Методическая статья

Индукция правого желудочкового отказа от сужения легочной артерии и оценка правого желудочковой функции у мышей

DOI:

10.3791/59431

⸱

13 мая 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, State Key Laboratory of Organ Failure Research, Nanfang Hospital, Southern Medical University, 2The Third Clinical Medical College, Guangzhou Medical University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы предоставляем полезный подход для изучения механизма правого желудочкового отказа. Более удобный и эффективный подход к сужению легочной артерии устанавливается с помощью хирургических инструментов, сделанных в доме. Кроме того, предоставляются методы оценки качества этого подхода с помощью эхокардиографии и катетеризации.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Механизм правого желудочкового отказа (РВФ) требует уточнения в связи с уникальностью, высокой заболеваемостью, высокой смертностью и огнеупорным характером РВФ. Предыдущие модели крыс, имитирующих прогрессию РВФ, были описаны. По сравнению с крысами, мыши более доступны, экономичны и широко используются в экспериментах на животных. Мы разработали легочной артерии сужения (PAC) подход, который состоит из полоскания легочного ствола у мышей, чтобы вызвать право желудочков (Р.) гипертрофии. Была разработана специальная хирургическая игла для защелки, которая позволяет легче отделить аорту и легочную туловище. В наших экспериментах использование этой сфабрикованной иглы защелки снизило риск развития артериоррексиса и улучшило частоту хирургического успеха до 90%. Мы использовали различные диаметры обивки иглы точно создать количественное сужение, которое может вызвать различные степени гипертрофии Р. Мы количественно степень сужения путем оценки скорости кровотока ПА, которая была измерена неинвазивной трансторакальной эхокардиографии. Функция Р.В. была точно оценена по катетеризации правильного сердца через 8 недель после операции. Хирургические инструменты, изготовленные в доме, состояли из общих материалов, используя простой процесс, который легко освоить. Таким образом, описанный здесь подход PAC легко имитировать с помощью инструментов, сделанных в лаборатории, и может быть широко использован в других лабораториях. Это исследование представляет собой модифицированный подход PAC, который имеет более высокий показатель успеха, чем другие модели и 8-недельный постхирургии выживаемости 97,8%. Такой подход PAC обеспечивает полезную технику для изучения механизма РВФ и позволит более глубоко понять РВФ.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Дисфункция Р.В. (RVD), определяется здесь как свидетельство ненормальной структуры Р. или функции, связано с плохими клиническими исходами. РВФ, как конечная стадия функции Р.В., является клиническим синдромом с признаками и симптомами сердечной недостаточности, которые являются результатом прогрессивного РВД1. С различиями в структуре и физиологической функции, левый желудочковый (LV) отказ и РВФ имеют различные патофизиологические механизмы. Несколько независимых патофизиологических механизмов в РВФ были зарегистрированы, в том числе переэкспрессия 2-адренергического рецептора сигнализации2, воспаление3, поперечная труба ремоделирования, и Ca2 "обработка дисфункции4 .

РВФ может быть вызвано объемом или перегрузкой р.в. Предыдущие модели животных использовали SU5416 (мощный и селективный ингибитор сосудистого эндотелиального рецептора фактора роста) в сочетании с гипоксией (SuHx)5,6 или монокроталин7, чтобы вызвать легочную гипертензию, которая приводит к вторичному РВФ к легочо-сосудистому заболеванию2. Исследователи, проводящие эти исследования, сосредоточились на сосудистой, а не на патологическом прогрессировании РВФ. Кроме того, монокроталин имеет экстра-сердечные эффекты, которые не могут точно представлять сердечно-сосудистые заболевания. Другие модели использовали артериовенные шунты, чтобы вызвать перегрузку громкости и RVF8. Тем не менее, эта операция трудно выполнить и не подходит для мышей, которые требуют длительных периодов индукции для производства РВФ.

Крыса PAC модели с использованием бандажа клипы также существуют9,10. По сравнению с крысами, мыши имеют много преимуществ, как животные модели сердечных заболеваний, таких как более легкое размножение, более широкое использование, снижение затрат, и доступ к модификации гена11. Тем не менее, диаметры бандажклипов обычно варьируются от 0,5 мм до 1,0 мм, которые слишком велики для мышей9. Кроме того, клип на полоску трудно производить, подражать и популяризировать в других лабораториях.

Мы предоставляем протокол для разработки модифицированной репродуктивной модели мыши РВФ на основе зарегистрированных исследований, которая использует PAC, чтобы имитировать тетралогию синдрома Фалло и Нунана или других легочных артериальных гипертензивных заболеваний12,13, 14,15,16,17,18,19. Этот подход PAC создан путем ligating легочного ствола мышей с помощью защелки и обивка иглы, сделанные inhouse для контроля степени сужения. Игла защелки изготовлена из изогнутого инъекционного шприца на 90 градусов с плетеным шелковым швом, прятамым через шприц. Игла сделана из общих материалов, используя процесс, который легко освоить. Обивка иглы изогнутые 120 "от калибровочных иглы. Используемые надбивые иглы с различнымдиаметрами (0,6-0,8 мм) в зависимости от веса мышей (20-35 г). Кроме того, мы устанавливаем критерий оценки для определения стабильности и качества модели RVF с помощью эхокардиографии и катетеризации правого сердца. Мы используем мышей в качестве модели животного из-за их широкого использования в других экспериментах. Иглы, изготовленные в лаборатории, легко размножаются и могут широко использоваться в других лабораториях. Это исследование обеспечивает хороший подход для исследователей, чтобы исследовать механизм RVF.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры были выполнены в соответствии с институциональными руководящими принципами для исследований на животных, которые соответствуют Руководству по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованному Национальными институтами здравоохранения США (NIH Publication No 85-23, пересмотрено в 1996 году). C57BL/6 мышей (8-10 недель, весом 20-25 г) были предоставлены Центром животных южного медицинского университета. После прибытия, мышей были размещены под 12/12 ч темного / светового цикла, с достаточным количеством пищи и воды.

1. Подготовка хирургических инструментов и изготовление игл

  1. Подготовьте стерильные хирургические инструменты(рисунок 1A),6-0 плетеный шелковый шов (рисунок1B) для перевязки, и 5-0 нейлоновый шов для разреза закрытия (рисунок1B).
  2. Передайте 6-0 плетеный шелковый шов(рисунок 1B)через 25 G иглы разобраны из 1 мл инъекции шприца. Затем кривая игла 90 "с гемостатической щипчинки, чтобы сделать защелку иглы (Рисунок 1C. Кривая 22 G иглы 120 "(Рисунок1C (б)), чтобы сделать обивку иглы.

2. Подготовка к операции

  1. Автоклав все хирургические инструменты перед операцией. Отрегулируйте грелку до 37 градусов по Цельсию. Анестезия мышей путем интраперитонеальной инъекции со смесью ксилазина (5 мг/кг) и кетамина (100 мг/кг) для облегчения боли. Поместите мышей в отдельные ящики, чтобы дождаться наркотического начала.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется также использовать 1,5% изолюран для ингаляционной анестезии.
  2. Мониторинг адекватности анестезии путем исчезновения рефлектора отмены педали. Держите мышей в положении на спине на грелке, фиксируя прорези с швом и фиксируя ноги клейкой лентой. Проверьте рефлекс еще раз, чтобы обеспечить глубину анестезии.
  3. Нанесите депиляционную пасту на кожу от шеи к процессу сифоида. Дезинфицировать область с йодом следуют 75% алкоголя.
  4. Выполните эндотрахеюлки интубации.
    1. Отрегулируйте параметры миниветриатора животного(рисунок 1D)и установите частоту дыхания до 150/мин, а объем прилива до 300 кл.
    2. Вытяните язык немного с помощью остроконечных плоскогубцев, поднять челюсть с лабораторией сделал шпатель Рисунок 1C,c), чтобы разоблачить glottis, и мягко вставить лаборатории сделал трахеи канюли (Рисунок 1C»d) через glottis в то время как холодный источник света направлены на гортани.
    3. Подключите трубку и вентилятор, чтобы проверить, была ли канюля вставлена в трахею. Исправить трахею с помощью клейкой ленты, если канюля была вставлена правильно.

3. Хирургия

  1. Открой сундук.
    1. Сделайте разрез в коже параллельно второму ребру, около 10 мм в длину, с офтальмологическими ножницами. Убедитесь, что разрез начинается с строгого угла и заканчивается на левой передней подмышечной линии. Определите второе межреберное пространство, подсчитав ребра с строгого угла.
    2. Отделить и сократить pectoralis основных и pectoralis незначительные мышцы с ножницами и локтями пинцет выше второго межреберного пространства, чтобы разоблачить это пространство.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Также рекомендуется прямо отделить, мобилизовать и переместить мышцы пекторалис вправо и с черепно-мозговой.
    3. Грубо проникайте во второе межреберное пространство с помощью локтевого пинцета и откройте это пространство. Затем, прямо отделить parenchyma и тимуса, пока легочной ствол не виден.
  2. Сужите легочную артерию.
    1. Грубо отделить легочную туловище и восходящую аорту с помощью локтя пинцетом. Передайте шов через соединительную ткань между легочным стволом и восходящей аортой с помощью защелки.
    2. Поместите обивку иглы (см. шаг 1.2) на легочной ствол, а затем, ligate легочного ствола вместе с обивкой иглы, используя 6-0 плетеные шелковые швы. Удалите обивку иглы сразу после заполнения легочного конуса наблюдается и сократить концы шва.
    3. Обратите внимание на заполнение легочного конуса, чтобы оценить, есть ли сужение настоящее время. Оцените рефлекс животного еще раз, чтобы обеспечить успех перевязки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните фиктивную операцию, следуя всем вышеперечисленным шагам, за исключением сужения.
  3. Закройте грудь и кожу с 5-0 нейлоновый шов. Дезинфекция кожи снова с 75% алкоголя.
  4. Вводят 0,5 мл сосудистого подкожного, чтобы заменить любую жидкость, потерянную во время операции. Поместите мышь в клетку отдельно с грелкой для содействия восстановлению. Вернуть мышей в клетки в 12/12 ч свет / темный цикл комнате, когда сознание возвращается. Лечить мышей с бупренорфином через их питьевую воду в течение следующих 3 дней.
  5. Обратите особое внимание на заживление раны торакотомии, наблюдая за мышами 2 раз в день в течение первой недели, чтобы обнаружить любые признаки недостаточного заживления, нарушения подвижности или потери веса.

4. Эхокардиографическая оценка функции Р.В. после операции

ПРИМЕЧАНИЕ: Эхокардиографические изменения могут быть обнаружены через 3 дня после операции.

  1. Анестезия мышей с 3% изофлуран через ингаляцию и поддерживать глубину анестезии с 1,5% изолюран. Зафиксите мышь на платформе, заклеите ее когти электродом и поддерживайте животное в положении на спине. Поддерживайте частоту сердечных ритмов мыши между 450-550 битами/минами, регулируя концентрацию изофлуана между 1,5% и 2,5%.
  2. Удалите волосы на груди мыши с помощью крема для удаления и нанесите ультразвуковой гель на кожу грудной клетки.
  3. Оцените сужение легочного ствола с помощью зонда 30 МГц.
    1. Держите зонд на 30 "против часовой стрелки по отношению к левой параштернальной линии, в то время как ориентация выемки в направлении каудального. Регулируйте y-оси и x-оси под B-режимом до тех пор, пока не будут хорошо видны митральный клапан, аорта и LV камера.
    2. Поверните зонд на 30-40 градусов по своей оси y-axis к груди. Регулируйте y-оси и x-оси до тех пор, пока легочной конус хорошо виден.
    3. Поместите курсор на кончике листовок легочного клапана для измерения скорости пикового потока. Используйте режим Color Doppler, нажав цвет, а затем PW, а затем перемещение курсора, чтобы поместить PW-dashed линии параллельно направлению кровотока.
    4. Измерьте пиковую скорость легочной артерии. Сохранить данные и изображение с Cine Store и Frame Store.
  4. Оцените параметры Р.В. с помощью зонда 30 МГц.
    1. Отрегулируйте левую сторону колодки так, чтобы она была ниже правой. Держите зонд ориентированных на 30 "к горизонту вдоль правой передней подмышечной линии с выемкой указал в каудальном направлении. Регулируйте y-оси и x-оси до тех пор, пока Р.В. четко показано.
    2. Нажмите M-Mode 2x, чтобы показать линию индикатора. Измерьте измерение камеры Р., дробное сокращение и толщину стены Р.В. Сохранить данные и изображение с Cine Store и Frame Store.
  5. Остановите вдыхание изофруранов, чтобы мышей созвало сознание, а затем верните животных в клетки в комнате 12-го века.

5. Катетеризация правого сердца для оценки функции Р.В.

ПРИМЕЧАНИЕ: Катетеризация правого сердца была выполнена через 8 недель после операции для оценки функции Р.В. с использованием катетера 1.0 F и системы мониторинга.

  1. Автоклав все хирургические инструменты. Анестезия животных с помощью интраперитонеальной инъекции со смесью ксилазина (5 мг/кг) и кетамина (100 мг/кг).
  2. После того, как рефлектор отмены педали исчезает, зафиксировать мышь на платформе, заклеить ее когти к электроду и поддерживать мышь в положении на спине. Удалите волосы в хирургической области с помощью крема для депилаториев.
  3. Дезинфицировать кожу хирургической области с 75% алкоголя. Использование заостренных плоскогубцев, вытащить язык слегка, поднять челюсть с помощью шпателя сделал inhouse подвергать glottis, и мягко вставить трахеи канюли сделал inhouse через glottis в то время как холодный источник света направлен на гортани. Используйте вентилятор(рисунок 1E) для оказания помощи в вентиляции.
  4. Откройте грудную полость с помощью 1,5 см двустороннего разреза ниже процесса сифоида через диафрагму с офтальмологическими ножницами и щипками. Вырезать через диафрагму и ребра с офтальмологическими ножницами, чтобы разоблачить сердце. Проникать в свободную стену RV с иглой 23 G и удалите иглу; нажмите точку прокола осторожно с ватным тампоном, чтобы остановить любое кровотечение. Проколите желудочек кончиком катетера через рану.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Также рекомендуется выполнять катетеризацию правого сердца черезправую яремную вену 6. Когда кончик катетера находится в желудочке, монитор будет отображать кривую давления Р.
  5. Запись Р. систолическое кровяное давление, Р. конечного диастолического давления, Р. DP / DT, частота сердечных колец мыши, и Р. экспоненциальный время константы релаксации (Тау) в течение 10 минут, когда кривая стабильна. Используя программное обеспечение, нажмите Выберите, а затем нажмите Анализ.
  6. Регулируйте кончик катетера в сторону р.оттока тракта. Вытяните катетер после завершения записи. Поместите катетер в солин, когда измерения закончены.
  7. Эвтанизировать мышей путем интраперитонеальных инъекций пентобарбитального натрия 150 мг/кг, а затем вывихшей шейки матки. Затем собирайте сердце, легкие и голени для гистоморфологического и молекулярно-биологического анализа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании мыши были случайным образом назначены в группу PAC (n No 9) или группу фиктивных операций (n No 10). Эхокардиография была проведена в 1, 4 и 8 недель после операции. Через восемь недель после операции, после последней оценки эхокардиографии и катетеризации, мышей усыпили, а их сердца собрали для морфологической и гистологической оценки.

Сужение легочного ствола вызвало гипертрофию Р.В.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Патологическое увеличение давления р.в. приводит к смещению перегородки влево, что может изменить геометрию LV21. Эти изменения способствуют снижению сердечного выброса и лВ-выброса фракции (LVEF), которые могут вызвать гемодинамическое расстройство кровеносной системы22. Поэтому эффективна, стабильная и экономичная модель изучения механизма ЛРВ ценна.

Мы разработали более эффективный и высоко воспроизводимый подход к PAC с использованием защелки...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана грантами От Национального фонда естественных наук Китая (81570464, 81770271; д-р Ляо) и муниципальных проектов планирования научных технологий Гуанчжоу (201804020083) (д-р Ляо).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аппарат ИВЛ ALC-V8SSHANGHAI  ОЛКОТТ  БИОТЕХНОЛОГИИ  COALC-V8SAssist вентиляция
Мини ИВЛ для животныхHaverdType 845Assist вентиляция
Ультразвуковая система для животных VEVO2100Visual Sonic  VEVO2100Эхокардиография
Осветитель холодного светаOlympusILD-2Световая
грелка - термостатическая хирургическая система (ALC-HTP-S1)SHANGHAI  ОЛКОТТ  БИОТЕХНОЛОГИИ  COALC-HTP-S1Нагревательный
изофлуранRWD медико-биологическая наукаR510-22Ингаляционная анестезия
Matrx VIP 3000 Изофурановый испарительMidmark CorporationVIP 3000Анестезия
Медицинский плетеный шелковый шов (6-0)Шанхай Пудун Цзиньхуань Медикал Пассирс Ко.6-0Лигация
Медицинский нейлоновый шов (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0Шов
Катетер Миллар (1.0 F)AD инструменты1.0FДля катетеризации правых отделов сердца
Пентобарбитала натриевая сольMerck25MGАнестезия
PowerLab многонаправленная физиологическая система регистрацииAD инструменты4/35Запись результата катетеризации правых отделов сердца
Прецизионные электронные весыDenver InstrumentTB-114Весовой датчик
Самодельная игла-защелкаОтделение аорты и легочного ствола
Самодельная игла для прокладки Сужение
Самодельная интубациятрахеи Интубация трахеи 
Микрохирургическое оборудование для мелких животныхNapoxMA-65Хирургические инструменты
Трансмиссионный гельGuang Gong pai250 млЭхокардиография
Крем для эпиляции VeetReckitt BenchiserRQ/B 33 Type 2Удаление волос
мышей Вертикальный автоматический электротермический паровой стерилизатор под давлениемHefei Huatai Medical Equipment Co.LX-B50LАвтоматическая очистка хирургических инструментов
Вертикальный микроскоп для хирургии мелких животныхОптический инструмент YihuaY-HX-4AДля катетеризации правых отделов сердца

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mehra, M. R., et al. Right heart failure: toward a common language. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 33, 123-126 (2014).
  2. Sun, F., et al. Stagedependent changes of beta2adrenergic receptor signaling in right ventricular remodeling in monocrotalineinduced pulmonary arterial hypertension. International Journal of Molecular Medicine. 41, 2493-2504 (2018).
  3. Sun, X. Q., Abbate, A., Bogaard, H. J. Role of cardiac inflammation in right ventricular failure. Cardiovascular Research. 113, 1441-1452 (2017).
  4. Xie, Y. P., et al. Sildenafil prevents and reverses transverse-tubule remodeling and Ca(2+) handling dysfunction in right ventricle failure induced by pulmonary artery hypertension. Hypertension. 59, 355-362 (2012).
  5. de Raaf, M. A., et al. SuHx rat model: partly reversible pulmonary hypertension and progressive intima obstruction. European Respiratory Journal. 44, 160-168 (2014).
  6. Abe, K., et al. Haemodynamic unloading reverses occlusive vascular lesions in severe pulmonary hypertension. Cardiovascular Research. 111, 16-25 (2016).
  7. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 302, L363-L369 (2012).
  8. van der Feen, D. E., et al. Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension. Journal of Visualized Experiments. (120), e55065(2017).
  9. Andersen, S., et al. A Pulmonary Trunk Banding Model of Pressure Overload Induced Right Ventricular Hypertrophy and Failure. Journal of Visualized Experiments. (141), e58050(2018).
  10. Hirata, M., et al. Novel Model of Pulmonary Artery Banding Leading to Right Heart Failure in Rats. BioMed Research International. 2015, 753210(2015).
  11. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e55293(2017).
  12. Rockman, H. A., et al. Molecular and physiological alterations in murine ventricular dysfunction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 2694-2698 (1994).
  13. Reddy, S., et al. miR-21 is associated with fibrosis and right ventricular failure. JCI Insight. 2, (2017).
  14. Kusakari, Y., et al. Impairment of Excitation-Contraction Coupling in Right Ventricular Hypertrophied Muscle with Fibrosis Induced by Pulmonary Artery Banding. PLoS ONE. 12, e0169564(2017).
  15. Hu, J., Sharifi-Sanjani, M., Tofovic, S. P. Nitrite Prevents Right Ventricular Failure and Remodeling Induced by Pulmonary Artery Banding. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 69, 93-100 (2017).
  16. Hemnes, A. R., et al. Testosterone negatively regulates right ventricular load stress responses in mice. Pulmonary Circulation. 2, 352-358 (2012).
  17. Mendes-Ferreira, P., et al. Distinct right ventricle remodeling in response to pressure overload in the rat. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 311, H85-H95 (2016).
  18. Razavi, H., et al. Chronic effects of pulmonary artery stenosis on hemodynamic and structural development of the lungs. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 304, L17-L28 (2013).
  19. Tarnavski, O., et al. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiological Genomics. 16, 349-360 (2004).
  20. Jessen, L., Christensen, S., Bjerrum, O. J. The antinociceptive efficacy of buprenorphine administered through the drinking water of rats. Laboratory Animals. 41, 185-196 (2007).
  21. Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part II: pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117, 1717-1731 (2008).
  22. Bosch, L., et al. Right ventricular dysfunction in left-sided heart failure with preserved versus reduced ejection fraction. European Journal of Heart Failure. 19, 1664-1671 (2017).
  23. Sianos, G., et al. Recanalisation of chronic total coronary occlusions: 2012 consensus document from the EuroCTO club. EuroIntervention: Journal of EuroPCR in Collaboration with the Working Group on Interventional Cardiology of the European Society of Cardiology. 8, 139-145 (2012).
  24. Bardaji, A., Rodriguez-Lopez, J., Torres-Sanchez, M. Chronic total occlusion: To treat or not to treat. World Journal of Cardiology. 6, 621-629 (2014).
  25. Choi, J. H., et al. Noninvasive Discrimination of Coronary Chronic Total Occlusion and Subtotal Occlusion by Coronary Computed Tomography Angiography. JACC. Cardiovascular Interventions. 8, 1143-1153 (2015).
  26. Danek, B. A., et al. Effect of Lesion Age on Outcomes of Chronic Total Occlusion Percutaneous Coronary Intervention: Insights From a Contemporary US Multicenter Registry. The Canadian Journal of Cardiology. 32, 1433-1439 (2016).
  27. Savai, R., et al. Pro-proliferative and inflammatory signaling converge on FoxO1 transcription factor in pulmonary hypertension. Nature Medicine. 20, 1289-1300 (2014).
  28. Zhiyu Dai, P., et al. Endothelial and Smooth Muscle Cell Interaction via FoxM1 Signaling Mediates Vascular Remodeling and Pulmonary Hypertension. American Journal of Respiratory and Critical. 198, 788-802 (2018).
  29. Hill, M. R., et al. Structural and mechanical adaptations of right ventricle free wall myocardium to pressure overload. Annals of Biomedical Engineering. 42, 2451-2465 (2014).
  30. Poirier, N. C., Mee, R. B. Left ventricular reconditioning and anatomical correction for systemic right ventricular dysfunction. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. Pediatric Cardiac Surgery Annual. 3, 198-215 (2000).
  31. Wei, X., et al. Myocardial Hypertrophic Preconditioning Attenuates Cardiomyocyte Hypertrophy and Slows Progression to Heart Failure Through Upregulation of S100A8/A9. Circulation. 131, 1506-1517 (2015).
  32. Zakliczynski, M., et al. Mechanical circulatory support is effective to treat pulmonary hypertension in heart transplant candidates disqualified due to unacceptable pulmonary vascular resistance. Kardiochirurgia i Torakochirurgia Polska (Polish Journal of Cardio-Thoracic Surgery). 15, 23-26 (2018).
  33. De Santo, L. S., et al. Pulmonary artery hypertension in heart transplant recipients: how much is too much? European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 42, 864-870 (2012).
  34. Cheng, X. L., et al. Prognostic Value of Pulmonary Artery Compliance in Patients with Pulmonary Arterial Hypertension Associated with Adult Congenital Heart Disease. International Heart Journal. 58, 731-738 (2017).
  35. Egemnazarov, B., et al. Pressure Overload Creates Right Ventricular Diastolic Dysfunction in a Mouse Model: Assessment by Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 28, 828-843 (2015).
  36. Jang, S., et al. Biomechanical and Hemodynamic Measures of Right Ventricular Diastolic Function: Translating Tissue Biomechanics to Clinical Relevance. Journal of the American Heart Association. 6 (9), e006084(2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи