Методическая статья

Масштабируемые изготовление растягивается, двойной канал, орган Microfluidic фишки

19.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/58151

⸱

20 октября 2018 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering, Harvard University, 2Apple, Inc, 3Harvard John A. Paulson School of Engineering and Applied Sciences, Harvard University, 4Vascular Biology Program and Department of Surgery, Boston Children's Hospital and Harvard Medical School

* These authors contributed equally

В этой статье

Уведомление об исправлении

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол, который описывает изготовление растягивается, двойной канал, орган чип microfluidic клетки культуры устройства для изложив орган уровень функциональности в пробирке.

Аннотация

Значительное количество соединений свинца не в конвейере фармацевтической, потому что исследования на животных, часто не предсказать клинической реакции человека пациентов. Человеческий орган на чипе (орган чип) microfluidic клеток культуры устройства, которые обеспечивают платформу экспериментальный в vitro оценить эффективность, токсичности и Фармакокинетические профили (PK) в организме человека, может быть лучше предикторы терапевтической эффективности и безопасность в клинике, по сравнению с исследования на животных. Эти устройства могут быть использованы для моделирования функцию практически любой орган типа и может быть fluidically связан через общие эндотелий выстроились микроканалов выполнять в vitro исследования по физиологии человека всего тела уровня и орган без необходимости проведение экспериментов на людях. Эти чипы органа состоят из двух каналов перфузии microfluidic, разделенных проницаемых эластомерных мембраны с органоспецифическая Паренхиматозный клетки на одной стороне и микрососудистой эндотелия с другой стороны, которая может циклически растягивается предоставлять органоспецифическая механические сигналы (например, дыхательные движения в легких). Этот протокол подробности изготовления гибких, двойной канал, орган чипов путем литья деталей с использованием 3D печатных форм, позволяет сочетание нескольких литья и постобработки шагов. Пористые поли (диметил силоксановых) мембраны (PDMS) отливаются с микрометра размера через отверстия с помощью кремния столба массивы под сжатие. Изготовление и монтаж чипов орган включает в себя оборудование и шаги, которые могут быть реализованы за пределами традиционной чистых помещений. Этот протокол обеспечивает исследователям доступ к технологии чипа орган в vitro исследования уровне органа и тела в лекарственных препаратах, безопасность и эффективность тестирования, а также механистический исследования основных биологических процессов.

Введение

Здесь мы описываем изготовление двухканальной, васкуляризированной орган на чипе (орган чип) microfluidic культуры устройства с помощью поддаются масштабируемый протокол для использования исследовательских групп, не имеющих доступа к чистые помещения и средства традиционной мягкой литографии. Эти устройства были разработаны для пилки человеческих функций органа уровне для понимания нормальных и физиологии заболевания, а также наркотиков ответы в пробирке1,2. Решающее значение для инженерных эта функциональность являются два перфузии microfluidic каналы, разделенных полупроницаемой мембраны (рис. 1). Эта конструкция позволяет отдыха ткани ткани интерфейсов между по крайней мере двух видов тканей, обычно орган Паренхиматозный клетки на одной стороне пористые мембраны и эндотелия с другой, а также их подверженности потока жидкости. Кроме того потому что эластомерных полимера, поли (диметил силоксановых) (PDMS), используется для изготовления чипа орган тела и мембранных компонентов, циклические механические деформации могут быть применены к весь инженерии ткани ткани интерфейса через резинку Мембрана для имитации природных физических микроокружения живых органов, таких как дыхание движений в легких и перистальтику кишечника.

figure-introduction-1
Рисунок 1: орган чип сечение. Орган чипы состоят из двух каналов, разделенных пористой, эластичная мембрана, которая может быть заполнена с клетки с обеих сторон. Верхний канал, сечений, 1 мм x 1 мм высокий, дно канала крест, разделы являются 1 мм в ширину x 0,2 мм высокий и вакуумных каналов в обоих и нижней части – 0,3 мм, 0,5 мм высоко и на расстоянии 0,3 мм от аэрогидродинамических каналов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Эти растягивается, двойной канал, орган чипы были использованы для демонстрации воздействия дыхательные движения на поглощение наночастиц в легких и лекарственно индуцированные отек легких3,4; эффекты перистальтические движения на дифференциации5 и бактериальных разрастание в кишечнике5,6,7; и влияние циклических деформаций благодаря пульсации сердца на дифференцировки и созревания клубочковых podocytes в почках8. Кроме того, эти устройства двух люмен, которые содержат выстроились эндотелия сосудов канала, разделенных внеклеточного матрикса (ECM)-покрытием мембраны из Паренхиматозный клеток внутри отдельно доступных каналов хорошо подходят для характеристики препарата PK параметры и новых открытий в целевой, который был ограничен в одном перфузии канал систем. Кроме того, несколько фишек орган могут быть связаны между собой через их сосудистой каналы для эффективного создания человеческого тела на чипов, которые может предложить привлекательные человека в vitro платформы для терапии развития9, 10. В отличие от наиболее микро физиологические системы (MPS)11,12,13орган фишки содержат два microfluidic каналы, разделенных пористые мембраны, которая облегчает сосудистой Паренхиматозный взаимодействия для пилки в естественных условиях функции органа. Это не только упрощает увязки различных органов вместе с perfusing общего среднего каналам сосудистой, но разделение тканей и жидкостей имитирует в естественных условиях функции и поддерживает фармакокинетические эксперименты и моделирование, а также в vitro-в vivo экстраполяции9,10 , что трудно или невозможно в один канал м/с14,,1516. Популярность PDMS в microfluidic приборы привела к разработке инструментов для преодоления присущие способность материала поглощать малых молекул10,17. Однако большое количество фишек, необходимых для поддержки биологических исследований, где использование микробиологических агентов и соединений поглощающих PDMS сделать повторное использование сложных обломоков орган требует масштабируемой производственный процесс даже для небольших исследовательских групп. Протокол, описанные здесь представляет метод для изготовления устройства, пригодные для использования в научных лабораториях, включая тех, кто не имеет доступа к чистых и мягкие литографии. Этот протокол направлен на расширение доступа к орган чипов широкого круга исследователей, стремящихся использовать растягивается, двухканальные устройства для изучения основных биологических процессов, а также поступательного развития терапевтических.

Используя лучшие практики от Микропроизводственные поля в сочетании с дизайн для производства, надежный подход был разработан для изготовления устройств орган чип в больших количествах с высокой воспроизводимостью и урожайность. Протокол изготовления, описанный здесь предоставляет масштабируемый метод для органа чип производства. Мы описывают использование факультативного плесень на месте Jig (MiP; дизайн детали в Дополнительных материалов) в сочетании с прокладками полиуретановой прокладкой для включения масштабирования литья PDMS компонентов. Глянцевая сторона Полиуретановые прокладки производить оптически гладкой PDMS частей в то время как текстурированные Сторона облегчает распалубка. Мы также описывают использование из Факультативного автоматизированной мембраны Fabricator (АВФ), обеспечивает равномерное сжатие во время отверждения мембраны вафельных форм для изготовления до 24 мембраны в пакете. Дизайн широко применяется для исследования органов, которые состоят из тканей, которые испытывают механические деформации и перфузии, и эти чипы могут быть изготовлены с низкой чип на чипе изменчивости в количествах, необходимых для удовлетворения потребностей малых и больших исследовательские группы так. Рабочий процесс поддается формат пакета или сборочной линии и легко совместим с протоколами оценки качества для контроля производственных процессов, обучение персонала и отзывчивым устранение неполадок. Мы надеемся, что этот протокол будет расширяться доступ к возможностям двойной канал, растягивается, орган чипы для базовых и трансляционная исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Общая подготовка

  1. Чтобы избежать мусора, очистки рабочей области с помощью упаковочной ленты и уничтожить вниз с чистых протрите и изопропиловый спирт.
  2. Для всех шагов, требующих PDMS смесь PDMS в соотношении 10:1 (10 g перекрестных ссылок агент, 100 г эластомера базовый). Смешайте вручную или с смесителем коммерчески доступных. Здесь используют планетарный смеситель центробежные: смешивания 2 минут при 2000 об/мин, а затем дегазации PDMS для 2 минут при 2200 об/мин.
  3. Все чистые формы с пневматический пистолет удар мусора перед использованием.
    ОСТОРОЖНОСТЬЮ: Не используйте металлические щипцы для удаления мусора, как это может повредить поверхности формы.

2. top Channel подготовка

  1. Протрите глянцевой стороне каждого из полиуретана кусок с этанолом и чистых салфеток. Убедитесь, что все остаточные этанола высушивается от Полиуретановые поверхности.
  2. Место глянцевой стороне полиуретана на открытой стороне плесень MiP для создания печать на открытой стороне формы, оставив только хорошо как открытие в верхней части формы для заливки PDMS.
    Примечание: Убедитесь, что каждый плесень надежно покрывается полиуретановой кусок или PDMS будет вытекать из формы во время заливки.
  3. Место плесень и полиуретана сборок в MiP jig, с текстурированной стороной против конца MiP джиг. Продолжать делать это до тех пор, пока все формы были помещены в джиг.
  4. Затяните MiP джиг, повернув рукоятку с помощью гаечного ключа до тех пор, пока расстояние джиг-25 мм в ширину.
  5. Сделайте лодку вокруг джиг MiP для предотвращения избыточного PDMS от утечки на поверхности алюминиевой фольги.
  6. Налейте PDMS каждой из форм хорошо до полного.
    Примечание: Каждый чип Топ компонент требует около 3 мл PDMS.
  7. После того, как заполнены все джиг, место джиг в вакуум-сушильный шкаф. Вытяните вакуум-80 кПа за 1 ч до Дега PDMS.
  8. Через 1 ч удалите джиг MiP из эксикаторе и место в 60 ° C духовке в течение по крайней мере 4 h вылечить PDMS.
  9. Разбирать джиг MiP, используя гаечный ключ, ослабьте джиг, повернув ручку против часовой стрелки. После того, как формы свободны от сжатия, удалите формы с джиг.
  10. Удалите из каждой формы Полиуретановые прокладки и отбросить.
  11. Тщательно де плесень PDMS частей от их формы и заложить их особенность стороной вверх.
  12. Линия лезвие скребка плитки в конце вкладки паз и отрезать каждый конец к средний первоклассные компоненты.
  13. Проверьте детали для любого из следующих режимов сбоя и отменить любые неудовлетворительной частей: царапины в основной канал, большие мусора выше области канала, большие пузыри, деформированные вакуумные каналы.
  14. Магазин готовых частей в квадратных Петри в рамках позитивного давления шкафы при комнатной температуре.

3. дно канала подготовка

  1. Налейте примерно 10,5 г PDMS в формы, до тех пор, пока PDMS достигает верхней части полости.
    1. Осмотрите нижней части формы канала для PDMS вылечить в нижней части формы.
    2. Если грязные, скрип старых PDMS в нижней части формы поскольку неровную поверхность на нижней части плесень может вызвать Неравномерность толщины заключительной части.
      Примечание: для малых < 2 см2 областей, которые будут обнаружены, пневматический пистолет может использоваться очень осторожно двигаться PDMS над пространством.
  2. Место формы в вакуумного эксикатора за 1 час.
  3. После 1 h, перемещение формы в уровне 60 ° C духовке для > 4 h.
  4. Место плесень на таблицы в Ламинарный шкаф. Ослабьте PDMS от одного края формы.
  5. Захват один угол и осторожно отогните PDMS от поверхности формы.
  6. Когда полностью удалены, лежал на рабочей поверхности, так что канал функции являются лицом вверх.
  7. Вырежьте части вдоль внешнего края с Плиткорезы, поместив плитка лезвия в зубчатый PDMS как шаг 2.12.
  8. Положите частей особенность стороне вверх на ленте для удаления любого мусора.
  9. Удалите часть из упаковочной ленты. Перетащите свободный конец части слайда. Свободный конец будет ламинат со стеклом.
    Примечание: Важно, чтобы избежать растяжения части при прокладке вниз. Если пузырь ловушку между частью и стекла, осторожно поднимите часть с щипцами и повторно заложить.
  10. Выполняйте инспекции контроля качества деталей. Проверьте детали для любого сбоя и отменить любые неудовлетворительной частей, в том числе те, которые содержат царапин в основной канал, большой мусора, большие пузыри или деформированных вакуумные каналы.
  11. Охватывать функции с лентой.
  12. Храните части в положительное давление кабинета при комнатной температуре.

4. PDMS мембраны подготовка

  1. Убедитесь, что пластины свободны от PDMS на спине.
  2. Место каждой пластины мембраны в назначенный слотов в лотки AMF.
  3. Используйте 1 мл шприц 0,09 мл PDMS на центр каждого массива пост вафельные мембраны. Пусть PDMS сидеть как минимум 5 минут, чтобы позволить PDMS распространиться по всему должности вафельные мембраны.
    Примечание: Не переходите к следующему шагу, до тех пор, пока по меньшей мере 75% пост массива покрыта PDMS. Улучшается качество мембран, чем дольше PDMS разрешено фитиль в регион пост, тем больше ждать раз на этом этапе являются предпочтительными.
  4. Плазмы лечить поликарбоната газа на 20 Вт для 45 s, O2 газ на 0,80 мбар в машине плазмы.
  5. Удалить лист поликарбоната от машины плазменной и используйте ножницы, чтобы вырезать поликарбонатных листов на квадраты, 45 x 45 мм.
    Примечание: Минимизировать контакты с плазмой обрабатываемой поверхности для предотвращения пыли от прилипания к поликарбоната.
  6. Аккуратно лежали стороне плазмы лечение поликарбоната квадратов на жидких PDMS сосредоточены на вафельные мембраны. Убедитесь, что поликарбонат и PDMS находятся в контакте.
    Примечание: Избегайте воздушных карманов между поликарбоната и PDMS.
  7. Место нарезанные PDMS прокладку на центре площади поликарбоната.
  8. Поместите лист нарезанные текстурированной поликарбоната на блоке PDMS держать Ассамблею от склеивания прижимную пластину.
  9. Вставьте лоток так, что лоток 3 находится в задней части, лоток 2 находится в середине и лоток 1 находится в передней. Лоток 1 имеет паз для выравнивания.
  10. Открыть выходной клапан и очень медленно откройте клапан входного давления. Только тогда закройте клапан выходного давления.
    Примечание: Это так, что выход 4 кг силы постепенно применяется к каждой мембраны пластин в отличие от мгновенно, который может разорвать пластин.
  11. Переключения AMF на ON, чтобы начать цикл отверждения. Вылечить пластин до 4 кг (16 кПа) сжатия и наращивает термоциклирование, перечисленных в таблице 1.
ШагТемпература (° C)Длительность (мин)
12020
23510
34510
45060
560120
620Удерживайте

Таблица 1 - мембраны, лечить условия

  1. Закройте клапан входного давления и открыть выходной клапан выпустить давление от цилиндры воздуха.
  2. Удаление лотки и довести их до Ламинарный шкаф.
  3. Осторожно отделите текстурированной поликарбоната и осторожно выньте прокладку PDMS.
    Примечание: Смотрите PDMS прокладку, чтобы убедиться, что оно не также слезает поликарбоната перевозчика, если это происходит запуск пилинг из различных уголков.
    1. Осмотрите PDMS мембраны через перевозчика поликарбоната для областей с помощью отверстия и использовать маркер для отслеживания наброски области через отверстие и Марк любого отверстия или дефекты в мембранах.
    2. С помощью пластин, обработке щипцы, ослабьте пластин из лотка.
    3. Удаление каждого мембраны из пластин и место в чашке Петри.
      Примечание: PDMS мембраны де будет формировать из мембраны пластины и будут соблюдаться поликарбоната бэк. Если PDMS начинается, отсоединение от поликарбоната перевозчика, кожуру от разных регионе.
    4. Хранить мембраны и вафель в чашках Петри в положительное давление кабинета при комнатной температуре.

5. Топ сборка и подготовка

  1. С помощью матовой липкой ленты, очистите PDMS мембраны, а также внутренности Петри для удаления мусора.
  2. Тщательно лента стороне особенность каждого Топ компонента для удаления мусора.
  3. Поместите верхний канал часть («сверху») функция стороной вверх в чашке Петри с PDMS мембраны.
    Примечание: Учтите, что некоторые мембраны могут быть использованы для одной или двух верхние части в зависимости от размера Полезная площадь. Основные каналы каждого верхней части должны вписываться в пределах выделенной области мембраны.
  4. Загрузите Петри в плазме машину.
  5. Плазмы лечения мембраны и топ 20 W 45 s, O2 газ на 0,80 мбар.
  6. По окончании циклов склеивание удалите блюда и сложить активированные частей особенность стороне верхней части мембраны и убедитесь, что часть полностью ламинированные мембраной без пузырей.
  7. Место частей в 60 ° C духовку для по крайней мере 2 ч для отжига.
  8. С помощью скальпеля, следов вокруг периметра кабального верхней отделить Ассамблеи Топ мембраны из поликарбоната перевозчика.
    Примечание: Не рубите перевозчика.
  9. Как только часть прослеживается, пил сборки из поликарбоната. PDMS мембраны, приклеенная к верхней следует очистить от перевозчика.
  10. С острым наконечником щипцы, удалить мембрану из портов, которые доступ к дно канала и удалите мусор или пыль с щипцами под стереоскоп.
    Примечание: Не оставляйте любой частью мембрана, охватывающих порт доступа.

6. чип Ассамблея

  1. Особенность стороной вверх, плазмы лечить сборок с нижней компонентов, с помощью условий на шаге 5.5.
  2. Под инвертированным микроскопом Совместите Топ с микроскопа в нижней половине.
  3. Место в 60 ° C духовке для минимум 2 ч.
  4. Инспекции контроля качества чип
    Примечание: Обратите пристальное внимание на главных портов и каналов чипа. Проверить для отказов на глаз, а также под микроскопом.
    1. Чтобы проверить, что чип тычковой полностью, слегка буксир на каждом углу чипа для проверки деламинирование частей.
    2. Посмотрите на канале чип для проверки морщинистая или провисания мембраны, который будет отображаться как волнистым узором или легкие отклонения в канале.
    3. Выполните Микроскоп инспекции для проверки для мусора в основной канал.
      Примечание: Мусор в некритических областях, таких как вакуумные каналы является приемлемым.
    4. С чип-прежнему инвертированным микроскопом осмотрите главного канала и вакуумные каналы для расслоения.
      Примечание: Расслоение в некритических областях (например, край чип) является приемлемым.
    5. Проверьте, что основные каналы выровнены в в пределах 50-60 мкм (1-2 поры мембраны).
      Примечание: Важно, что каналы не перекрываются с вакуумной каналами.
    6. Убедитесь, что мембрана между основными каналами и впускных и выпускных каналов нетронутыми без каких-либо очевидной отверстий.
      Примечание: Любое отверстие в мембраны может привести к вытекающей чип или рост клеток вне каналов.
  5. Хранилище щепы в чашках Петри в положительное давление кабинета при комнатной температуре.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Протокол, представленные здесь описывает масштабируемых изготовление PDMS орган чипов. Эти устройства позволяют культуры двух видов различных перфузии тканей на эластичные пористые мембраны (рис. 1). PDMS каналы отлиты использованием 3D печатной формы, который ускоряет прототипов новых конструкций (рис. 2A и 2B). Лучшие каналы литье в формы под давлением против совместимых Полиуретановые прокладки для производств...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Процесс изготовления опирается на высокое разрешение 3D печатной формы в шаблон PDMS верхней и нижней орган чип компонентов тела в сочетании с micromolded пористых PDMS мембраны. Этот критический подход был выбран из-за простоты прототипов, в сочетании с быстрым переходом в масштабируется до изготовления и замену инструмента. Компонент верхнего уровня формы предназначены для шаблон порты в точных местах с определенными вертикальных профилей на этапе литья. Это не только позволяет избежать труда участвующих в вручную кула...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

D.E.I. является основателем и проводит акции в эмуляции, Inc. и возглавляет ее научно-консультативный совет. Ю.П. в настоящее время является сотрудником подражать, Inc. р.н., клуба, Ю.П., и D.E.I. являются изобретателей на интеллектуальную собственность, которая была лицензирована для эмуляции, Inc.

Благодарности

Мы благодарим м. Руссо и S. Kroll за помощь с фотография и видеосъемка и M. Ingram, J. Нгуен, D. Ши и N. Wen за вклад в развитие первоначальной изготовление протокол. Это исследование было организовано Wyss институт биологически вдохновил инженерии в Гарвардском университете и обороны перспективных исследований проекты агентства в рамках совместных соглашений #W911NF-12-2-0036 и #W911NF-16-C-0050, и FDA Грант # HHSF223201310079C, низ предоставляет #R01-EB020004 и UG3-HL141797-01, а Фонд Билла и Мелинды Гейтс #OPP1163237 и #OPP1173198 дей. Мнения и выводы, содержащиеся в данном документе, принадлежат авторам и не следует толковать как отражающие официальную политику, либо явно выраженных или подразумеваемых, обороны перспективных исследований проекты агентства, продовольствия и медикаментов, Национальные институты здравоохранения, или правительства США.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Средства индивидуальной защиты
Сетка для волосVWR89107-770
Лабораторный халат TyvekVWR13450-506
Перчатки с удлиненной манжетойVWR89521-898
Оборудование
Коврик для разделкиVWR102096-430
ПлиткорезMcMaster-Carr26765A31
Форма на месте (MIP) верхние формыProtolabs, Inc.Печать на заказPrototherm 12120
Mold-in-place (MIP)Protolabs, Inc.Печать на заказв Prototherm 12121
Изогнутые щипцы DuckbillVWR63041-864
Щипцы с острыми наконечникамиЭлектронная микроскопия Sciences72700-D
Металлический шпательVWR  82027-528
Глубокое реактивное ионное травление (DRIE)  пластины с массивной матрицейSensera, Inc.на заказЧетыре массива колонн 50 x 50 мм на пластину; колонны шириной 7 мкм, высотой 50 мкм, расположенные на расстоянии 40 мкм друг от друга
Текстурированный поликарбонат толщиной 0,01 дюймаMcMaster-Carr85585K33разрезанный на квадратные
блоки PDMS 45 мм (40 x 40 x 5 мм)н/а изготовленныйна заказ
колпак ламинарного потокаМикробныйBVBIотлитый внутри производства
пневматический пистолет
60° Печь
Вакуумный эксикатор
Точность балансадо 0,1 г
Плазменный аппаратDienerВозможность нанокислородной плазмы имеет решающее значение
Supplies
Sylgard 184 поли (диметилсилоксан) (PDMS) база/отвердительнабор Ellsworth Adhesives& НБСП;
ЧашкаОбеспечьте достаточную вентиляцию при работе с преполимером благодаря низкому уровню этилбензола
1 мл шприцVWR10099-395
Салфетки для чистых помещенийVWRTWTX1080
25 x 75 мм предметные стекла для микроскопаVWR48311-703
Упаковочная лентаVWR500043-724
СкотчVWR500026-873
Высечные полиуретановые (ПУ) полосыAtlantic Gasket, Inc.пользовательский: AGWI2X3  1/8" толстый; 60 Дюрометр Черный полиуретан; 2" х 3"
Поликарбонатная пленка толщиной 005 дюймовMcMaster-Carr85585K102
100 x 100 x 15 мм квадратная решетчатая чашкаПетри VWR60872-480
  Алюминиевая фольга
Дополнительное оборудование
Thinky PDMS MixerThinkyARE-310
месте прессования (MIP)зажим Компрессионный кондуктор
Автоматизированный производитель мембран (AMF)Собственныйпневматический компрессионный поршневой массив с программируемым нагревателем
в нижней форме уровня C массы 4019862 для смешивания Кондуктор на Собственный винтовой

Ссылки

  1. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).
  2. Benam, K. H., et al. Engineered In vitro Disease Models. Annual Review of Pathology Mechanisms of Disease. 10 (1), 195-262 (2015).
  3. Huh, D., et al. A Human Disease Model of Drug Toxicity-Induced Pulmonary Edema in a Lung-on-a-Chip Microdevice. Science Translational Medicine. 4 (159), 159ra147(2012).
  4. Huh, D., et al. Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  5. Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow. Lab on a Chip. 12 (12), 2165-2174 (2012).
  6. Kim, H. J., Ingber, D. E. Gut-on-a-Chip microenvironment induces human intestinal cells to undergo villus differentiation. Integrative Biology. 5 (9), 1130-1140 (2013).
  7. Kim, H. J., Li, H., Collins, J. J., Ingber, D. E. Contributions of microbiome and mechanical deformation to intestinal bacterial overgrowth and inflammation in a human gut-on-a-chip. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (1), E7-E15 (2016).
  8. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (5), s41551-017-0069–017(2017).
  9. Somayaji, M. R., Das, D., Przekwas, A. Computational approaches for modeling and analysis of human-on-chip systems for drug testing and characterization. Drug Discovery Today. 21 (12), 1859-1862 (2016).
  10. Prantil-Baun, R., et al. Physiologically Based Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis Enabled by Microfluidically Linked Organs-on-Chips. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 58 (1), 37-64 (2018).
  11. Mahler, G. J., Esch, M. B., Stokol, T., Hickman, J. J., Shuler, M. L. Body-on-a-chip systems for animal-free toxicity testing. Alternatives to laboratory animals: ATLA. 44 (5), 469-478 (2016).
  12. Miller, P. G., Shuler, M. L. Design and demonstration of a pumpless 14 compartment microphysiological system. Biotechnology and Bioengineering. 113 (10), 2213-2227 (2016).
  13. Coppeta, J. R., et al. A portable and reconfigurable multi-organ platform for drug development with onboard microfluidic flow control. Lab Chip. 17 (1), 134-144 (2016).
  14. Wikswo, J. P., et al. Scaling and systems biology for integrating multiple organs-on-a-chip. Lab on a Chip. 13 (18), 3496-3511 (2013).
  15. Sung, J. H., et al. Using PBPK guided "Body-on-a-Chip" Systems to Predict Mammalian Response to Drug and Chemical Exposure. Experimental biology and medicine (Maywood, N.J.). 239 (9), 1225-1239 (2014).
  16. Stokes, C., Cirit, M., Lauffenburger, D. Physiome-on-a-Chip: The Challenge of "Scaling" in Design, Operation, and Translation of Microphysiological Systems. CPT: Pharmacometrics & Systems Pharmacology. 4 (10), 559-562 (2015).
  17. Shirure, V. S., George, S. C. Design considerations to minimize the impact of drug absorption in polymer-based organ-on-a-chip platforms. Lab Chip. , (2017).
  18. Huh, D., et al. Microfabrication of human organs-on-chips. Nature Protocols. 8 (11), 2135-2157 (2013).
  19. Tran, T. T., et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108-2123 (2004).
  20. Henry, O. Y. F., et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  21. Maoz, B. M., et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  22. Benam, K. H., et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Исправление


Formal Correction: Erratum: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips
Posted by JoVE Editors on 5/08/2019. Citeable Link.

An erratum was issued for: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips.  The Representative Results, Discussion, and References sections have been updated.

In the Representative Results section, the legend for Figure 5 has been updated from:

Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µL/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. Error bars indicate standard error of the mean.

to:

Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µl/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. The apparent permeability (Papp, cm/s) of the microporous PDMS membrane was determined using the dye concentration in the outlet channels. The gut chip cell layers provide a significantly increased barrier to permeability. Error bars indicate standard error of the mean.

In the Discussion section, the fourth paragraph has been updated from:

Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 4). The following equation can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel and is derived from equations used primarily for Transwell studies19,20 and corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by comparing the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

Papp formula for permeation rate analysis in a scientific study, featuring equation variables.

to:

Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 5). The following equation derived by Tran, et al.19 can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel, which partially corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by averaging the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

Permeability coefficient equation, Papp, showing variables for diffusion analysis.

The References section has been updated from:

  1. Blaser, D.W. Determination of drug absorption parameters in Caco-2 cell monolayers with a mathematical model encompassing passive diffusion, carrier-mediated efflux, non-specific binding and phase II metabolism. at <http://edoc.unibas.ch/655/1/DissB_7998.pdf> (2007).
  2. Hubatsch, I., Ragnarsson, E.G.E., Artursson, P. Determination of drug permeability and prediction of drug absorption in Caco-2 monolayers. Nature Protocols. 2 (9), 2111-2119 (2007).
  3. Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  4. Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  5. Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).

to:

  1. Tran, T.T. et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108–2123 (2004).
  2. Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  3. Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  4. Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).

Теги

3D

Похожие статьи