by a constitutive androstane receptor-dependent mechanism. Mol Pharmacol. 84 (5), 774-786 (2013).
  16. Artus, C., et al. The Wnt/planar cell polarity signaling pathway contributes to the integrity of tight junctions in brain endothelial cells. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (3), 433-440 (2014).
  17. Yu, H., et al. Long-term exposure to ethanol downregulates tight junction proteins through the protein kinase Calpha signaling pathway in human cerebral microvascular endothelial cells. Exp Ther Med. 14 (5), 4789-4796 (2017).
  18. Abdullahi, W., Brzica, H., Ibbotson, K., Davis, T. P., Ronaldson, P. T. Bone morphogenetic protein-9 increases the functional expression of organic anion transporting polypeptide 1a4 at the blood-brain barrier via the activin receptor-like kinase-1 receptor. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (7), 2340-2345 (2017).
  19. Mesev, E. V., Miller, D. S., Cannon, R. E. Ceramide 1-Phosphate Increases P-Glycoprotein Transport Activity at the Blood-Brain Barrier via Prostaglandin E2 Signaling. Mol Pharmacol. 91 (4), 373-382 (2017).
  20. Betz, A. L., Csejtey, J., Goldstein, G. W. Hexose transport and phosphorylation by capillaries isolated from rat brain. Am J Physiol. 236 (1), C96-C102 (1979).
  21. Yousif, S., Marie-Claire, C., Roux, F., Scherrmann, J. M., Decleves, X. Expression of drug transporters at the blood-brain barrier using an optimized isolated rat brain microvessel strategy. Brain Res. 1134 (1), 1-11 (2007).
  22. McCaffrey, G., et al. Tight junctions contain oligomeric protein assembly critical for maintaining blood-brain barrier integrity in vivo. J Neurochem. 103 (6), 2540-2555 (2007).
  23. Brzica, H., et al. The liver and kidney expression of sulfate anion transporter sat-1 in rats exhibits male-dominant gender differences. Pflugers Arch. 457 (6), 1381-1392 (2009).
  24. Ronaldson, P. T., Bendayan, R. HIV-1 viral envelope glycoprotein gp120 produces oxidative stress and regulates the functional expression of multidrug resistance protein-1 (Mrp1) in glial cells. J Neurochem. 106 (3), 1298-1313 (2008).
  25. Pustylnikov, S., Sagar, D., Jain, P., Khan, Z. K. Targeting the C-type lectins-mediated host-pathogen interactions with dextran. J Pharm Pharm Sci. 17 (3), 371-392 (2014).
  26. Obermeier, B., Daneman, R., Ransohoff, R. M. Development, maintenance and disruption of the blood-brain barrier. Nat Med. 19 (12), 1584-1596 (2013).
  27. Abdullahi, W., Davis, T. P., Ronaldson, P. T. Functional Expression of P-glycoprotein and Organic Anion Transporting Polypeptides at the Blood-Brain Barrier: Understanding Transport Mechanisms for Improved CNS Drug Delivery? AAPS J. 19 (4), 931-939 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи