Методическая статья

Плечевая артерия катетеризации в свиней

11.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59365

⸱

30 марта 2019 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Neuroscience and Mental Health Institute, University of Alberta, 3Sensory Motor Adaptive Rehabilitation Technology (SMART) Network, University of Alberta, 4Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Alberta, 5Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of Alberta, 6Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Alberta

В этой статье

Краткое содержание

Видео подробно описывает катетеризация дистальной части плечевой артерии в свиней. Эта процедура точно измеряет артериальное давление и является простой и быстрый метод для сбора образцов для измерения газов артериальной крови.

Аннотация

Видео подробно описывает катетеризация дистальной части плечевой артерии в свиней. Эта техника позволяет исследователям для измерения артериального давления непрерывно и сбора образцов артериальной крови для оценки измерения газов артериальной крови. Артериальное давление крови и газы артериальной крови являются важные физиологические параметры для мониторинга в ходе экспериментальных процедур. В свиней были описаны четыре общих методов артериальной катетеризации, включая катетеризацию сонной, бедренной, ушной раковины и медиальной подкожной артерий. Каждый из этих методов имеют такие преимущества, как простота доступа для ушная артерия и недостатки, которые включают рассечение глубоких тканей для катетеризации сонной артерии. Описан альтернативный метод артериальной катетеризации в свиней, катетеризация дистальной аспект плечевой артерии, является быстрая процедура, которая требует рассечение относительно минимальной тканей и предоставляет информацию, которая соответствует данных собранных с других сайтов артериальной катетеризации. Процедура использует медиальный подход вдоль наклонной плоскости нижней предплечья, расположенное между локтевого отростка и сгибателей аспект локтевого сустава, и этот подход позволяет исследователям основным преимуществом беспрепятственной свободы для процедур, которые включают caudoventral, caudodorsal обратно или задних конечностей свиней. Благодаря расположению верхних передних конечностей вводили судна и потенциальные проблемы эффективного гомеостаза, после удаления катетера из артерии этот метод может быть ограничено для не оздоровительных процедур.

Введение

Хирургическое вмешательство используется в экспериментальных исследованиях для разработки Животные модели, которые улучшают развитие науки. Научной литературе заполняется с примерами романа хирургические животных моделей1,2,3. Хирургические процедуры являются сложным процессом с участием не только манипуляции анатомические структуры, но и сложные физиологические взаимодействия с различными препаратами, необходимых для анестезии и обезболивании. Это взаимодействие может вызвать серьезные изменения в физиологических процессах внутри животного и как таковая требует бдительности контроля животных4. Клинически успешного хирургического результаты были связаны с измерениями газов артериальной крови и артериальное давление5. Эти клинические параметры требуется возможность измерить артериальное давление и собирать артериальной крови эффективно, в свою очередь требует успешного катетеризация артерий6,7.

Артериальная катетеризация собирать артериальной крови и измерить давление был использован в различных видов животных5,6,,78,9,10, 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 20 , 21 и в животных в разных возрастов развития19,,2021 и была направлена на обоих восстановления процедуры (клинические и диагностические)4,5, 6,7,8 и не восстановления (экспериментальная) процедуры14,15,16,17,18. Кроме того, легкость артериальной доступа и расположения артерии в контексте хирургической процедуры являются также важными соображениями при выборе артерии для измерения артериальной крови. Например средний хвостового артерии у собак и лицевой артерии в лошадей, а также водные артерии у собак и лошадей, служит для диагностики измерения и мониторинга во время восстановления процедуры6,7, 8. напротив, сонной и бедренной артерии часто вводили в свиней для либо возмещения или долгосрочный катетер имплантации экспериментов14,15,18.

Свиней артериальной катетеризация для измерения либо артериального давления или собирать артериальной крови постоянно пользовалась в сонной артерии, бедренной, медиальной подкожной или ушная артерий22,23. Для специализированных нестандартные процедуры другие более необычные артерий были использованы, включая подключичные и подвздошных артерий, чтобы измерить анатомические извилистость плечевой артерии17 и изображения аорты16, соответственно. Независимо от того, что артерии выбирается для катетеризации, каждый артерия имеет достоинства и недостатки его использования. К примеру ушная артерия анатомически легко получить доступ, но его использование может быть ограничено его непосредственной близости к маргинальным уха вен11,12. В сравнении сонной артерии является относительно большой и надежный24, но он лежит глубоко внутри югулярной борозды и требует основной ткани рассечение25. Таким образом определение другой артерия, которая может быть вводили для измерения артериального давления и собирать артериальной крови является оправданным. Это видео и рукопись подробно описать катетеризация дистальной части плечевой артерии в свиней, технику, которая может применяться к не оздоровительных процедур. Примечательно катетеризация плечевой артерии свиньи был использован для измерения артериального давления крови и параметры газов артериальной крови во время хирургии поясничного отдела позвоночника с измерениями задних конечностей (данные из этой части операции не представлены).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры на подопытных животных, описанные в видео и рукописи были утверждены институциональный уход животных и использование комитета университета Альберты

1. Хирургическое анестезии и хирургических подготовка свиней.

  1. Premedicate коммерческих свиней породы Ландрас-Йоркшир 50 кг внутримышечно с обезболивающий препарат коктейль, содержащий кетамина гидрохлорид (22 мг/кг), Ксилазина гидрохлорид (2,2 мг/кг) и гликопирролат гидрохлорид (10 мкг/кг).
  2. Настройте все оборудование с мониторинга клинических параметров в конце таблицы рядом голову свиньи. Убедитесь, что оборудование не будет ограничивать доступ к свиньи. Производить измерения точные артериального давления, поместив датчик давления в горизонтальной плоскости, уровня с сердцем.
  3. Анестезировать свиней с газом вдыхаемого изофлюрановая (4-5% изофлюрановая на 500-1000 мл/мин O2) с помощью подходящего размера маски. Визуализировать голосовых связок с ветеринарной ларингоскопа (17-25 см длинные прямые лезвия) и применять актуальные 10% лидокаина стерилизацию в голосовых связках ограничить риск ларингоспазм и сократимость препятствие.
  4. Интубировать свиней, вставив манжетами эндотрахеальной трубки (9,0 мм внутренний диаметр (ID)) через голосовые связки и поддержания анестезии с изофлюрановая газа (0,5-3,0% изофлюрановая на 1000-2000 мл/мин O2). Проветрите свиней на механический Вентилятор (18-22 вдохов/мин) и обеспечить все истек анестезирующий газ продуваемых и вентилируемые вне хирургического люкс. Оцените уровень анестезии челюсть тон и педали и глазной рефлекторные реакции.
    Примечание: Администрирование внутривенного лактат Рингера раствор (LRS, 10-50 мл/кг/ч; см. шаг 1.6) усилить гемодинамический функцией и уменьшить изофлюрановая газ анестезии индуцированной депрессии сердечно-сосудистой системы производства в свином26.
  5. Закрепите пульсоксиметр на поверхности слизистой оболочки языка с медицинской лентой, чтобы монитор сердечного ритма и насыщение кислородом периферической крови (SpO2). Вставка температуры зонда примерно 2-4 см в полость носа для мониторинга температуры тела. Место свиней на таблицу с подогревом для поддержания нормальной температуры тела (38-40 ° C) во время хирургической процедуры.
  6. Обеспечить хирургические бесплодия с подготовка надлежащего тканей.
    1. Очистки внешней поверхности уха подготовить для катетеризации вен с 10% повидон йод раствор хирургических скраб и позволить решение воздух сухой.
    2. С 20 Г, 1 дюйм внутривенного катетера, catheterize Вену маргинальных уха для доставки либо внутривенные (LRS; 10-50 мл/кг/ч) или добавление других анестетиков.
    3. Повышение свинья анестезия и анальгезия при необходимости для инвазивных процедур с непрерывного внутривенного введения ремифентанила инфузии гидрохлорид (0,05-0,14 мкг/кг/мин).
  7. Свиньи в боковое положение лежа и аккуратно расширить передней ноги примерно 10-12 см от плеча. Клип волосы на поверхности кожи медиальной аспекта предплечья (верхняя передняя конечность). Достопримечательность дистальной части плечевой артерии пульс при пальпации.
    Примечание: Landmarked расположения артерии лежит вдоль наклонной плоскости с предплечья около 9 см от локтевого отростка и 5 см от сгибателей аспект локтевого сустава. Плечевая артерия проксимально путешествия к хвостовой третий траверсировать плечевой костью лопаточной кости.
  8. Аналогичным образом шаг 1.6, чтобы хирургические бесплодия с подготовка надлежащего тканей. Чистой поверхности кожи с 10% повидон йод хирургические раствор и дайте высохнуть решение воздуха. Драпировка на сайте катетеризация плечевой артерии с четырех небольших одноразовых хирургических драпировкой.

2. ткань вскрытие и катетеризации Плечевая артерия

  1. Сделайте разрез кожи 6 см с лезвием скальпеля для предоставления основной ткани. Тупо вскрыть Metzenbaum ножницами вдоль медиальной поверхности biceps brachii, углубление рассечение, до тех пор, пока пульсирующая артерия выявленные.
  2. Использовать ватные тампоны нежно прочь дразнить адвентиции от плечевой артерии, срединный нерв и плечевая вен; структуры, которые находятся в непосредственной близости и в рамках той же фасциальных плоскости. Нежный рассечение требуется, важно обеспечение минимальной травмы во время процедуры для срединного нерва. Плечевая артерия лежит приблизительно на 2,0-2,5 см под кожу и медиальнее coracobrachialis и латеральнее tensor fasciae antibrachii и перекрывает небольшой сегмент медиальной глава трехглавых мышц27,28.
    Примечание: Место втягивающее устройство держать Кожный разрез открытым, позволяя более легкий доступ к плечевой артерии. Место второй втягивающее устройство (необязательно) для оказания дальнейшей помощи в экспозиции судна.
  3. Мочим всех тканей с теплого физраствора (37 ° C) для всей рассечение сохранить лучше структурной целостности и улучшенная обработка во время процедуры ткани.
  4. Создание туннеля под артерии с затупленными щипцами, а затем пройти три 2-0 полиглактин швов под артерии. Умышленно оставьте концы этого шва относительно долго (3-4 см) для обеспечения катетер к артерии. Добавьте «свободные шовные галстук» позволяет быстро катетер, крепления для первых двух швы, которые отделены 1.0 см друг от друга и около 1,5-2,0 см проксимальнее третьего дистальной части шва. Перевязать наиболее дистальных шовный материал сначала, чтобы загородить артерии.
  5. Вставьте 22 G, 1 дюйм периферического венозного катетера в артерию и затем заранее катетера (полностью катетер хаб) от стилет в сосуд. Частично вывести стилет из катетера для визуализации артериальной крови, обеспечение надлежащего судно размещения катетера. Затем прочно закрепите катетера в сосуд, связывая среднего шва. Удаление стилет и быстро крышка катетер для сведения к минимуму кровотечения.
  6. Промойте разрез и катетер с теплого физраствора (37 ° C). Галстук наиболее проксимальной шовный материал и главное безопасность дистальной шовный материал плотно вокруг катетера концентратор как это улучшает стабильность катетера и уменьшает случайные проскальзывания катетера из артерии (то есть, во время свиньи репозиционирования).
    Примечание: Если не первичного размещения катетера в артерию, или ранения судно, вставьте катетер артерии в положении примерно 0,25 см проксимальнее первоначального ввода катетера.
  7. Быстро прикрепить внутривенного выносной линии LRS заполнены с преобразователя артериального давления катетер, а затем промывание хирургической сайта с теплого физраствора (37 ° C), сохраняя ткани влажных и очистить любые кровь, пролитая в окружающие ткани . Промойте катетер с солевой раствор для обеспечения проходимости катетера и предотвращения образования сгустков крови от формирования вдоль стены катетера.
    Примечание: Проверьте для преобразователя артериального давления линии сбоев (например, утечки), установить базовые преобразователи, обнуление измерений монитор артериального давления и обеспечения надлежащего артериального давления волны образований.
  8. Обеспечение постоянного катетера проходимость путем сохранения скрытой порт под давлением более 250 мм, с мешком infuser давления, доставки 3-5 мл/мин LRS выносной линии.
    1. Дополнительно: Место два 2-0 полипропилен или два 2-0 полиглактин швов вокруг катетера концентратора или внутривенного расширение линии концентратор для дальнейшего улучшения стабильности катетер в артерии.

3. ткань закрытия и тела позиционирование

  1. Закройте мышечные слои с шаблоном простой непрерывный шов с 2-0 полиглактин шов на резки или конической иглы и закрыть кожи в шаблон простой Прерванный шов с полипропиленовой швом 2-0 на игле резки.
    Примечание: Взаимозаменяемы, 2-0 полиглактин или 2-0 полипропилен швы могут использоваться для закрытия мышц и кожи.
  2. Место свиньи в брюшную recumbency вращением живота боковой горизонтальный свиньи к таблице хирургического. Левый двухсторонней боковой лежачие свинья поворачивается по часовой стрелке, а право, которое двухсторонней боковой горизонтальный свинья вращается в направлении по часовой стрелке счетчика.
  3. Место catheterized передних конечностей под углом в 40° от средней линии позвоночника свиньи. Это передняя конечность позиционирование генерирует лучший приток артериальной крови и наиболее точные измерения артериального давления.

4. Мониторинг клинических параметров

  1. Измерения параметров гемодинамики и дыхания, а также температура на протяжении всей обезболивающий и хирургические процедуры, с помощью надлежащего мониторинга оборудования.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Плечевая артерия катетеризация позволяет непрерывный мониторинг артериального давления и прерывистый проб артериальной крови во время расширенной хирургических процедур в свиней. Измеряемые параметры были собраны из семи 50 кг ландрас-Йоркшир коммерческих свиней, как описано. Общее время, необходимое для catheterize Плечевая артерия была 35.2 ± 4.4 мин от первоначального артерии landmarking для закрытия окончательного хирургический разрез (рис. 1). Артериальн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В широкий спектр видов животных5,6,,78 был создан артериальной катетеризация измерить артериальное давление крови и собрать образцы крови для измерения газов артериальной крови , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 ,

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Эта работа была поддержана канадской институтов медицинских исследований и Канадский фонд для инноваций Грант V. K. Mushahwar. A. Toossi было поддержано Ванье Канада выпускник стипендию, Альберта новшество - здравоохранения решения выпускник студенчества и выпускник стипендию королевы Елизаветы II. В.к. Mushahwar является Канада исследований кафедры в функциональных реставрации. Мы хотели бы признать г-н J. стек Мосс улица Productions для его помощи с аудио производство и персонал хирургического медицинского научно-исследовательского института за их помощь с процедурами.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,9% раствор NaCl (физиологического раствора) EMRNJB1322P1 х 1 литр мешок
10% Лидокаин спрейAstraZenecaDIN:02039508 / 1 шт  50 мл  флакон
10% Povidone-Iodine скрабPurdue Pharma5212321 x 500 мл флакон 
20 га 1-дюймовый ангиокатетерBecton Dickinson3814331 х ангиокатетер
2-0 полиглактиновый шов (Викрил)EthiconJ339H2-0 викрил / 1 пакет шовного материала
2-0 полипропиленовый шовный материал (Пролен) Ethicon8833H2-0 пролен / 1 пакет шовной нити
22 ga 1-дюймовый ангиокатетерBecton Dickinson3814231 х ангиокатетер
9 ID мм эндотрахеальная трубкаJorvetJ0835P1 х эндотрахеальная трубка
Артериальное артериальное давление IV капельницаArgon Medical Devices1124111 х артериальное артериальное давление IV капельница
Одноразовые простыниHalyard Sales LLC897314-8 х одноразовые шторы 
Гликопирролата гидрохлорид SandozDIN:02039508 / 1 x 20 мл флакон
IsofluraneAbbott Animal  Здоровье05260-51 x 250мл флакон
Kelly щипцы изогнутые (14см)Stevens162-7-388-10  инструменты
Кетамина гидрохлоридВетохинолDIN:02374994 / 1 x 10мл флакон
Lactated Ringer's SolutionHospira0409-7953-094 x 1 литровый мешок
Metzenbaum ножницыFine Science14518-18
Лезвие ларингоскопа MillerWelch Allyn68044182 мм длина  / 1 инструмент
Зонд назальной температурыSurgivetV34171 зонд
ИгловодителяStevens162-V98-422 инструмента
Q наконечники аппликаторыFisher Scientific22-037-96020-40  приложение
Ремифентанил гидрохлоридTEVADIN:0234432 / 1 мг флакон
Surgivet advisor: монитор жизненно важных показателейSurgivetV92031 монитор
Weitlaner ретракторStevens162-11-602  2 втягивающих
устройства Ксилазина гидрохлоридBayerDIN:02169606 1 флакон 50 мл

Ссылки

  1. Uwiera, R. R., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cellular Immunology. 214 (2), 155-164 (2001).
  2. Uwiera, R. R., Kastelic, J. P., Inglis, G. D. Catheterization of intestinal loops in ruminants. Journal of Visualized Experiments. (28), (2009).
  3. Uwiera, R. R., Mangat, R., Kelly, S., Uwiera, T. C., Proctor, S. D. Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs. Journal of Visualized Experiments. (109), (2016).
  4. Wohlfender, D. H., et al. International online survey to assess current practice in equine anaesthesia. Equine Veterinary Journal. 47, 65-71 (2015).
  5. Dugdale, A. H., Taylor, P. M. Equine anaesthesia-associated mortality: where are we now? Veterinay Anaesthesia Analgesia. 43 (3), 242-255 (2016).
  6. McGrotty, Y., Brown, A. Blood gases, electrolytes and interpretation 1. Blood gases. In Practice. 35 (2), 59-65 (2013).
  7. Taylor, P. M. Techniques and clinical application of arterial blood pressure measurement in the horse. Equine Veterinary Journal. 13, 271-275 (1981).
  8. Trim, C. M., Hofmeister, E. H., Quandt, J. E., Shepard, M. K. A survey of the use of arterial catheters in anesthetized dogs and cats: 267 cases. Journal of Veterinary Emergency and Critical. 27, 89-95 (2017).
  9. Komine, H., Matsukawa, K., Tsuchimochi, H., Nakamoto, T., Murata, J. Sympathetic cholinergic nerve contributes to increased muscle blood flow at the onset of voluntary static exercise in conscious cats. American Journal of Physiology - Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 295 (4), R1251-R1262 (2008).
  10. Krista, L. M., Beckett, S. D., Branch, C. E., McDaniel, G. R., Patterson, R. M. Cardiovascular Responses in Turkeys as Affected by Diurnal Variation and Stressor. Poultry Science. (60), 462-468 (1981).
  11. Bass, L. M., Yu, D. Y., Cullen, L. K. Comparison of femoral and auricular arterial blood pressure monitoring in pigs. Veterinay Anaesthesia Analgesia. 36 (5), 457-463 (2009).
  12. Karnabatidis, D., Katsanos, K., Diamantopoulous, A., Kagadis, G. C., Siablis, D. Transauricular arterial or venous access for cardiovascular experimental protocols in animals. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 17 (11 Pt 1), 1803-1811 (2006).
  13. Namba, K., Kawamura, Y., Higaki, A., Nemoto, S. Percutaneous medial saphenous artery approach for Swine central artery access. Journal of Investigative Surgery. 26 (6), 360-363 (2013).
  14. Hong, Y., et al. Feasibility of Selective Catheter-Directed Coronary Computed Tomography Angiography Using Ultralow-Dose Intracoronary Contrast Injection in a Swine Model. Investigative Radiology. (50), 449-455 (2015).
  15. Kumar, A., et al. Aortic root catheter-directed coronary CT angiography in swine: coronary enhancement with minimum volume of iodinated contrast material. American Journal of Roentgenology. (188), W415-W422 (2007).
  16. Park, J. H., et al. Safety and Efficacy of an Aortic Arch Stent Graft with Window-Shaped Fenestration for Supra-Aortic Arch Vessels: an Experimental Study in Swine. Korean Circulation Journal. 47 (2), 215-221 (2017).
  17. Carniato, S., Mehra, M., King, R. M., Wakhloo, A. K., Gounis, M. J. Porcine brachial artery tortuosity for in vivo evaluation of neuroendovascular devices. American Journal of Neuroradiology. 34 (4), E36-E38 (2013).
  18. Hannon, J. P., Bossone, C. A., Wade, C. E. Normal Physiological Values for Consious pigs used in Biomedical Research. Laboratory Animal Science. 40, 293-298 (1990).
  19. Nijland, M. J., Shankar, U., Iyer, V., Ross, M. G. Assessment of fetal scalp oxygen saturation determination in the sheep by transmission pulse oximetry. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 183 (6), 1549-1553 (2000).
  20. Yawno, T., et al. Human Amnion Epithelial Cells Protect Against White Matter Brain Injury After Repeated Endotoxin Exposure in the Preterm Ovine Fetus. Cell Transplantation. 26 (4), 541-553 (2017).
  21. Amaya, K. E., et al. Accelerated acidosis in response to variable fetal heart rate decelerations in chronically hypoxic ovine fetuses. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 214 (2), e270-e271 (2016).
  22. Malavasi, L. M. Swine. Anesthesia and Analgesia for Domestic Species. , 5, John Wiley & Sons Inc. New Jersey. (2015).
  23. Moon, P. F., Smith, L. J. General Anesthetic Techniques in Swine. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 12 (3), 663-691 (1996).
  24. Caramoni, P. R. A., et al. Postangioplasty restenosis: a practical model in the porcine carotid artery. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. (30), 1087-1091 (1997).
  25. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 636-638 (1930).
  26. Lundeed, A. B., Manohar, M., Parks, C. Systemic distribution of blood flow in swine while awake and during 1.0 and 1.5 MAC isoflurane anesthesia with or without 50% nitrous oxide. Anesthesia and Analgesia. 31, 499-512 (1983).
  27. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 302-304 (1930).
  28. Adin, C. A., Gregory, C. R., Adin, D. B., Cowgill, L. D., Kyles, A. E. Evaluation of three peripheral arteriovenous fistulas for hemodialysis access in dogs. Veterinary Surgery. 31 (5), 405-411 (2002).
  29. Gladczak, A. K., Shires, P. K., Stevens, K. A., Clymer, J. W. Comparison of indirect and direct blood pressure monitoring in normotensive swine. Research in Veterinary Science. 95 (2), 699-702 (2013).
  30. Wenzel, K., et al. Survey of Effects of Anesthesia Protocols on Hemodynamic Variables in Porcine Cardiopulmonary Resuscitation Laboratory Models Before Induction of Cardiac Arrest. Comparative Medicine. 50 (6), 644-648 (2000).
  31. Duval, J. D., Pang, J. M., Boysen, S. R., Caulkett, N. A. Cardiopulmonary Effects of a Partial Intravenous Anesthesia Technique for Laboratory Swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 57 (4), 376-381 (2018).
  32. Friendship, R. M., Lumsden, J. H., McMillan, I., Wilson, M. R. Hematology and Biochemistry Reference Values for Ontario Swine. Canadian Journal of Comparative Medicine. (48), 390-393 (1984).
  33. Kiorpes, A. L., MacWilliams, P. S., Schenkman, D. I., Bickstrom, L. R. Blood Gas and Hematological Changes in Experimental Peracute Porcine Pleuropneumonia. Canadian Journal of Veterinary Research. (54), 164-169 (1990).
  34. Klem, T. B., Bleken, E., Morberg, H., Thoresen, S. I., Framstad, T. Hematologic and biochemical reference intervals for Norwegian crossbreed grower pigs. Veterinary Clinical Pathology. 39 (2), 221-226 (2010).
  35. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 804-810 (1930).
  36. Lopes-Berkas, V. C., Jorgenso, M. A. Measurement of Peripheral Arterial Vasculature in Domestic Yorkshire Swine by Using Quantitative Vascular Angiograph. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 628-634 (2011).
  37. Geary, R. L., et al. Wound healing: A paradigm for lumen narrowing after arterial reconstruction. Journal of Vascular Surgery. (27), 96-108 (1998).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи