Методическая статья

Полная и частичная аорты окклюзии для лечения геморрагического шока в свиней

10K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/58284

⸱

24 августа 2018 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Michigan, 2Hays Innovations

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол демонстрирует модель геморрагического шока в свиней, использующий окклюзии аорты как мост для окончательного ухода в травмы. Эта модель имеет применение в тестировании широкий спектр хирургических и фармакологические терапевтических стратегий.

Аннотация

Кровоизлияние остается ведущей причиной предотвратимой смертности в травмы. Эндоваскулярные управления кровоизлияния не сжимаемых туловища была на переднем крае помощи при травмах в последние годы. Так как полной окклюзии аорты представляет серьезную озабоченность, концепция частичной окклюзии аорты приобрела все большее внимание. Здесь мы представляем модель большой животных геморрагического шока исследовать эффекты Роман частичной аорты шар окклюзии катетера и сравнить его с катетером, который работает на принципах полной окклюзии аорты. Под наркозом и инструментарием для проведения контролируемых фиксированный объем кровоизлияния свиней, и мониторинг гемодинамики и физиологических параметров. После кровоизлияния окклюзии аорты Баллонные катетеры вставляются и завышена в аорте supraceliac 60 мин, во время которого животные получают реанимации цельной крови как 20% общего объема крови (TBV). После дефляции шар животные контролируются в условиях интенсивной терапии для 4 ч, во время которого они получают жидкости реанимации и vasopressors при необходимости. Частичное аорты шар окклюзии продемонстрировал более дистальных среднее артериальной давление (карты) во время шар инфляции, снизилась маркеры ишемии и снижение жидкости реанимации и вазопрессорная использования. Как свиной физиологии и гомеостатические реакции после кровоизлияния были документально и, как те, в организме человека, свиной геморрагического шока модель может использоваться для тестирования различных стратегий лечения. Помимо лечения кровотечений, окклюзии аорты Баллонные катетеры стали популярными за их роль в инфаркт миокарда, сердечной и сосудистой хирургии и других опасных выборных хирургических процедур.

Введение

Кровоизлияние продолжает быть доминирующей причиной предотвратимой смерти у пациентов, перенесших травматические события, приходится 90% смертей, связанных с травмами, в военной обстановке и 40% посттравматического смертей в гражданское население1, 2. Хотя прямое давление может лечить сжимаемой кровотечения, кровоизлияния не сжимаемых туловища по-прежнему трудно лечить и может быть смертельным без оперативного контроля системы гемостаза. Исторический подход реанимационные торакотомия или лапаротомия с аортальной кросс зажима оказалась чрезвычайно инвазивных3,4. Это вмешательство также требует сложного выбора алгоритм для определения кандидатуру пациентов, которые подверглись травматических оскорбления5.

В последние годы, наблюдается возрождение интереса к ранее описанный подход — реанимационные эндоваскулярных шар окклюзии аорты (REBOA)6,,78. Хотя REBOA присвоил краткосрочные преимущества выживания в кровоизлияние, длительной полной окклюзии аорты во время шар инфляции ставит серьезные проблемы, которые включают необратимый конец орган ишемии9,10. В попытке преодолеть этот потенциал заболеваемости управлять кровоизлияния стратегии альтернативных Эндоваскулярная разрабатываются. Одно из таких стратегий, который стал свидетелем растущего внимания является частичной окклюзии аорты11,12. Идею частичной аорты шар окклюзии дает перфузии сосудистой кровати дистальнее сайт окклюзии, улучшение физиологических проксимального отдела аорты карты, и постепенно afterload сокращения после дефляции шар. Эти изменения в параметры являются желаемые изменения физиологических характеристик кровью животного. До перевода в этот метод для людей полное и частичное аорты Баллонные катетеры окклюзии сильно были протестированы в свином модели геморрагического шока11,12,13.

Свиней были использованы в исследованиях, влекущие за собой геморрагического шока на протяжении многих лет. Большая часть нынешнего понимания патофизиологии геморрагического шока является производным от исследований, которые использовали животных моделей, в том числе свиней. Их физиологии и гомеостатические реакции в условиях истощения патологического тома после кровоизлияния, особенно те, которые касаются крови свертывания и сердечно-сосудистых реакций, были хорошо документированы и, как те люди14. Модели свиной геморрагического шока также обеспечивают возможности для изучения стратегий лечения для геморрагического шока и других травм.

В этом исследовании мы демонстрируем клинически реалистичной модели геморрагического шока в свиней для оценки эндоваскулярного лечения стратегий, включая полные и частичные аорты шар окклюзии. Мы предполагаем, что частичная непроходимость аорты приводит к более физиологичен и лабораторное профилю по сравнению с полной окклюзии аорты в свиней, переживает контролируемых кровоизлияние-объем.

Мы стремились сравнить физиологические эффекты частичной и полной окклюзии аорты при лечении геморрагического шока в модели свиней. Частичной окклюзии аорты была достигнута с помощью селективного аорты шар окклюзии в катетер травмы (Сабо) (рис. 1). Катетер Сабо является системой двух шар, которая позволяет интра просветный кровообращение, тем самым обеспечивая частичное аорты поток для сосудистой кровати, Дистальный прикус. Полной окклюзии аорты была достигнута с помощью одно шар аорты окклюзии катетера (например,CODA) (рис. 1). Лечения группы были рандомизированы для прохождения реанимационные окклюзии аорты с полной или частичной аорты Баллонные катетеры окклюзии (n = 2/группа).

Основные шаги модели включают в себя индукции анестезии и интубации, поддержание наркоза, приборостроение, 35% TBV кровоизлияния (всего 20 мин; половина за первые 7 мин и половина за оставшиеся 13 мин), окклюзии аорты шар и цельной крови реанимации (60 мин окклюзии; 20% цельной крови реанимации в течение последних 20 минут прикус), интенсивной терапии, мониторинг (240 мин) с гемодинамическим наблюдения и эвтаназии с ткань уборка. Рисунок 2 демонстрирует модель, используемых в этом эксперименте.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

При проведении исследований с использованием животных, следователи присоединились к положениям закона благополучия животных и другие федеральные законы, касающиеся животных и эксперименты с участием животных и принципы, изложенные в текущей версии руководства для ухода и использования Лабораторных животных национального исследовательского совета. Этот протокол исследования был одобрен в Университете Мичиган институциональный уход животных и использование Комитет (IACUC). Были проведены эксперименты соблюдает все правила и руководящие принципы относительно животных в научных исследованиях.

1. животных выбор и адаптационного

  1. Использование женского Йоркшир-ландрас гибридных свиней (n = 2/группы, возрастной диапазон: 5-6 месяцев, вес диапазон: 40-60 кг) для эксперимента.
  2. После их прибытия на объекте дом животные индивидуально в клетках, но убедитесь, что достаточно взаимодействие между животными в соседних клетках.
  3. Дом животных для по крайней мере 5 d таким образом, чтобы они полностью акклиматизировались перед выполнением эксперимент. В этот период кормить животных с стандартной диете и наблюдать за ними, чтобы убедиться, что они находятся в хорошем состоянии здоровья.
  4. Сохранить животных от еды и питья после полуночи до операции, чтобы предотвратить риск аспирации при интубации.

2. анестезия и интубации

  1. Степенный животное с 5 мг/кг tiletamine/zolazepam дано внутримышечно (IM) в ягодичную мышцу, в то время как животное находится в области жилищного строительства. Одновременно дать 0,05 мг/кг атропина IM как антихолинергические агент для уменьшения секреции интубации.
  2. Транспорт животных в области жилищного строительства в операционной комнате и поместите его в лежачем положении на операционном столе.
  3. Изофлюрановая (2% - 5%) использование вдыхании побудить анестезии. 21% кислорода (0,4 Л/мин) смешивается с воздухом (4 Л/мин) можно используйте в качестве перевозчика газов для доставки ингаляционных анестетиков газа.
  4. В то время как задача решается требуемой глубины анестезии, место 20 G периферического внутривенного (IV) катетера в духе уха для администрации IV жидкости, наркотиков или анестезии, при необходимости.
  5. Как животное приобретает желаемой глубины анестезии, аккуратно смыть любых отходов и мусора из постановляющей части сайтов, в том числе левой и правой паховой области, левой и правой стороны шеи и живота. Использование электрической машинки для удаления всех волос из постановляющей части сайтов. Оценка глубины анестезии, щипать задние конечности животного и наблюдая за ее ответ (отсутствие).
  6. Безопасность животного к операционному столу с помощью хирургического хлопок веревки вокруг каждой конечности, до интубации.
  7. Используйте короткий кусок веревки хирургический хлопок поднять нижнюю челюсть наряду с языком чтобы открыть устные отверстия. Используйте другой кусок хлопчатобумажной веревки тянуть вниз верхней челюсти. В случае, если челюсть релаксации является недостаточным или свернуты голосовых складок, увеличения уровня изофлюрановая кратко и повторите этот шаг.
  8. Рукой недоминирующих беритесь обычных Ларингоскоп с 12 в освещенный Миллер лезвия. Пройти кончик лезвия Миллер через ротоглотки. Практике осторожностью для сохранения зубов и слизистой маневрируя лезвие в ротовой полости. Медленно заранее кончик лезвия до тех пор, пока надгортанник могут быть четко визуализируется и заранее мимо гортани входе. С помощью запястья, поднимите лезвие, подъемные надгортанник, таким образом, чтобы получить четкое представление о гортани.
  9. Место 6.5 Fr или 7 Fr эндотрахеальной трубки (ЭТТ) с стилет между голосовых складок в трахею. В случае ларингоспазм вследствие раздражения слизистых оболочек применяют 2% лидокаин на голосовых складок и средний glosso-epiglottic поле и пересмотреть.
  10. Удаление стилет до полностью продвижения трубку вниз трахеи при сохранении крепко на трубе. Надуйте манжет шар с 10-15 см3 воздуха для предотвращения любой утечки воздуха вокруг манжету и аспирации желудочного содержимого.
  11. Подключите ЭТТ Механический вентилятор через фильтр дыхание (обменник тепла и влаги). Закрепите ЭТТ, связывая хлопка ленту вокруг морду (челюсти).
  12. В случае неудачной интубации пусть животных oxygenate и проветрить кратко перед любые дополнительные попытки.
  13. Обеспечивать соответствующие механические вентилятора настройки: смесь 21% кислорода и воздуха; Дыхательный объем 7-10 мл/кг массы тела; частота дыхания 10-15 вдохов/мин для поддержания конца Приливные ЦУП2 40 мм рт.ст. ± 2 мм рт.ст..
  14. Место пульсоксиметр на ухо, язык или хвост, чтобы измерить крови кислородом и частоты пульса. Заранее ректального зонда через анального отверстия для непрерывного температурного мониторинга.
    Примечание: Температура животного должен поддерживаться между 38 ° C до 40 ° C, с помощью подогревом температура регулируется операционный стол, мат тепла или электроодеяло.
  15. Для поддержания анестезии во всей процедуре используйте изофлюрановая (1% - 3%). В это время оценки глубины анестезии путем тестирования для боли рефлексы с помощью щепотку задних конечностей. Кроме того мониторинг дыхания на вентиляторе, чтобы увидеть, если он соответствует уровень запланированных вентилятора.
    Примечание: Чрезмерное дыхание указывает недостаточной глубины анестезии.

3. Хирургическое сайта стерилизации (подготовка и драпировки)

  1. Подготовьте разрез сайтов, а также обширный район, вокруг них для экспериментальных процедур. Разрез сайтов для эксперимента включают двусторонние паховой области, двусторонние шеи и нижней части живота. Продезинфицируйте постановляющей части сайтов, очистка их с большим количеством повидон йод 5 мин.
  2. Использование сухой, стерильные марлевые для удаления повидон йод мыло из кожи.
  3. Место вокруг постановляющей части участков для сохранения поля стерильные хирургические стерильные хирургические полотенца. Используйте полотенце щипцы для обеспечения полотенца на месте. Обложка животное с стерильных Пелерина для предотвращения загрязнения хирургических сайтов.

4. катетеризации

  1. Бедренная артерия и Вена катетеризации
    Примечание: Выполняется катетеризации правой бедренной артерии, левой бедренной артерией и левой бедренной вены. Правой бедренной артерии является канюлированной используя 14 Fr вставки оболочкой для вставки катетер окклюзии аорты шар. Слева бедренная артерия является канюлированной используя 5 Fr катетер для дистального карту мониторинга. 8 Fr катетер помещается в левой бедренной вены для вывода жидкости администрации и крови. Открытый метод Seldinger используется для сосудистого доступа для всех cannulations15.
    1. Прежде чем сделать разрез, оценки глубины анестезии, щипать задние конечности животного.
    2. С помощью скальпеля с число 10 стерильные хирургические лезвия, сделать вертикальный разрез 8-cm в правой паховой 4 см и 4 см ниже правой паховой складке.
    3. Вскрыть через подкожной клетчатке и мышцах и использовать два Weitlaner втягивающие устройства для получения правильной экспозиции. При необходимости используйте армии-флота втягивающего для дополнительного отзыва.
    4. Используйте щипцы Mixter под прямым углом и электрокоагуляции вскрыть через соединительной ткани, до тех пор, пока явно подвергается сосудисто-нервного пучка.
    5. Осторожно вскрыть артерии. Сохраните нерв, который является структура боковых большинство.
    6. Тщательно анализировать ключе, который расположен наиболее медиально, артерии.
    7. Контролируете проксимальных и дистальных артерий, с использованием 2-0 шелковые галстуки.
    8. Используйте 20 G угловой интродьюсер иглы для прокола артерии. Обеспечение соответствующей позиции в просвет сосуда, наблюдая пульсирующего кровотока через другой конец иглы.
    9. Предварительный раунд накренилась 0,35 в проволочного проводника через просвет угловые игольчатые.
    10. Снять иглу через проволочного проводника. Обеспечить без переноса проволочного проводника, удерживая его на месте.
    11. Передайте 10 Fr расширителя проволочного проводника для открытия в артерии расширяются. Удаление 10 Fr расширителя. Вставка 14 Fr вставки оболочкой над проволочного проводника.
    12. Осторожно удалите расширитель от вставки оболочки наряду с проволочного проводника, сохраняя канюля внутри артерии.
    13. Промойте оболочке вставки для обеспечения своей позиции внутри просвета сосуда.
    14. Обеспечить к концу катетера в месте с швом полиглактин 3-0.
    15. Для выполнения временной работы закрытие вышележащих кожи используйте нейлон накладывать шов 3-0.
    16. Повторите вышеупомянутые шаги для катетеризации левой бедренной артерии, используя 5 Fr катетер (не первоначальный дилатация). Изолировать левой бедренной вены в аналогичных моды и иглу с помощью 8 Fr катетер. Для выполнения временной работы закрытие вышележащих кожи используйте нейлон накладывать шов 3-0.
  2. Сонной артерии и внешних яремной катетеризации
    Примечание: Выполняется катетеризации двусторонних внешних яремной вены и левую общую сонную артерию. 5 Fr катетер помещается в левую общую сонную артерию для проксимальной карту мониторинга и 8 Fr катетер в левый внешний яремной для дополнительного центрального венозного доступа для жидкости администрации и вазопрессорная вливания. 9 Fr катетер помещается в правом внешней яремной для катетеризации легочной артерии с легочной артерии (например, Swan-Ganz) катетера, в то время как зонд сонной поток помещается вокруг правой общей сонной артерии на сонных расхода мониторинг. Метод Seldinger используется для получения сосудистого доступа для всех cannulations.
    1. С помощью 10-лезвие скальпеля, сделать вертикальный разрез 6 см около 2 см боковых midline на левой стороне шеи.
    2. Используйте электрокоагуляции, чтобы вскрыть через подкожной клетчатки, пока мышцы ключично (SCM) подвергается.
    3. Место Weitlaner ретракторы в проксимальном и дистальном аспекты разрез для полного втягивания.
    4. Вскрыть вдоль боковой границы SCM мышцы подвергать левый внешний яремной вены.
    5. Катетеризации судна может быть достиган следующие шаги 4.1.8 - 4.1.14. Вставка, флеш и обеспечить 8 Fr катетер в Вену.
    6. Для левой общей сонной артерии экспозиции вскрыть медиального края SCM мышцы. Место Weitlaner втягивающее устройство для повышения воздействия.
    7. Вскрыть через соединительной ткани продольно вдоль боковой границы трахеи. Сохранить вилочковой железы, если они возникают.
    8. Разоблачить сонной треугольник, который содержит сонной артерии, внутренней яремной вены и блуждающего нерва. Ощупывайте общей сонной артерии, чтобы определить его траектории.
    9. Тщательно анализировать общей сонной артерии от Вены и нерв.
    10. Выполните следующие шаги 4.1.8 - 4.1.14 сонной катетеризации. Вставка, флеш и обеспечения 5 Fr катетер в артерии, как описано ранее.
    11. Повторите шаги 4.1. для вскрытия и изоляции право внешних яремной вены и правой общей сонной артерии.
    12. Поместите датчик потока сонной артерии 4 мм вокруг правой общей сонной артерии. Применение геля датчика между зонд потока и судно для оптимального потока сигналов и захватить.
    13. После шаги 4.1.8-4.1.14 иглу право внешних яремной вены с помощью 9 оболочка интродьюсер Fr. Потолочные и закрепите катетер на месте. Для выполнения временной работы закрытие вышележащих кожи используйте нейлон накладывать шов 3-0.

5. ПА катетер вставки

  1. Промойте инъекционным портом, проксимальный порт и дистальный порт катетер с нормальное saline (NS) и подключите их к трубки датчика. Дистальный порт обозначается как порт легочной артерии (PA), в то время как проксимальный порт обозначается как центрального венозного давления (ПВД) порт.
  2. Проверка трассировки артефакт на мониторе, перемещая катетер. Это делается, чтобы убедиться, что функционирования катетера.
  3. Заранее ПА катетер через стерильную рукав.
  4. С помощью шприца3 3 см, надуйте шар ПА катетер с не более чем 1,5 см3 воздуха для проверки на инфляцию. Выкачать шаре, чтобы вставить катетер в оболочке вставки.
  5. Вставьте ПА катетер через 9 пт вставки оболочкой. После того, как ПА катетер вводится для по крайней мере 18 см, надуйте шар с не более чем 1,5 см3 воздуха.
  6. Медленно продвигать катетер ПА и проверьте монитор для ритма во время вставки. При желудочковой Эктопия надуть и выкачать шар для того, чтобы предотвратить прогрессирование. Если вставки становится трудно в любом случае, следует дефлированный шар и катетер должен быть втянут и сообщено.
  7. Наблюдать за монитор, чтобы оценить переход от правого предсердия (RA) правого желудочка (RV) ПА на легочной артерии клин давление (PWP).
  8. Дефлирования шар и подтвердите, что ПА трассировки возвращается к монитору.
    Примечание: Соответствующие катетер от вставки сайте в правом внешней яремной длиной приблизительно 45-55 см.
  9. Подключите конец стерильного рукава для вставки оболочкой для того чтобы зафиксировать катетер внутри ПА.
  10. Соединить порты вставки ПА катетер к группе захвата для получения сердечного выброса (CO) и насыщение кислородом венозной (SVO-2).
  11. Калибровка катетер PA системы мониторинга. Используя длина тела и веса животного, поведения в естественных условиях калибровки катетера PA система мониторинга для животного. Используйте газ венозной крови для дальнейшего калибровки с использованием кислорода насыщенность и гемоглобина.

6. цистостомия трубки размещение

  1. Сделайте 5 см нижней брюшной разрез в средней линии, с помощью 10-лезвие скальпеля.
  2. С помощью электрокоагуляции, вскрыть через подкожной клетчатки и linea alba. Визуализируйте каждый слой во время вскрытия.
  3. Extracorporealize мочевого пузыря.
  4. С двумя DeBakey щипцами понять мочевого пузыря на вентральной поверхности от отверстия мочеточника.
  5. С помощью электрокоагуляции, сделайте небольшое отверстие в мочевом пузыре, подвергая внутренний просвет.
  6. Использование всасывания для удаления любых мочи из внутри просвета мочевого пузыря. Хирургическое губки может использоваться для любого случайного разлива мочи за пределы мочевого пузыря.
  7. Для выполнения временной кошелек строки закрытие мочевого пузыря используйте полипропиленовые шовные 4-0.
  8. Место 18 Fr Фолея Катетер внутри просвета мочевого пузыря и использовать шприц3 10 см, чтобы надуть шар. Подключите дренажа мочи мешок к катетер Фоли и закрепите его на стороне операционного стола.
  9. Свяжите 4-0 полипропилен шовные обеспечить Фолея Катетер в просвете мочевого пузыря.
  10. Используйте нейлон накладывать шов 3-0 для выполнения временной работы закрытие вышележащих кожи брюшной стенки.

7. полная и частичная аорты шар катетер вставки

  1. Случайном порядке животных, чтобы получить либо полное или частичное аорты Баллонные катетеры окклюзии.
  2. Вставьте 0,035, 260 см жесткой Amplatz проволочного проводника через 14 Fr вставки оболочки в правой бедренной артерии и направлять его в supraceliac аорту (зона 1) с помощью УЗИ брюшной и грудной аорты.
  3. Вставьте шар окклюзии катетера через проволочный проводник в зоне 1 аорты выполнить окклюзию после кровоизлияния.
  4. Подтвердите окончательное размещение окклюзии аорты баллонного катетера в зоне 1 аорты с УЗИ.

8. интраоперационной гемодинамики и лабораторный мониторинг

  1. Обеспечить подключение инвазивных катетеры для системы мониторинга, с помощью трубки, преобразователи и трубы к гемодинамическим мониторов. Инвазивные систем мониторинга должны быть «обнуляется» на уровне сердца животного для обеспечения точного мониторинга.
  2. Запись физиологических данных на протяжении всего эксперимента, включая проксимальных и дистальных карта, сердечного ритма (HR), CVP, CO, давление ПА, Шереметьево2, конец приливные CO2и температуру тела.
  3. Записи эти переменные каждые 5 мин во время кровотечения и этапа инфляции шар, а также каждые 15 мин в течение остальной части эксперимента.
  4. Сбор проб крови на 4 время очки: базовый (BL), после шока (PS), после реанимации (PR) и (E) к концу эксперимента. 10 мл крови собирается для анализа сыворотки и плазмы в каждый момент времени.
  5. Выборки газ (ABG) артериальной крови, собирая до 1 мл крови в шприц ABG. ABG выборки в каждой из вышеупомянутых время точек, а также при необходимости в ходе эксперимента. Используйте анализатор газов крови для анализа.
    Примечание: Каждый образец должен быть проанализированы в течение 10 мин рисования крови, потому что длиннее 10 минут задержки может уменьшить эффективность результатов16.

9. кровоизлияние

  1. Вычислите TBV.
    TBV мл = вес в g × 0,06 + 0,77
  2. Кровоизлияние 35% с помощью автоматического насоса в течение 20 мин удалить половина за первые 7 мин, а другая половина за следующий 13 мин TBV.
  3. Сбор крови в сумки коллекции стандартных крови. Храните при 4 ° C в ожидании будущих переливания.
  4. Если карта уменьшается ниже 30 мм рт.ст., остановить кровотечение, выключить изофлюрановая и администрировать 50-100 мл болюсов NS.
  5. Когда карта возвращается 30 мм рт.ст, перезапустите кровоизлияние.

10. аорты шар окклюзии катетера инфляции и цельной крови реанимации

  1. Надуйте катетер окклюзии аорты шар с 9-12 см3 воздуха или пока никаких дальнейших уменьшение дистальной ниже карте отметил дополнительные шар инфляции.
  2. Удалите провод от частичной аорты баллонного катетера окклюзии для облегчения дистальной части аорты потока, оставляя его для полной аорты баллонного катетера окклюзии. Подтвердите расположение аорты шар окклюзии катетера в зоне 1, исключать миграции катетера с помощью УЗИ.
  3. Закрепите катетер на кожу с помощью швом нейлона прерванный 3-0.
  4. После 40 мин окклюзии аорты реанимировать животное с цельной крови в объеме равен 20% TBV через катетер левой бедренной вены в течение 20 мин с помощью автоматизированных насоса. Используйте теплую кровь для переливания, ориентация температура 40 ° C.
  5. После реанимации дефлирования шар постепенно более 5 мин.
  6. Удаление окклюзии аорты баллонного катетера из 14 Fr вставки оболочкой.
  7. Следить гемодинамики в это время, учитывая известных риск ушиба ишемии реперфузии с связанные гипотензии.

11. критически внимательность, наблюдение и восстановления

  1. Наблюдать за животными для 4 h с непрерывный мониторинг их физиологических и лабораторных параметров.
  2. Обеспечить поддержание внутривенные (NS настой на 50 мл/ч).
  3. Цель CVP 6 мм рт.ст, управляющими 30 мл/кг болюсов НС следуют болюсов 20 мл/кг, когда CVP падает ниже цели. Оцените деятельность жидкости ежечасно.
  4. Целевая карта 60 мм рт.ст, используя норадреналина инфузии (0,024 мг/мл).
  5. Поддерживать физиологическое температура 38-40 ° C с использованием электроодеяла.
  6. В конце периода 4 h усыпить животных с инъекции Натрий Пентобарбитал (100 мг/кг).

12. Вскрытие

  1. Удалите все основные линии и трубки от животных.
  2. Подготовить контейнер с регулярной льда и поместите его рядом с операционного стола для замораживания тканей органа сразу же после удаления из организма.
  3. Используйте скальпель, чтобы сделать 6 см длиной вертикальный разрез вдоль левой границы грудины, пройдя через кожи, подкожной ткани, мышцы большую грудную и реберного хряща. Введите грудной полости подвергать сердца и легких.
  4. Удаление перикарда мембраны из сердца, сделав надрез с скальпель и захватить верхушки сердца с помощью щипцов. Используйте скальпель вырезать часть сердца на вершине 5 x 5 см.
  5. Используйте ножницы, чтобы вырезать часть легких от передней границы основания легкя 5 x 5 см.
  6. Расширение торакотомия разрез в передней средней линии живота, подвергая брюшной полости.
  7. Используйте корнцанг удерживайте левой доли печени и сократить раздел 5 x 5 см.
  8. Повторите тот же процесс для получения образцов от хандры.
  9. Используйте правую руку для создания окно для ввода левую retroperitoneum захватить почки. После того, как мобилизовать почечной паренхимы, разрез почечных артерий, вен и мочеточника. Удаление почки капсулы.
  10. Осторожно выжать стул от 5 см длиной часть тонкого кишечника и используйте ножницы, чтобы вырезать 5 см длиной часть кишечника от брыжейка.
  11. Используйте скальпель вырезать 5 x 2 см длиной часть четырехглавой мышцы бедра.
  12. Эти образцы дальнейшего процесса путем разрезания их на небольшие пряди быть помещены в microcentrifuge трубы. Флэш заморозить эти образцы тканей путем размещения труб в сухой лед или жидкий азот.
  13. Используйте 50 мл конические пробирки с раствором формалина исправить 3 см длиной, мелко нарезают разделы тканей для гистологического оценки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Гемодинамические и физиологические параметры:

Карта снизились сразу же после кровоизлияния (цифры 3A - 3D). Во время этапа инфляции шар животных в группе полной окклюзии опытных выше проксимальной карта, по сравнению с животными в группе частичная непроходимость (цифры 3А и 3Б). Средняя дистальной карту во время шар инфляции был выше в группе частичная непроходимос...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом протоколе мы выделили модель геморрагического шока в свиней. Было показано, что эта модель будет надежных и воспроизводимых16,,1718,19. Модели, схожий с этим применялись в ряде научных исследований, изучение последствий геморрагического шока на физиологии животных16,20. Кроме того эта модель также использовалась для тестирования ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Эта работа поддерживается нас армия медицинских исследований и техники команда под контракт № W81XWH-16-C-0102. Взгляды, мнения и выводы, содержащиеся в настоящем докладе, принадлежат авторам и не должно толковаться как официальный отдел позиции армии, политики или решения, если так назначенные другой документации.

Благодарности

Мы хотели бы признать Рэйчел Коннелл и Джессика ли за их помощь с исследования на животных. Мы хотели бы также признать армии Генеральной майор Гарольд Timboe, MD, MPH, США (в отставке), который был консультантом и наставником для этого проекта.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Йоркшир-Ландрас Свиней ВетеринарнаяМичиганского государственного университета
Анестезия: ТелазолPfizerДоза: 2-8 мг/кг; Внутримышечное
противохолинергическое: АтропинPfizerДоза: 1 мг, внутримышечное
Анестезия: изофлуранБакстераДоза: 1-5%, INH
БетадинаHumco
Спирт 70%HumcoNDC 0395-4202-28
Аппарат для анестезии Datex-AespireHealthcare7900
Эндотрахеальная трубкаDEE Ветеринарный20170518Подходящий размер для животного (6,5 или 7,0F)
ЛарингоскопMiller85-0045
StyletHudson RCI5-151--1
Jelco 20G IV катетерSmiths Medical4054
Монитор операционной (монитор жизненно важных показателей)SurgiVet AdvisorV9201Может потребоваться как минимум 2
хирургических халатаKimberly Clark90142Используйте подходящий размер для хирурга.
Стерильные хирургические перчаткиCardinal Health (Allegiance)22537-570Используйте подходящий размер для хирурга.
Прижигающий карандашMedlineESPB 2000
Всасывающая трубкаMedlineDYND50251
Наконечник для вскрытия: YankauerMedlineDYND50130
Bovie Aaron 1250 Электрокаутерное устройствоBovie Medical Co. FLBOV-A1250U
Лезвие для салпеля - размер #10Cardinal Health (Allegiance)32295-010
Скальпель РучкаMartin10-295-11
Щипцы DebakeyRobozRS-7562
WeitlanderРетракторRoboz RS-8612
Ножницы МайоRobozRS-76870SC
Армейско-военно-морской ретракторTeleflex164715
Миксер Прямоугольные щипцыTeleflex175073
5F (1,7 мм) 11 см Вводная оболочка с проводником 0,35 дюйма BostonScientific16035-05B
8F (2,7 мм) 11 см Вводная оболочка с проводником 0,35 дюйма BostonScientific16035-08B
20G Угловой вводящий вводчик ИглаСтрелкаAK-09903-S
14F (4,78 мм) 13 см Вводная оболочка с расширителем 10FCook MedicalG08024
2-0 Шелк 18'' 45 смEthiconA185H
3-0 Vicryl 36'' 90 смEthiconJ344H
3-0 Нейлон 18'' 45 смEthicon663G
4-0 Prolene 30'' 75 смEthicon8831H
20 мл шприцMetronic/Covidien8881512878
3 мл шприцMetronic/ Covidien1180300555
шприц 6 млMetronic/Covidien1180600777
1000мл 0,9% физиологического раствораBaxter2B1324X
Катетер Фолея (18F 30 куб.см)Bard0166V18S
Мочедренажный мешокBard154002
9F 10 см Ввод ТубусArrowAK-09903-S
Катетер легочной артерии Swan-Ganz (8F)Edwards Lifesciences co. CA746F8
Car�tide Flow Probe SystemTransonic, Итака, Нью-Йорк3, 4 или 6 мм зонды
SABOT катетерHayes Inc.
Баллонный катетер CODACook Medical8379144
Ultrasound, M-TurboSonoSite
Amplatz Stiff Guidewire (0,035 дюйма, 260 см)Cook MedicalG03460
Шприцы для газов артериальной кровиSmiths Medical4041-2
Анализатор газов артериальной кровиNova BiochemicalABL800
Насос MasterflexCole PalmerHV-77921-75
Мешки для сбора кровиTerumo1BBD606A
Macro IV капельный наборHospira12672-28
ПентобарбиталPfizerДоза: 100 мг/кг; Внутривенные
трубки EppendorfSorenson11590
50 куб. см конические трубкиFalcon352097
формалиномFisherbrand431121
Bair Hugger Normothermia SystemArizant Healthcare, Inc.
ферма GE

Ссылки

  1. Kauvar, D. S., Lefering, R., Wade, C. E. Impact of hemorrhage on trauma outcome: an overview of epidemiology, clinical presentations, and therapeutic considerations. The Journal of Trauma: Injury, Infection and Critical. 60, S3-S11 (2006).
  2. Kauvar, D. S., Wade, C. E. The epidemiology and modern management of traumatic hemorrhage: US and international perspectives. Critical Care. 9, S1-S9 (2005).
  3. Mattox, K. L., Allen, M. K., Feliciano, D. V. Laparotomy in the emergency department. Journal of the American College of Emergency Physicians. 8 (5), 180-183 (1979).
  4. Pust, G. D., Namias, N. Resuscitative thoracotomy. International Journal of Surgery. 33 (Pt B), 202-208 (2016).
  5. Burlew, C. C., et al. Trauma Association critical decisions in trauma: resuscitative thoracotomy. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 73 (6), 1359-1363 (2012).
  6. DuBose, J. J., et al. The AAST prospective Aortic Occlusion for Resuscitation in Trauma and Acute Care Surgery (AORTA) registry: Data on contemporary utilization and outcomes of aortic occlusion and resuscitative balloon occlusion of the aorta (REBOA). Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (3), 409-419 (2016).
  7. Biffl, W. L., Fox, C. J., Moore, E. E. The role of REBOA in the control of exsanguinating torso hemorrhage. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 78 (5), 1054-1058 (2015).
  8. Manzano Nunez, R., et al. A meta-analysis of resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) or open aortic cross-clamping by resuscitative thoracotomy in non-compressible torso hemorrhage patients. World Journal of Emergency Surgery. 12, 30(2017).
  9. Gupta, B. K., et al. The role of intra-aortic balloon occlusion in penetrating abdominal trauma. Journal of Trauma. 29 (6), 861-865 (1989).
  10. Inoue, J., et al. Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta might be dangerous in patients with severe torso trauma: A propensity score analysis. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 80 (4), discussion 378-380 559-566 (2016).
  11. Russo, R. M., et al. Extending the golden hour: Partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta in a highly lethal swine liver injury model. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 80 (3), 378-380 (2016).
  12. Russo, R. M., et al. Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta in Swine Model of Hemorrhagic Shock. Journal of the American College of Surgeons. 223 (2), 359-368 (2016).
  13. Williams, T. K., et al. Extending resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta: Endovascular variable aortic control in a lethal model of hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (2), 294-301 (2016).
  14. Hannon, J. P. Hemorrhage and hemorrhagic-shock in swine: A review. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M. , Iowa State University Press. Ames, IA. 197-245 (1992).
  15. Garry, B. P., Bivens, H. E. The Seldinger technique. Journal of Cardiothorac Anesthesia. 2 (3), 403(1988).
  16. Halaweish, I., et al. Addition of low-dose valproic acid to saline resuscitation provides neuroprotection and improves long-term outcomes in a large animal model of combined traumatic brain injury and hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 79 (6), 911-919 (2015).
  17. Alam, H. B., et al. Surviving blood loss without blood transfusion in a swine poly-trauma model. Surgery. 146 (2), 325-333 (2009).
  18. Jin, G., et al. Traumatic brain injury and hemorrhagic shock: evaluation of different resuscitation strategies in a large animal model of combined insults. Shock. 38 (1), Augusta, GA. 49-56 (2012).
  19. Nikolian, V. C., et al. Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).
  20. Langeland, H., Lyng, O., Aadahl, P., Skjaervold, N. K. The coherence of macrocirculation, microcirculation, and tissue metabolic response during nontraumatic hemorrhagic shock in swine. Physiological Reports. 5 (7), (2017).
  21. Johnson, M. A., et al. The effect of resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta, partial aortic occlusion and aggressive blood transfusion on traumatic brain injury in a swine multiple injuries model. Journal of Trauma Acute Care Surgery. 83 (1), 61-70 (2017).
  22. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
  23. Li, Y., Alam, H. B. Modulation of acetylation: creating a pro-survival and anti-inflammatory phenotype in lethal hemorrhagic and septic shock. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 523481(2011).
  24. Nikolian, V. C., et al. Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).
  25. Dekker, S. E., et al. Normal saline influences coagulation and endothelial function after traumatic brain injury and hemorrhagic shock in pigs. Surgery. 156 (3), 556-563 (2014).
  26. Causey, M. W., McVay, D. P., Miller, S., Beekley, A., Martin, M. The efficacy of Combat Gauze in extreme physiologic conditions. The Journal of Surgical Research. 177 (2), 301-305 (2012).
  27. Frankel, D. A., et al. Physiologic response to hemorrhagic shock depends on rate and means of hemorrhage. The Journal of Surgical Research. 143 (2), 276-280 (2007).
  28. Morrison, J. J., et al. The inflammatory sequelae of aortic balloon occlusion in hemorrhagic shock. The Journal of Surgical Research. 191 (2), 423-431 (2014).
  29. White, J. M., et al. A porcine model for evaluating the management of noncompressible torso hemorrhage. Journal of Trauma. 71, S131-S138 (2011).
  30. Alam, H. B., et al. Putting life on hold-for how long? Profound hypothermic cardiopulmonary bypass in a Swine model of complex vascular injuries. Journal of Trauma. 64 (4), 912-922 (2008).
  31. Bebarta, V. S., Daheshia, M., Ross, J. D. The significance of splenectomy in experimental swine models of controlled hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 75 (5), 920(2013).
  32. Georgoff, P. E., et al. Alterations in the human proteome following administration of valproic acid. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (6), 1020-1027 (2016).
  33. Dekker, S. E., et al. Different resuscitation strategies and novel pharmacologic treatment with valproic acid in traumatic brain injury. Journal of Neuroscience Research. 96 (4), 711-719 (2017).
  34. Georgoff, P. E., et al. Safety and Tolerability of Intravenous Valproic Acid in Healthy Subjects: A Phase I Dose-Escalation Trial. Clinical Pharmacokinetics. 57 (2), 209-219 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи