Методическая статья

Инвазивный метод для активации мыши зубчатой извилине, высокой частоты стимуляции

7.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/57857

⸱

2 июня 2018 г.

 , 
1Department of Neurobiology, Beijing Institute of Basic Medical Sciences, 2Key Laboratory of Neuroregeneration, Co-innovation Center of Neuroregeneration, Nantong University

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол показывает, как создать надежный метод HFS мышей. Нейронов в зубчатой извилине гиппокампа электрически стимулируется HFS прямо и косвенно в естественных условиях. Активность нейронов и молекулярных сигналов, изучаются c-fos и Notch1 immunofluorescent окрашивание, соответственно; Нейрогенез количественно Бромдезоксиуридин маркировки assay.

Аннотация

ВЧ-электростимуляции (HFS), с помощью вживленных электродов, ориентации различных областях мозга, была доказана как эффективного лечения различных неврологических и психиатрических заболеваний. HFS в регионе глубокой мозга, также названный стимуляции глубоко мозга (DBS), становится все более важным в клинических испытаниях. Недавний прогресс в области высоких частот DBS (HF-DBS) хирургии начал распространяться возможность использования этой инвазивной техники в других ситуациях, например лечения депрессии расстройства (MDD), обсессивно-компульсивное расстройство (ОКР) и поэтому о.

Несмотря на эти расширения индикаций основных механизмов благотворное воздействие ВЧ-DBS остаются загадочными. Для решения этого вопроса, один из подходов заключается в использовании имплантированных электродов, которые редко активировать распределенных подгруппы нейронов, HFS. Сообщалось, что HFS в передние ядра таламуса может использоваться для лечения огнеупорных эпилепсии в клинике. Основные механизмы могут быть связаны с повышенной Нейрогенез и изменения активности нейронов. Таким образом мы заинтересованы в изучении физиологических изменений при обнаружении активности нейронов, а также нейрогенез в зубчатой извилине мыши (ГД) до и после лечения HFS.

В этой рукописи мы описываем методологий для HFS для активации ГД в мышей, прямо или косвенно и в острой или хронической форме. Кроме того, мы описываем подробный протокол для подготовки срезы мозга для c-fos и Notch1 immunofluorescent окрашивания для мониторинга активности нейронов и сигнализации активации и Бромдезоксиуридин (BrdU) маркировка для определения Нейрогенез после индукции HF-DBS. Активации нейронной активности и нейрогенез после лечения HF-DBS обеспечивает прямой нейробиологических доказательств и потенциальных терапевтических преимуществ. Особенно эта методология может быть модифицировать и применять другие заинтересованные мозга регионы такие как базальных ганглиев и subthalamic регионов для конкретных мозга расстройств в клинике.

Введение

ВЧ-DBS является нейрохирургические технологии для электростимуляции в мозге, который был разработан с 1870-х1. В конце 80-х HFS был впервые использован как потенциал терапевтического вмешательства для болезни Паркинсона и расстройств, другие движения2. В последние несколько десятилетий ВЧ-DBS более широко используется в лечении расстройств мозга, которые в настоящее время неизлечимыми традиционная терапевтические стратегии. В частности, за счет повышения точности HFS электрода, весьма эффективные результаты, и минимальные побочные эффекты, расстройств головного мозга лечение HF-DBS значительно участились в последние десятилетия3,4, 5. К примеру ВЧ-DBS был одобрен США продуктов питания и медикаментов (FDA) для лечения болезни Паркинсона (PD), тип деменцией Альцгеймера, необходимо тремор и другие виды движения расстройства2,6, 7. в PD больных, уменьшается дофаминергической лекарства до 50% в течение8HF-DBS. Кроме успешного лечения двигательных расстройств ВЧ-DBS также продемонстрировал свои мощные эффекты в лечении психических заболеваний в клинике и когнитивных увеличения как хорошо2,9, 10 , 11. следует отметить, что исследования HFS для лечения других психиатрических расстройств находятся на различных стадиях, предлагая много обещание пациентов12.

