Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Микрофокус рентгеновских КТ (микроКТ) Изображение Эктинии эквины (Cnidaria), Harmothoe sp. (Аннелида), и Xenoturbella japonica (Xenacoelomorpha)

8.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59161

⸱

6 августа 2019 г.

 ,  ,  , 
1Mammalian Genetics Laboratory, National Institute of Genetics, 2Misaki Marine Biological Station, The University of Tokyo, 3Shimoda Marine Research Center, University of Tsukuba

В этой статье

Краткое содержание

Здесь подробно описаны протоколы для выполнения микрофокусированной рентгеновской компьютерной томографии (микроКТ) изображений трех морских беспозвоночных животных. В этом исследовании описаны такие этапы, как фиксация образцов, окрашивание, монтаж, сканирование, реконструкция изображений и анализ данных. Предложения о том, как протокол может быть скорректирован для различных образцов также представлены.

Аннотация

Традиционно биологам приходилось полагаться на разрушительные методы, такие как секционирование, чтобы исследовать внутренние структуры непрозрачных организмов. Неразрушающая микрофокусная рентгеновская компьютерная томография (microCT) стала мощным и зарождающимся протоколом в биологии, благодаря технологическим достижениям в методах окрашивания образцов и инновациях в оборудовании микрокТ, обработке компьютеров и данных аналитического программного обеспечения. Однако этот протокол обычно не используется, как и в медицинской и промышленной областях. Одной из причин такого ограниченного использования является отсутствие простого и понятного руководства, которое охватывает все необходимые этапы: сбор образцов, фиксацию, окрашивание, монтаж, сканирование и анализ данных. Другой причиной является огромное разнообразие метазоанов, особенно морских беспозвоночных. Из-за различных размеров, морфологий и физиологий морских беспозвоночных крайне важно корректировать экспериментальные условия и аппаратные конфигурации на каждом этапе, в зависимости от образца. Здесь методы микроктовой визуализации подробно описаны с помощью трех филогенетически разнообразных морских беспозвоночных: Actinia equina (Антхозоа, Книдария), Harmothoe sp. (Polychaeta, Annelida) и Xenoturbella japonica ( Ксенотурбеллида, Ксенакоэломорфа). Предложения по выполнению микрокт-изображений на различных животных также предоставляются.

Введение

Биологические исследователи, как правило, были вынуждены делать тонкие секции и выполнять наблюдения с помощью световой или электронной микроскопии для того, чтобы исследовать внутренние структуры непрозрачных организмов. Однако эти методы являются разрушительными и проблематичными при применении к редким или ценным особям. Кроме того, несколько этапов в методе, таких как встраивание и секция, отнимают много времени, и это может занять несколько дней, чтобы наблюдать образец, в зависимости от протокола. Кроме того, при обработке многочисленных секций всегда есть возможность повреждения или потери некоторых секций. Техника очистки тканей доступнадля некоторых образцов 1,2,3,4,5, но еще не применимы для многих видов животных.

Чтобы преодолеть эти проблемы, некоторые биологи начали использовать микрофокус рентгеновскойкомпьютерной томографии (микроКТ) изображений 6,7,8,9,10,11, 12,13,14,15. В рентгеновской КТ, образец облучается рентгеновскими лучами с различных углов, которые генерируются из рентгеновского источника, движущегося вокруг образца, и передаваемые рентгеновские лучи контролируются детектором, который также движется вокруг образца. Полученные данные о передаче рентгеновских лучей анализируются для восстановления поперечных изображений образца. Этот метод позволяет наблюдать внутренние структуры без разрушения образца. Из-за своей безопасности и легкости, он широко используется в медицинских и стоматологических приложений, и КТ системы могут быть найдены в больницах и стоматологических центрах по всему миру. Кроме того, промышленный рентгеновский КТ часто используется для наблюдения за немедицинскими образцами для осмотра и метрологии в промышленной сфере. В отличие от медицинской КТ, при которой рентгеновский источник и детекторы подвижны, две части фиксируются в промышленной КТ, при этом образец вращается во время сканирования. Промышленный КТ обычно производит изображения с более высоким разрешением, чем медицинский КТ, и называется микроКТ (разрешение уровня микрометра) или nanoCT (разрешение уровня нанометра). В последнее время исследования с использованием микроCT быстро увеличилось в различных областях биологии14,15,16,17,18,19, 20 , 21 год , 22 Г. , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 год , 31 год , 32 год , 33 , 34.