Хотя многие исследования показали, что фокуса HFS имеет как местных, так и удаленных эффекты во всем мозг13, неврологические и молекулярных механизмов воздействия остаются недостижимой2,14. В клинике терапевтические ВЧ-DBS обычно применяется в долгосрочной манере для лечения болезни Паркинсона и хронической боли и т.д. возникновения многих мнений объяснить порожденных ВЧ-DBS лечения, среди которых одна возможность улучшения что текущий HFS модулирует нейрональных сетевой активности, вероятно, повторяющихся деполяризации аксоны вблизи электродов имплантированных HFS. Или, ВЧ-DBS могут изменить разряда выходных нейронов и прогнозируемых показателей. Кроме того, ВЧ-DBS могут привести долгосрочные синаптических изменений, включая долгосрочные потенцирование (LTP) и долгосрочные депрессии (LTD), которая может способствовать симптоматическое улучшение. Пока, до сих пор неясно ли HFS оказывает основные молекулярные события, которые регулируют сотовых процессов, таких как взрослый нейрогенез в естественных условиях. Несколько линий исследования показали, что HFS грызунов могут подражать аналогичный нейронных ответов клинически прикладной DBS15,16. Чтобы понять основных клеточных механизмов ВЧ-DBS, в этом исследовании, мы сначала настроить в естественных условиях HFS методологии мышей в острый (один день) или хроническим (пять дней) образом. Во-вторых мы создали активационного анализа методологии для определения изменения активности нейронов и нейрогенез после доставки ВЧ-DBS.

Учитывая, что нейрональных производство от нервных стволовых клеток обильные во время эмбрионального развития, но продолжается и во взрослой жизни, гиппокампа Субгранулярная зоны является одной из основных областей, где происходит нейрогенез. Процесс нейрогенез находится под влиянием многих физиологических и патологических факторов. В некоторых случаях эпилептические гиппокампа нейрогенез, резко снизилась в17,18. Кроме того один электросудорожной терапии может значительно увеличить производство нейронов в зубчатой извилине19. Эти наблюдения предполагают, что электрофизиологических деятельность играет важную роль в регуляции взрослых Нейрогенез и синаптической пластичности в Нейроны гиппокампа. Таким образом чтобы далее продемонстрировать воздействие ВЧ-DBS на активность нейронов и нейрогенез, сначала осуществляем иммуноокрашивания assay немедленного раннего гена (IEG) c-fos который является известным маркером краткосрочных нейронной активности, в результате опыт работы20. Notch1 сигнализации также обнаружен для мониторинга сигналов активации после доставки HFS,21,,22. Кроме того мы также обнаружить нейрональных производства BrdU маркировки анализ после индукции HF-DBS в различных формах, хотя BrdU пятнать может также быть маркера для глиогенез.

В настоящем исследовании две методологии HFS приспособлены для активации гиппокампа DG прямо и косвенно. Электрод имплантируется в ГД напрямую или имплантируется в медиальной перфорантных пути (PP), который отправляет прогнозы для активации нейронов ГД. Для ВЧ-DBS индукции программируемые стимулятором представлен непрерывное стимулирование через фиксированного электрода на голову мыши. Чтобы определить последствия HFS для активации нейронов и нейрогенез, мы обнаруживаем выражение c-fos и Notch1 immunofluorescent окрашивание и количество BrdU включены позитивные нейронов в регионе гиппокампа ГД, соответственно, после HFS лечение. В частности воздействие ВЧ-DBS на нейрогенез в ГД сравниваются между острой и хронической стимуляции манере, или между прямым и косвенным стимуляции образом, соответственно.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Животных экспериментальной процедуры организационных руководящих принципов Пекина Института основных медицинских наук (Пекин, Китай) и китайских правительственным правил для ухода и использования лабораторных животных. Мышей (взрослый мужчина, 26 ~ 30 g) были размещены и хранится при постоянной температуре 23 ° c, с водой и продовольствием ad libitum, младше 12-h свет/12-h темные цикл (огни на 7:00 утра). Все экспериментальные процедуры выполнялись во время свет цикла.

1. Хирургическое подготовка

Примечание: Пользовательские электрод был домашним с помощью метода изменения Гальперн в докладе23.

  1. Используйте 2 микро Провода медные (с наружным диаметром 200 мкм) в качестве параллельных биполярного электрода. Оберните вокруг друг друга, чтобы сформировать цилиндрических электродов для стимуляции электродов.
    Примечание: Здесь, Длина электрода в PP или ГД был варьируется в зависимости от анатомической глубина ядра.
  2. Стерилизуйте электродов, используя кабинет дезинфекции окиси этилена. Обрабатывать и хранить домашнюю электроды микро провод 2-канальный без каких-либо загрязнений. Электроды должны строго стерилизовать перед любой хирургической имплантации.
  3. Автоклав хирургических инструментов.
  4. До операции вводить мышь с Пентобарбитал (20-50 мг/кг) внутрибрюшинно, достичь хирургической плоскости анестезии.
  5. Придать мышь с стерильных пенициллин G прокаина подвеска (75000 U, и.м.) и болеутоляющее агента (carprofen, 0,05 - 1 мг/кг, SC) для уменьшения риска инфекций и боль, соответственно24.
  6. После наркоза животного смазать глаза на оба глаза, чтобы предотвратить сухость глаз. Обеспечить индукции седации и глубины анестезии, рефлексы животного в ответ на носок щипать и продолжите операцию только тогда, когда происходит без ответа.
    Примечание: Мазь ветеринар является еще одним вариантом для предотвращения сухости глаз.
  7. Бритья большинство из меха на верхней части головы мыши с электрической машинки для стрижки или лезвием бритвы, стерилизовать бритая области с тремя чередуя скрабы 70% спирта и Бетадин решения и продолжите операцию после того, как betadine высохнет на коже.

2. ВЧ-стимуляции хирургии25,26

Примечание: В этот шаг, электрод одностороннем порядке имплантированных в спинной ГД или медиальной области PP, частью гиппокампа с критической роли в эпизодических учить и память.

  1. Место наркотизированных мышь на стереотаксической рамы. Чтобы сохранить мыши голова неподвижна, правильность выравнивания панели уха и установить их быстро. Осторожно затяните баров ухо так, что они поддерживают центру головы и обеспечения мыши слегка.
  2. Используйте термостатические площадку для поддержания температуры тела животного на 37 ± 0.5 ° C.
  3. Используйте щипцы для восприятия кожи предшествовавшие мыши уши и резать ножницами стерилизованные для удаления о 1 см2 площади кожи верхней части мыши черепа.
    Примечание: Небольшое количество кровотечение может наблюдаться по краям разреза кожи.
  4. Удаление мышц и других вложений, обволакивающие черепа с ватным тампоном подвергать поверхности черепа. Используйте ватным тампоном и рассечения зубило для очистки всех надкостницы, сухожилия и соединительной ткани от поверхности полностью, чтобы определить сагиттальной и лямбда швы линии черепа.
  5. Определите bregma и лямбда-точка. Пересечение корональный шовные и сагиттального шва на превосходной средней части Кальвария где расположен bregma. Пересечение lambdoid шов, Сагиттальный шов является, где видна лямбда-выражения. Bregma можно используйте в качестве исходной точки для задания позиции другого ядра.
  6. После определения положения bregma и лямбда на черепе отрегулируйте эти две точки на горизонтальном уровне. Убедитесь, что высота этих двух точек-это почти то же самое в направлении спинной вентральный (любые ошибки должен быть < 0,05 мм). Кроме того убедитесь, что черепа является уровень в медиальной боковом направлении в том же способом-26.
  7. Для односторонней операции смонтируйте домашнее 2-канальный меди микро провод электрода в Вращающийся держатель электрода на стереотаксической хирургические кадра.
  8. Место электрода вертикально над точкой bregma на первый взгляд и установить его как оригинальный сайт. Использование цифровой отображается стереотаксической хирургические кадра для обозначения передней кзади (AP), медиальной боковой (мл), и позиции dorso вентральный (DV).
    Примечание: Чтобы предотвратить получение Бент электрода, не прикасайтесь электрода на череп во время операции.
  9. Перемещение электрода мягко в правильное положение (рис. 1A, AP-2.1/мл ± 1.0 для ГД и AP-3,8/мл ± 3.0 для PP, соответственно)27 выше черепа без каких-либо прикосновения. Когда желаемый сайт был определен для вставки электрода, используйте dorsoventral стереотаксической корректировки выше держатель электродов и отметьте положение с черным маркером.
    Примечание: Точное расположение со ссылкой стереотаксического координаты могут отличаться от мыши штамм, веса и пола. Взрослых мышей того же пола должны использоваться для сведения к минимуму любого изменения в расположении. Если возможно должны использоваться предоперационного анатомическое сканирование для определения местоположения на основе отдельного субъекта27.
  10. Используйте ручной дрелью микроманипулятор помощь (burr размер = 0,5 мм) чтобы сделать отверстия заусенцев на помеченную позицию точно. Стерилизуйте Совет заусенцев с 70% этанол до бурения. Перемещение вверх мини-сверло через череп вдоль оси z 0,8 - 1,0 мм без изменения его позицию X-Y. Используйте стерильным хлопка, чтобы остановить любое кровотечение во время операции.
    Примечание: Чтобы избежать чрезмерной бурения и чрезмерного тепла при бурении, обеспечить скорость бурения составляет 15 000-18 000 оборотов в минуту (RPM) и часто снимать сверло от заусенцев отверстие каждые 8-10 s.
  11. Держите бурение до тех пор, пока подвергается Дура. Изогнутой иглой используйте для удаления любой кости записки, которые создаются во время бурения и сделать отверстие на Дура не повредив базовой мягкой мозговой ткани.
    Примечание: Чтобы избежать повреждения ткани мозга, гнутые тупой иглой можно также заменить с тонкой тупым щипцами.
  12. Для подтверждения, что должным образом были сделаны отверстия заусенцев на нужную позицию, уменьшить высоту электрода, корректировка стереотаксической хирургии кадра и убедитесь, что электрод могут вставляться плавно через отверстие Берр, не затрагивая каких-либо препятствий. Если это так, медленно вставьте электродов глубиной 1,8 мм для ГД (или 3,0 мм для PP) от поверхности черепа, расположенный в медиальной PP ГД (PP-ГД).
    Примечание: Любой спинномозговой жидкости или протирайте оттока крови от заусенцев отверстия с стерильным хлопка в процессе имплантации электродов.
  13. После вставки микро провод электрода в отверстие, череп, удерживайте его на месте с адекватной стоматологического цемента с помощью небольшой лопаткой. Как цемент утолщается, формировать ее вокруг вставленного электрода и винты, чтобы сформировать хороший гладкий шапку. Предотвращать и лечить края раны.
  14. Освободите электрода от держателя электрода. Удалите мышь от стереотаксической рамы и вернуть его в клетку теплой.
    Примечание: После операции, подождите с возвращения животных в их клетках до тех пор, пока они полностью оправился от анестезии с достаточно сознания.
  15. Пусть мыши свободно перемещаться и позволить ему восстановить для 2 дней в клетке. Затем подключите электродов имплантирован в мыши мозга программируемый стимулятор через приводит. Настройка программного интерфейса, как представлено на рисунке 2. Установите параметры HFS как 6 серия 6 поездов 6 импульсов частотой 400 Гц (рис. 1Б, 100 мс между поездами, 20 s между рядами)28. Значение интенсивности стимуляции 200 МКА.
  16. Доставить HFS за желаемый период времени, как набор. Доставить стимуляции 2 раза в день в 8:00 утра и 8:00 вечера
  17. Для группы управления имплантировать электроды в мышей и не выполняют стимуляции.
  18. Для c-fos окрашивания, стимулировать экспериментальной мышей остро (2 x в день). Для обозначать BrdU экспериментальной мышей разделить группу острый стимуляции (применяется 2 раза в день) и группа хронической стимуляции (применяется 10 x на 5 дней, 2 x в день). Во время стимуляции убедитесь, что мышь не спит. Помните, чтобы убедиться, что приводит не перекручены.
    Примечание: В последний день процедуры, мышей в группе острых стимуляции были стимулировали одновременно.
  19. Когда делается стимуляции, тщательно отключите ПИН электрода от держателя электрода и разъем системы записи.

3. иммунофлюоресценции окрашивание и Бромдезоксиуридин маркировки29

  1. Для c-fos и Notch1 окрашивание около 3 ч после последнего ВЧ-DBS стимуляции, анестезировать мышей путем инъекций Пентобарбитал (20-50 мг/кг, и.п.) для достижения хирургической плоскости анестезии.
  2. Для обозначать BrdU, около 12 часов после последнего ВЧ-DBS стимуляции, дать 6 инъекций BrdU стимулировали мышей и управления интервалами (50 мг/кг в 0,9% физиологического раствора, и.п.) 2-h. 36 ч после последней инъекции, анестезировать мышей путем инъекций Пентобарбитал (20-50 мг/кг, и.п.) для достижения хирургической плоскости.
  3. Сделайте разрезы с помощью скальпеля через грудную клетку подвергать сердце и затем передать иглой 22-го калибра тупым перфузии левого желудочка. Сделайте небольшой надрез в правое предсердие. Transcardially perfuse это с 50 мл холодного фосфат амортизированное saline (PBS) следуют 50 мл холодного параформальдегида 4% (PFA) в однократном ПБС (рН 7,4).
    Примечание: Переключитесь PFA PBS, когда мышь крови в vivo заменяется и жидкость работает четко. Хороший перфузии можно судить по очистке печени. Перфузии должны быть остановлены после фиксации толчки наблюдаются30.
  4. Обезглавить мыши офтальмологический ножницами, сделать надрез на коже и разоблачить черепа. С помощью щипцов, слегка чип от черепа и тщательно анализировать весь мыши мозга. Пост то мозг в параформальдегида 4% для еще 2 дня и передать его на 30%-ая сахароза раствор при температуре 4 ° C на ночь.
  5. С помощью криостат, мозги нарежьте корональных разделы 20 мкм. Передача и смонтировать разделы на стекло слайд с помощью кисти и хранить их при-20 ° C.
    Примечание: Животных с электродом ошибок или чрезмерно механического повреждения будут исключены из последующего анализа.
  6. Перенести слайды в нормальных PBS (0,1 М, рН 7,4) содержащий не фиксатором. Вымойте ломтики с PBS для 3-4 x 5 минут каждый, чтобы удалить любые излишки фиксатором. Для BrdU меченых группы, инкубировать в подразделах 2-N HCl на 30 минут при 37 ° C и промойте их в буфере 0,1 М Борат (рН 8,4; 10 мин). Затем вымойте ломтики 2 x 5 мин в PBS.
    Примечание: Иммуноокрашивания затем выполняется.
  7. Лечить ломтиками инкубации в блокировании раствор (1% нормальной козьего сыворотки, 3% альбумина bovine сыворотки < BSA >, 0,5% Тритон X-100 и 0,02% азид натрия в однократном ПБС) за 1 ч при комнатной температуре (RT).
  8. Инкубируйте ломтики с анти -c-fos Поликлональные антитела (1: 500; кролик), антитела анти Notch1 (1:50; коза) или анти BrdU антитела (терапевтами; Крыса) в решении блокировки при температуре 4 ° C на ночь.
  9. Вымойте ломтики 3 x в PBS, затем инкубировать их с Alexa Fluor 568-конъюгированных анти кролик (1: 500), Alexa Fluor 488-конъюгированных анти козы (1:1, 000), или вторичное антитело проспряганное Alexa Fluor 488 анти крыса (1: 500) за 1 ч на RT.
  10. Стирать образцы 3 x в PBS (10 минут каждый раз). Охватывают разделы иммуно меченых мозга, используя анти затухания реагент монтажа носитель, содержащий DAPI. Пусть ломтики просушите и хранить их в защищенном от света при 4 ° C.
  11. Получение изображений гиппокампа областей стимулировали и кератоз сторон мозга с высоким разрешением многоканальный Сканирующий конфокальный микроскоп (последовательный). Установите параметры визуализации последовательно между элементом управления и экспериментальных групп.
  12. Выполните мозаики изображений с помощью высокого увеличения цель (20 X цель воздуха, NA 0,45) получить непрерывный 3D изображения (XYZ) прилегающих поля зрения с помощью моторизованного столика и использовать соответствующее программное обеспечение, чтобы сшить их вместе, чтобы сделать большой композитный изображения.
    Примечание: Плитка функции включают верно шить и сглаживания варианты для улучшения бесшовных изображений. Композитные изображения легко и быстро готовятся с использованием функцию строчки, сформировать изображение на большой площади.
  13. Для c-fos и Notch1 окрашивание выполните количественный анализ положительных ядер immunofluorescent плотность21 склеенные изображения. Случайно выбрать 3 областей в ростральной, дорсальной и вентральной гиппокампа DG субрегионах и измерения immunofluorescent плотности в двойное слепое манере с использованием Изображений J программного обеспечения (http://rsb.info.nih.gov/ij/)31.
  14. Для BrdU маркировки анализировать образом двойное слепое ломтиками вокруг точки бурения через спинной гиппокампа (-1,7 мм до-2.7 мм по отношению к bregma).
  15. Граф только BrdU позитивных нейронов в ГД. Включают в себя клетки, лежащий в пределах 2-элементный диаметр гранул ячейки в граф.
    Примечание: Здесь, подсчета была выполнена с использованием 40 X воздушные цели. Случайно 3-5 разделов на животных были подсчитаны, графов были и среднем выражена как средства на ГД19.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

После ВЧ-DBS стимуляции гиппокампа DG субрегионе непосредственно или субрегионе PP для того чтобы активировать ГД косвенно через вставлены электроды с помощью стереотаксических корректировок, грызунов были под наркозом с Пентобарбитал и отведать 3 h после последнего ВЧ-DBS стимуляции для c-fos и Notch1 иммуноокрашивания. Для окрашивания BrdU, 36 ч после последней инъекции BrdU после 1 дня или 5 дней ВЧ-DBS стимуляции, грызунов были под наркозом с Пентобарбитал для подгот...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

ВЧ-DBS техника широко используется как мощный инструмент для лечения многих неврологических расстройств с 1990 года. Пока ориентир работы HF-DBS является для лечения болезни Паркинсона и основных тремор, которая привлекла большое внимание и интерес как в клинике и научное сообщество. Существуют различные типы проводимых исследований HF-DBS многими группами для терапевтического применения ВЧ-DBS в определенные неврологические и психические расстройства32,33. Некот...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего объявить.

Благодарности

При поддержке Фонда национальной естественных наук Китая грантов, 31522029, 31770929 и 31371149 (для Haitao Wu), программа 973 (2014CB542203) из программы государственного развития фундаментальных исследований Китая (чтобы Haitao Ву), и Грант Z161100000216154 от Пекин муниципального науки и технологии Комиссии (для Haitao Wu). Авторы благодарят всех членов Haitao Wu лаборатории за их поддержку и дискуссий. Авторы благодарны чрезвычайно уникальную Лю за его помощь в отладке аппарат.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Стереотаксический инструмент для мозгаStoelting51730DСтереотаксическая внутричерепная имплантация для мышей
СтимуляторА-М системыМодель 3800MultiStim 8-канальный программируемый стимулятор
Стоматологический сверлильщикSaeshin Precision Co., LtdSTRONG 90Для сверления и крэйниотомии
БоррМейзингерHM1 005#Для бурения и краниотомии 
Digidata 1550 ДигитайзерМолекулярные приборыAXON 1550Сбор данных с высоким разрешением
КриотомThermo Fisher ScientificThermo Cryotome FSEРезка замороженных срезов образцов
Конфокальный микроскопOlympusFV-1200Япония, с 20-кратным объективом (NA 0.45)
Инструменты для хирургии мышейНожницы, щипцы, косторез, держатели и т.д.
Пентобарбитал натрияR& D системы457920-50 мг/кг для внутривенного введения
Пенициллина G Sigma-AldrichP303275 000 ЕД для внутримышечного введения
КарпрофенSigma-AldrichSML17135-10 мг/кг, для внутримышечных инъекций
4% параформальдегида (PFA)Beijing Solarbio Sci-Tech Co. P1110чулок раствор для фиксации тканей
Фосфатный буфер (PBS)Инвитроген10010023pH7.4, 500мл в чулке
Тканевый Tek O.C.T. соединениеСакура4583Состав водорастворимых гликолей и смол
против антител BrdU Abcamab6326Разведения: 1/800
анти-c-fos антителаAbcamab209794Разведения:1/500
Goat Anti-rabbit IgG (Alexa Fluor 568)Thermo Fisher ScientificA11036Разведения:1/500
Donkey Anti-Rat IgG (Alexa Fluor 488)Jackson ImmunoResearch712-546-150Разведения:1/500
Антивыцветающая монтажная среда с DAPIVector LaboratoriesH-1200Противоокрашивание с
антителом DAPI anti-Notch1 (C-20)Santa Cruz Biotechsc-6014Разведения:1/50
Donkey Anti-Goat IgG (Alexa Fluor 488)Abcamab150073Разведения:1/1000
F.S.T.14084-08,11254-20,16109-14

Ссылки

  1. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep brain stimulation. Annual Review of Neuroscience. 29, 229-257 (2006).
  2. Lozano, A. M., Lipsman, N. Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation. Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).
  3. Kohl, S., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC Psychiatry. 14, 214(2014).
  4. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Madler, B., Coenen, V. A. Rapid effects of deep brain stimulation for treatment-resistant major depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
  5. Fisher, R., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
  6. Greenberg, B. D., et al. Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience. Molecular Psychiatry. 15 (1), 64-79 (2010).
  7. Kalia, S. K., Sankar, T., Lozano, A. M. Deep brain stimulation for Parkinson's disease and other movement disorders. Current Opinion in Neurology. 26 (4), 374-380 (2013).
  8. Garcia, L., D'Alessandro, G., Bioulac, B., Hammond, C. High-frequency stimulation in Parkinson's disease: more or less. Trends in Neurosciences. 28 (4), 209-216 (2005).
  9. Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats. Behavioural Brain Research. 281, 125-130 (2015).
  10. Bossert, J. M., Marchant, N. J., Calu, D. J., Shaham, Y. The reinstatement model of drug relapse: recent neurobiological findings, emerging research topics, and translational research. Psychopharmacology (Berlin). 229 (3), 453-476 (2013).
  11. Grubert, C., et al. Neuropsychological safety of nucleus accumbens deep brain stimulation for major depression: effects of 12-month stimulation. The World Journal of Biological Psychiatry. 12 (7), 516-527 (2011).
  12. Lyons, M. K. Deep brain stimulation: current and future clinical applications. Mayo Clinic Proceedings. 86 (7), 662-672 (2011).
  13. McIntyre, C. C., Hahn, P. J. Network perspectives on the mechanisms of deep brain stimulation. Neurobiology of Disease. 38 (3), 329-337 (2010).
  14. Kringelbach, M. L., Green, A. L., Owen, S. L., Schweder, P. M., Aziz, T. Z. Sing the mind electric - principles of deep brain stimulation. European Journal of Neuroscience. 32 (7), 1070-1079 (2010).
  15. Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation. Journal of Neurosurgery. 108 (1), 132-138 (2008).
  16. Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. Analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus. Journal of Visualized Experiments. (97), e52457(2015).
  17. Hattiangady, B., Shetty, A. K. Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49, Suppl 5 26-41 (2008).
  18. Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus. Neurobiology of Disease. 17 (3), 473-490 (2004).
  19. Madsen, T. M., et al. Increased neurogenesis in a model of electroconvulsive therapy. Biological Psychiatry. 47 (12), 1043-1049 (2000).
  20. Feldman, L. A., Shapiro, M. L., Nalbantoglu, J. A novel, rapidly acquired and persistent spatial memory task that induces immediate early gene expression. Behavioral and Brain Functions. 6, 35(2010).
  21. Feng, S., et al. Notch1 deficiency in postnatal neural progenitor cells in the dentate gyrus leads to emotional and cognitive impairment. The FASEB Journal. 31 (10), 4347-4358 (2017).
  22. Alberi, L., et al. Activity-induced Notch signaling in neurons requires Arc/Arg3.1 and is essential for synaptic plasticity in hippocampal networks. Neuron. 69 (3), 437-444 (2011).
  23. Halpern, C. H., Attiah, M. A., Tekriwal, A., Baltuch, G. H. A step-wise approach to deep brain stimulation in mice. Acta Neurochirurgica.(Wien). 156 (8), 1515-1521 (2014).
  24. Batra, V., Guerin, G. F., Goeders, N. E., Wilden, J. A. A General method for evaluating deep brain stimulation effects on intravenous methamphetamine self-administration. Journal of Visualized Experiments. (107), e53266(2016).
  25. Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. Microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation. Journal of Visualized Experiments. (104), e53066(2015).
  26. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nature Protocols. 11 (3), 566-597 (2016).
  27. Paxinos, G., Franklin, K. The mouse brain in stereotaxic coordinates. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, 3rd edition. 28 (03), 6(2007).
  28. McHugh, T. J., et al. Dentate gyrus NMDA receptors mediate rapid pattern separation in the hippocampal network. Science. 317 (5834), 94-99 (2007).
  29. Gonzalez, C., et al. Medial prefrontal cortex is a crucial node of a rapid learning system that retrieves recent and remote memories. Neurobiology of Learning and Memory. 103, 19-25 (2013).
  30. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).
  31. Tse, N., et al. The neuromuscular junction: measuring synapse size, fragmentation and changes in synaptic protein density using confocal fluorescence microscopy. Journal of Visualized Experiments. (94), e52220(2014).
  32. Pizzolato, G., Mandat, T. Deep brain stimulation for movement disorders. Frontiers in Integrative Neuroscience. 6, 2(2012).
  33. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery. Acta Neurochirurgica Supplement. 117 (117), 87-92 (2013).
  34. Laxton, A. W., et al. A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease. Annals of Neurology. 68 (4), 521-534 (2010).
  35. Min, H. K., et al. Deep brain stimulation induces BOLD activation in motor and non-motor networks: an fMRI comparison study of STN and EN/GPi DBS in large animals. NeuroImage. 63 (3), 1408-1420 (2012).
  36. Kukurba, K. R., Montgomery, S. B. RNA sequencing and analysis. 2015 (11), Cold Spring Harbor Protocols. 951-969 (2015).
  37. Kawashima, T., Okuno, H., Bito, H. A new era for functional labeling of neurons: activity-dependent promoters have come of age. Frontiers in Neural Circuits. 8, 37(2014).
  38. Liu, J., Solway, K., Messing, R. O., Sharp, F. R. Increased neurogenesis in the dentate gyrus after transient global ischemia in gerbils. Journal of Neuroscience. 18 (19), 7768-7778 (1998).
  39. Kuhn, H. G., Dickinson-Anson, H., Gage, F. H. Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation. Journal of Neuroscience. 16 (6), 2027-2033 (1996).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

BrdUc fos Notch1

Похожие статьи