Биологические исследования с использованием КТ первоначально целевых внутренних структур, которые в основном состоят из твердых тканей, таких как кости. Достижения в области методов окрашивания с использованием различных химических агентов позволили визуализировать мягкие ткани в различных организмах6,7,8,9,14,15 , 16 Год , 17 Лет , 18 лет , 19 лет , 20 , 21 год , 22 Г. , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 год , 31 год , 32 год , 33 , 34. Из этих реагентов контрастные агенты на основе йода относительно безопасны, недороги и могут быть использованы для визуализации мягких тканей в различных организмах7,14. Что касается морских беспозвоночных, микрокт широко используется на таких животных, как моллюски6,25,32,33, annelids18,19, 20 , 28, и тортоподы21,23,29,31. Тем не менее, было несколько сообщений о других животных phyla, таких как bryozoans6, xenacoelomorphs26, и книдарий24,30. В целом, было меньше исследований с использованием микроКТ на морских беспозвоночных, чем на позвоночных. Одной из основных причин такого ограниченного использования морских беспозвоночных является огромное разнообразие, наблюдаемое у этих животных. Из-за своих разнообразных размеров, морфологии и физиологии, каждый вид по-разному реагирует на различные экспериментальные процедуры. Поэтому при подготовке к образу отбора крайне важно выбрать наиболее подходящую фиксацию и окрашивающий реагент, а также установить условия на каждом шагу, скорректированные для каждого вида. Аналогичным образом, необходимо также установить конфигурации сканирования, такие как метод монтажа, напряжение, текущая, механическая скорость увеличения и мощность разрешения пространства, соответствующая для каждого образца. Для решения этой проблемы необходимо простое и понятное руководство, которое охватывает все необходимые шаги, объясняет, как каждый шаг может быть скорректирован в зависимости от образца, и показывает подробные примеры из нескольких образцов.

В настоящем исследовании мы описываем протокол микрокт-изображения шаг за шагом, от фиксации образцов до анализа данных с использованием трех видов морских беспозвоночных. Образцы морского анемона Actinia equina (Антхозоа, Книдария) были собраны вблизи морской биологической станции Мисаки, Токийский университет. У них было сферическое, мягкое тело диаметром около 2 см(рисунок 1A-C). Вблизи морской биологической станции Мисаки были также собраны образцы Harmothoe sp. (Polychaeta, Annelida). Они были стройные черви, которые были около 1,5 см в длину, с жесткими chaetae настоящее время вдоль всего тела (Рисунок 1D). Образец Xenoturbella japonica35 (Xenoturbellida, Xenacoelomorpha) был собран вблизи морского исследовательского центра Симода, Университет Цукуба, во время 13-го совместного обследования прибрежных организмов JAMBIO. Это был мягкотелый червь длиной около 0,8 см(рисунок 1E). Подробно разъясняются корректировки условий и конфигураций каждого образца. Наше исследование содержит несколько предложений о том, как выполнять микрокт изображения морских беспозвоночных, и мы надеемся, что это вдохновит биологов использовать этот протокол для своих исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Фиксация

  1. Для Эквинии Actinia,расслабьте животных в 10% морской воды MgCl2 в течение примерно 15 минут при комнатной температуре. Перенесите на 70% этанол и храните при комнатной температуре.
  2. Для Harmothoe sp., анестезирует животных, поместив их в ледяную морскую воду в течение примерно 15 мин. Передача до 10% (v/v) формалина раствора с морской водой и хранить при комнатной температуре.
  3. Для Xenoturbella japonica,расслабьте животное, используя 7% MgCl2 в пресной воде. Исправить в 4% параформальдегида (PFA) в фильтрообразуемых морской воды на ночь. Поместите в 70% этанола и хранить при 4 градусах Цельсия.
    ВНИМАНИЕ: PFA является опасным и должны быть обработаны с осторожностью.

2. Окрашивание

  1. Перенесите образцы на 50% этанола и храните при комнатной температуре 15 ч. Замените 50% этанола на 25% этанола и храните при комнатной температуре 2 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это не обязательно для Harmothoe sp. образца в 10% (v/v) формуляциновый раствор с морской водой.
  2. Замените раствор дистиллированной водой (DW) и храните образцы в DW при комнатной температуре в течение 2 ч. Повторите этот шаг три раза.
  3. Приготовьте 25% раствор Lugol, разбавив бульонный раствор (ниже) до 25% с Помощью DW. Фондовый раствор (100% Люгольский раствор) содержит 10 г KI и 5 г I2,с поправкой на 100 мл с DW.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раствор Lugol является светочувствительным, поэтому храните и обрабатываем решение, защищенное от света. Соблюдайте правила каждой страны и учреждения по обращению с йодом и утилизации отходов.
  4. Декант DW из образцов и влить в 25% Раствор Луголя. Пятно на 24 ч при комнатной температуре.

3. Сценический монтаж

  1. Подготовка 0,5% агарозы путем растворения 500 мг агарозы в 100 мл DW в 250 мл конической колбы в микроволновой печи (800 Вт, около 1-3 мин). Охладите до 30-40 градусов по Цельсию, сохраняя при комнатной температуре.
    ВНИМАНИЕ: Не перегревайте и не запечатывайте колбу при нагревании, чтобы агароза не закипела.
  2. Монтируй большие образцы, такие как A. equina, используя трубку 50 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте 50 мл труб для монтажа больших образцов, которые не вписываются в 1000 микропайпет "синий" наконечник.
    1. Поместите окрашенные образца в 60-мм блюдо с DW, чтобы смыть чрезмерное окрашивающее раствор с поверхности.
    2. Аккуратно залить 5 мл 0,5% агарозы в трубку 50 мл и затвердеть агарозу на льду. Будьте осторожны, чтобы не сделать пузыри в агарозе.
    3. Аккуратно добавьте 20 мл 0,5% агарозы в трубку 50 мл и поместите на лед, пока агароза не начнет затвердевать. Поместите образец в пределах 0,5% агарозы с помощью щипков. Будьте осторожны, чтобы не сделать пузыри в агарозе.
    4. Отрегулируйте положение и ориентацию образца с помощью щипков и затвердейте агарозу на льду.
    5. Поместите глину на сцену установки microCT и установите трубку 50 мл на глину(рисунок 2А).
  3. Смонтировать небольшие образцы, такие как Harmothoe sp. и X. japonica, используя микропипет (синий) наконечник микропайпета в 1000 л.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для небольших образцов можно использовать 200 микропайпетов «желтый» наконечник. В этом случае используйте 30 кл.л агарозы для штепсельной вилки и добавьте 200 л агарозы или дистиллированной воды.
    1. Нарисуйте 100 л 0,5% агарозы в 1000 мл микропайпета 'голубой' наконечник и затвердеть агарозы, удерживая наконечник над льдом, делая вилку в кончике (Рисунок 2B-a).
    2. Декант окрашенных образца в 60-мм блюдо без использования щипки.
    3. Аккуратно перенесите образец с помощью кольца пинцетом в другую 60-мм тарелку с DW, чтобы смыть с поверхности чрезмерное окрашивающее раствор.
    4. Добавьте 1000 л агарозы или DW в подключенный наконечник (шаг 3.3.1) с помощью микропипети.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Использование 0,5% агарозы рекомендуется, но использовать DW для хрупких или драгоценных образцов, в которых агарозы следует избегать.
    5. Аккуратно перенесите образец из 60-мм блюда в агарозу или DW в подключенном наконечнике с помощью ринг-пинцета.
    6. Аккуратно отрегулируйте положение и ориентацию образца с помощью петилатной иглы или точного пинцета. Будьте осторожны, чтобы не сделать пузыри в монтажной среде. Убедитесь, что образец стабилен между стенами наконечника, когда DW используется в качестве монтажа среды(рисунок 2D-b). Поместите кончик на лед, чтобы затвердеть агарозу, если он используется в качестве монтажа среды.
    7. Отрежьте наконечник от нового микропипетика 1000 л 'голубой' наконечник(Рисунок 2B-B,c)и вставьте кончик подключенного наконечника в новый наконечник.
    8. Поместите глину на стадии установки microCT и установить советы с образцом внутри на глине(Рисунок 2C,D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Окрашивая раствор начнет смывать образец, как только он помещается в DW, так что приступайте к следующему шагу сканирования быстро.

4. Сканирование микроКТ

  1. Включите рентгеновский луч при 80 кВ, 100 КВ.
  2. При наблюдении изображения рентгеновской передачи в центре экрана(рисунок 3A), переместить сцену так, что весь образец можно увидеть, нажав на x и оси кнопки (Рисунок 3A), и вручную регулировка ручки оси Y на монтажной стадии(рисунок 3B). Установите контраст изображения так, чтобы внутренние структуры можно было наблюдать, регулируя условия контраста(Рисунок 3A: Контрастизображения).
  3. Отрегулируйте ориентацию образца, изменив угол трубки/наконечника в глине(рисунок 2A). Поверните этап 90 ", установив ось вращения (Рисунок 3A) до 90 и нажав на кнопку относительного движения (рисунок3A). Выполните один и тот же маневр четыре раза, чтобы завершить полное вращение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вручную выключать рентгеновский луч каждый раз, когда дверь образца открыта, если система не выключит его автоматически.
  4. Переместите сцену так, чтобы образец находился в центре представления, нажав на кнопку оси (рисунок 3А) и вручную регулировав ручку оси Y на монтажной стадии (рисунок3B). Поверните сцену на 90 градусов и сделайте то же самое. Поверните сцену на 360 градусов и проверьте, находится ли образец в центре обзора со всех сторон.
  5. Переместите сцену вдоль x-оси к источнику рентгеновского луча, нажав на кнопку X оси (Рисунок3A), чтобы увеличить образец и настроить по мере необходимости, чтобы он просто вписывается в вид (Рисунок 3C).
  6. Поверните этап 360 и отрегулируйте по мере необходимости так, чтобы образец соответствовал виду со всех сторон.
  7. Отрегулируйте условия сканирования, как показано в таблице1.
  8. Начало сканирования; это занимает около 10 минут.

5. Реконструкция изображения

  1. Запустите вспомогательное программное обеспечение системы microCT (см. таблицуматериалов) и откройте отсканированные данные.
  2. Отрегулируйте различия в оси вращения образца во время сканирования, нажав на кнопку автоматического расчета значения сдвига(рисунок 4A:зеленый ящик).
  3. Отрегулируйте ориентацию изображения, вращая оранжевые стрелки(рисунок 4B). Если ориентация была изменена, повторите шаг 5.2.
  4. Нажмите на вкладку области(рисунок 4C: пурпурный ящик) и отделки областях, где образцы не присутствуют (Рисунок 4C: желтый ящик).
  5. Нажмите на вкладку перенастройки(Рисунок 4D:пурпурная коробка) и установите фильтры следующим образом, чтобы удалить шум. Артефакт кольца уменьшает фильтр: Медианный фильтр -3; Фильтр устранения шума: Средний фильтр-1.
  6. Выполните перенастройку, нажав на кнопку реконфигурации(рисунок 4D: зеленый ящик).
  7. Отрегулируйте яркость и контрастность изображения, установив черно-белые значения как черное значение 0, белое значение 250(рисунок 4D:синяя коробка).
  8. Сохраните реконструированный набор данных изображений TIFF в виде 8-битного TIFF, нажав на кнопку сохранения. Переименуйте файлы TIFF следующим образом: Дата »образец»разрешение (мкм)-число.tiff.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оригинальные наборы данных microCT из этого исследования доступны в репозитории Figshare, doi:10.6084/m9.figshare.767083736.

6. Анализ данных

  1. Запустите программное обеспечение для анализа данных (см. таблицуматериалов) и позволите импортировать файлы TIFF, нажав на значок базы данных (рисунок5A: пурпурная коробка) и выключив коробку, показанную на рисунке 5B.
  2. Нажмите на значок импорта (рисунок5C:пурпурная коробка), выберите набор данных, сохраненный в разделе 5, и нажмите открытым.
  3. Нажмите на кнопку ссылки на копию (Рисунок5D) для импорта данных.
  4. Отобразите 2D-сечение, нажав на значок 2D-зрителя (рисунок5C: синяя коробка).
  5. Откалибровать набор данных, нажав на вкладку 3D-зрителя (рисунок 5E: пурпурная коробка) и введя значение разрешения при сканировании (которое было 0.018 в этом исследовании -Рисунок 5F).
  6. Нажмите на значок яркости/контрастности (рисунок5E зеленый ящик). Отрегулируйте яркость и контрастность, переместив курсор внутри отображаемого 2D-изображения и изменив уровень окна и ширину окна(рисунок 5G).
  7. Проверьте другие изображения поперечного сечения, перемещая прокрутку(рисунок 5G: коробка).
  8. Измените ориентацию поперечного сечения, нажав на значок ориентации(рисунок 5E: синий ящик) и проверьте изображения на всех направлениях (рисунок5H).
  9. Нажмите на отображаемые изображения и выберите вкладку экспорта для хранения изображений поперечного сечения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мы провели микрокт-изображение на A. equina (Антхозоа, Книдария), Harmothoe sp. (Polychaeta, Annelida) и X. japonica (Xenoturbellida, Xenacoelomorpha) после окрашивания образцов с 25% раствором Lugol. Окрашивание успешно усилило контраст внутренних структур во всех образцах, что позволило наблюдать за внутренними мягкими тканями(рисунок6). Вместе спрошлыми отчетами 6,7,16,...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Фиксatives использованием формалина, таких как 10% (v/v) формалин решение в морской воде, используемой в этом исследовании, как известно, сохранить морфологию различных морских беспозвоночных и часто используются для микроct-изображений18,24,25 ,26,28,30,33. Однако в последние годы в некото...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы хотели бы поблагодарить Тосихико Шириси за помощь и за предоставление исследовательской среды в ходе этого исследования. Мы благодарны Кенсукэ Янаги и Такато Идзуми за советы по A. equina, и Масаацу Танака за советом по Harmothoe sp. образца. Мы хотели бы поблагодарить сотрудников Морского исследовательского центра Симода, Университета Цукуба и морской биологической станции Мисаки, Токийского университета, за помощь в сборе проб. Мы хотели бы поблагодарить Editage (www.editage.jp) за редактирование английского языка. Эта работа была поддержана Грантом JSPS для молодых ученых (A) (JP26711022) для HN и JAMBIO, Японской ассоциацией морской биологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Колба Эрленмейера 250 млCorningCLS430183
5 мл Пробирка для отбора проб ST-500BIO-BIK103010
50 мл Полипропиленовая пробиркаGreiner Bio One International227261
60 мм Необработанная тарелкаIWAKI1010-060
AgarosePromega V3125
Экологический наконечник (синий) 1000 &микро; lBMBioBIO1000RF
ЭтанолWako Pure Chemical Industries057-00451
ФормалинWako Pure Chemical Industries061-00416
ЙодWako Pure Chemical Industries094-05421
Гексагидрат хлорида магнияWako Pure Chemical Industries135-00165
OsiriX DICOM ViewerPixmeo SARLOsiriX MD v10.0https://www.osirix-viewer.com
ПараформальдегидWako Pure Chemical Industries163-25983
Черешковая иглаAS ONE2-013-01
Микропипетка Pipetman P200GILSONF123601
Pipetman P1000 МикропипеткаGILSONF123602
Йодид калияWako Pure Chemical Industries166-03971
Пинцет прецизионный 5DUMONT0302-5-PS
QuickRack MultI подходящий наконечник (желтый) 200 мклSorenson10660
Бритвенные лезвияFeatherFA-10
Кольцевой пинцетNAPOXA-26
Стереоскопический микроскопLeicaMZ95
Рентгеновская микрокомпьютерная томографияComscantechnoScanXmate-E090S105

Ссылки

  1. Susaki, E. A., Tainaka, K., Perrin, D., Yukinaga, H., Kuno, A., Ueda, H. R. Advanced CUBIC protocols for whole-brain and whole-body clearing and imaging. Nature Protocols. 10, 1709-1727 (2015).
  2. Susaki, E. A., Ueda, H. R. Whole-body and whole-organ clearing and imaging techniques with single-cell resolution: toward organism-level systems biology in mammals. Cell Chemical Biology. 23, 137-157 (2016).
  3. Silvestri, L., Costantini, I., Sacconi, L., Pavone, F. S. Clearing of fixed tissue: a review from a microscopist's perspective. Journal of Biomedical Optics. 21, 081205(2016).
  4. Greenbaum, A., et al. Bone CLARITY: clearing, imaging, and computational analysis of osteoprogenitors within intact bone marrow. Science Translational Medicine. 9, (2017).
  5. Konno, A., Okazaki, S. Aqueous-based tissue clearing in crustaceans. Zoological Letters. 4, 13(2018).
  6. Metscher, B. D. MicroCT for comparative morphology: simple staining methods allow high-contrast 3D imaging of diverse non-mineralized animal tissues. BMC Physiology. 9, 11(2009).
  7. Metscher, B. D. MicroCT for developmental biology: a versatile tool for high-contrast 3D imaging at histological resolutions. Developmental Dynamics. 238 (3), 632-640 (2009).
  8. Degenhardt, K., Wright, A. C., Horng, D., Padmanabhan, A., Epstein, J. A. Rapid 3D phenotyping of cardiovascular development in mouse embryos by micro-CT with iodine staining. Circulation Cardiovascular Imaging. 3 (3), 314-322 (2010).
  9. Metscher, B. D. X-ray microtomographic imaging of intact vertebrate embryos. Cold Spring Harbor Protocols. 12, 1462-1471 (2011).
  10. Boistel, R., Swoger, J., Kržič, U., Fernandez, V., Gillet, B., Reynaud, E. G. The future of three-dimensional microscopic imaging in marine biology. Marine Ecology. 32, 438-452 (2011).
  11. Mizutani, R., Suzuki, Y. X-ray microtomography in biology. Micron. 43, 104-115 (2012).
  12. Merkle, A. P., Gelb, J. The ascent of 3D X-ray microscopy in the laboratory. Microscopy Today. 21, 10-15 (2013).
  13. Ziegler, A., Menze, B. H. Accelerated acquisition, visualization, and analysis of zooanatomical data. Computation for humanity. Information technology to advance society. Zander, J., Mosterman, P. J. , CRC Press. Boca Raton, USA. 233-260 (2013).
  14. Gignac, P. M., et al. Diffusible iodine-based contrast-enhanced computed tomography (diceCT): an emerging tool for rapid, high-resolution, 3-D imaging of metazoan soft tissues. Journal of Anatomy. 228 (6), 889-909 (2016).
  15. du Plessis, A., Broeckhoven, C., Guelpa, A., le Roux, S. G. Laboratory x-ray micro-computed tomography: a user guideline for biological samples. GigaScience. 6 (6), 1-11 (2017).
  16. Faulwetter, S., Vasileiadou, A., Kouratoras, M., Dailianis, T., Arvanitidis, C. Micro-computed tomography: Introducing new dimensions in taxonomy. ZooKeys. 263, 1-45 (2013).
  17. Staedler, Y. M., Masson, D., Schonenberger, J. Plant tissues in 3D via X-ray tomography: simple contrasting methods allow high resolution imaging. PLoS One. 8 (9), 75295(2013).
  18. Fernández, R., Kvist, S., Lenihan, J., Giribet, G., Ziegler, A. Sine Systemate Chaos? A Versatile Tool for Earthworm Taxonomy: Non-Destructive Imaging of Freshly Fixed and Museum Specimens Using Micro-Computed Tomography. PLoS One. 9 (5), 96617(2014).
  19. Paterson, G. L. J., et al. The pros and cons of using micro-computed tomography in gross and microanatomical assessments of polychaetous annelids. Memoirs of Museum Victoria. 71, 237-246 (2014).
  20. Faulwetter, S., Dailianis, T., Vasileiadou, K., Kouratoras, M., Arvanitidis, C. Can micro-CT become an essential tool for the 21st century taxonomist? An evaluation using marine polychaetes. Microscopy and Analysis. 28, 9-11 (2014).
  21. Sombke, A., Lipke, E., Michalik, P., Uhl, G., Harzsch, S. Potential and limitations of X-ray micro-computed tomography in arthropod neuroanatomy: a methodological and comparative survey. Journal of Comparative Neurology. 523, 1281-1295 (2015).
  22. Landschoff, J., Plessis, A., Griffiths, C. L. A dataset describing brooding in three species of South African brittle stars, comprising seven high-resolution, micro X-ray computed tomography scans. GigaScience. 4 (1), 52(2015).
  23. Keiler, J., Richter, S., Wirkner, C. S. The anatomy of the king crab Hapalogaster mertensii Brandt, 1850 (Anomura: Paguroidea: Hapalogastridae) - new insights into the evolutionary transformation of hermit crabs into king crabs. Contributions to Zoology. 84 (2), 149-165 (2015).
  24. Holst, S., Michalik, P., Noske, M., Krieger, J., Sötje, I. Potential of X-ray micro-computed tomography for soft-bodied and gelatinous cnidarians with emphasis on scyphozoan and cubozoan statoliths. Journal of Plankton Research. 38, 1225-1242 (2016).
  25. Moles, J., Wägele, H., Ballesteros, M., Pujals, Á, Uhl, G., Avila, C. The End of the Cold Loneliness: 3D Comparison between Doto antarctica and a New Sympatric Species of Doto (Heterobranchia: Nudibranchia). PLoS One. 11 (7), 0157941(2016).
  26. Nakano, H., et al. A new species of Xenoturbella from the western Pacific Ocean and the evolution of Xenoturbella. BMC Evolutionary Biology. 17, 245(2017).
  27. Tsuda, K., et al. KNOTTED1 Cofactors, BLH12 and BLH14, Regulate Internode Patterning and Vein Anastomosis in Maize. Plant Cell. 29 (5), 1105-1118 (2017).
  28. Parapar, J., Candás, M., Cunha-Veira, X., Moreira, J. Exploring annelid anatomy using micro-computed tomography: A taxonomic approach. Zoologischer Anzeiger. 270, 19-42 (2017).
  29. Akkari, N., Ganske, A. S., Komerički, A., Metscher, B. New avatars for Myriapods: Complete 3D morphology of type specimens transcends conventional species description (Myriapoda, Chilopoda). PLoS One. 13 (7), 0200158(2018).
  30. Gusmao, L. C., Grajales, A., Rodriguez, E. Sea anemones through X-rays: visualization of two species of Diadumene (Cnidaria, Actiniaria) using micro-CT. American Museum Novitates. 3907, (2018).
  31. Landschoff, J., Komai, T., du Plessis, A., Gouws, G., Griffiths, C. L. MicroCT imaging applied to description of a new species of Pagurus Fabricius, 1775 (Crustacea: Decapoda: Anomura: Paguridae), with selection of three-dimensional type data. PLoS One. 13 (9), 0203107(2018).
  32. Machado, F. M., Passos, F. D., Giribet, G. The use of micro-computed tomography as a minimally invasive tool for anatomical study of bivalves (Mollusca: Bivalvia). Zoological Journal of the Linnean Society. , (2018).
  33. Sasaki, T., et al. 3D visualization of calcified and non-calcified molluscan tissues using computed tomography. Biomineralization. Endo, K., Kogure, T., Nagasawa, H. , Springer. Singapore. 83-93 (2018).
  34. Maeno, A., Tsuda, K. Micro-computed Tomography to Visualize Vascular Networks in Maize Stems. Bio-protocol. 8 (1), 2682(2018).
  35. Nakano, H., et al. Correction to: A new species of Xenoturbella from the western Pacific Ocean and the evolution of Xenoturbella. BMC Evolutionary Biology. 18, 83(2018).
  36. Maeno, A., Kohtsuka, H., Takatani, K., Nakano, H. MicroCT files from 'Microfocus X-ray computed tomography (microCT) imaging of Actinia equina (Cnidaria), Harmothoe sp. (Annelida), and Xenoturbella japonica (Xenacoelomorpha)'. figshare. , (2019).
  37. Vickerton, P., Jarvis, J., Jeffery, N. Concentration-dependent specimen shrinkage in iodine-enhanced microCT. Journal of Anatomy. 223 (2), 185-193 (2013).
  38. Buytaert, J., Goyens, J., De Greef, D., Aerts, P., Dirckx, J. Volume shrinkage of bone, brain and muscle tissue in sample preparation for micro-CT and light sheet fluorescence microscopy (LSFM). Microscopy and Microanalysis. 20 (4), 1208-1217 (2014).
  39. Sasov, A., Liu, X., Salmon, P. L. Compensation of mechanical inaccuracies in micro-CT and nano-CT. Proceedings of SPIE. 7078, 70781(2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

3D
Микрофокус рентгеновских КТ (микроКТ) Изображение Эктинии эквины (Cnidaria), Harmothoe sp. (Аннелида), и Xenoturbella japonica (Xenacoelomorpha)
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.