Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Murine Модель центрального венозного стеноза с использованием аортокавальной фистулы с оттоком стеноз

7.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59540

⸱

11 июля 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University, 2Vascular Biology and Therapeutics Program, Yale University, 3Department of Vascular Surgery, University of Tokyo, 4Department of Diagnostic Radiology, Tokai University School of Medicine, 5Department of Cardiovascular Surgery, Tokyo Medical University, 6Department of Vascular Surgery, VA Connecticut Healthcare Systems

В этой статье

Краткое содержание

Аортокавальная свища была создана путем прокола инфрапочечной аорты морин через обе стены в нижнюю полину вены, после чего возникла стеноз в ее оттоке через частичную перевязку нижней полы вены. Эта воспроизводимая модель может быть использована для изучения центрального венозного стеноза.

Аннотация

Центральный венозный стеноз является важным фактором, способствующим артериовенозной фистулы (AVF) отказа. Модель murine AVF была модифицирована для создания частичной перевязки нижней полы вены (IVC) в оттоке свища, имитирующей центральный венозный стеноз. Вводятся технические аспекты этой модели. Аорта и IVC подвергаются воздействию, после разреза брюшной полости. Инфрапочечная аорта и IVC рассечены для проксимального зажима, а дистальная аорта подвергается проколу. IVC в средней точке между левой почечной вена и аортальной бифуркации тщательно расчленены, чтобы разместить 8-0 шов под IVC. После зажима аорты и IVC, AVF создается путем прокола инфрапочечной аорты через обе стены в IVC с 25 G иглы, а затем ligating 22 G внутривенных (IV) катетер и IVC вместе. Затем катетер удаляется, создавая воспроизводимый венозный стеноз без окклюзии. Аорта и IVC отменяются после подтверждения первичного гемостаза. Эта новая модель стеноза центральной вены проста в исполнении, воспроизводима и облегчит исследования по отказу AVF.

Введение

Артериовенозные свищи (AVF) являются наиболее распространенными доступами для гемодиализа, с превосходной прокладкой и уменьшенной инфекцией по сравнению с другими доступными данными, такими как трансплантаты или центральные венозные катетеры. Тем не менее, до 60%AVF не созревают 1,2,3; недавний систематический обзор сообщил, что показатели первичной просачивания на 1 год были только 60%4. Стеноз вдоль венозного оттока преимущественно вызывает сбойсозревания AVF 5,6. Есть определенные характерные места, склонные к стенозу проксимальным к свищей: juxtaanastomotic сегмент качели для радиоцефалической фистулы, цефалическая область арки для брахиоцефалической свищи и центральной вены для свищей с ранее размещены ipsilateral субклавиана или внутренних яремных вен катетеров7,8.

Центральный венозный стеноз часто бессимптомно у пациентов без AVF, но может вызвать отек ипсилтеральной конечности ввенальной гипертензии, а также отказ созревания свищей, когда оспаривается поток свищей9. Патофизиология центрального венозного стеноза, скорее всего, связана с воспалением и каскадом активированной коагуляции после размещения устройства. Кроме того, постоянное движение кончика катетера, а также увеличение потока из свища может изменить напряжение сдвига, в результате чего осаждение тромбоцитов и венозной стенки утолщение10. Чтобы понять основные механизмы, лежащие в основе отказа AVF, вызванного центральным венозным стенозом, требуется модель животного, имитирующая центральный венозный стеноз с AVF.

Мы создали модель murine aortocaval свищей, которая проста в исполнении и осваивает и резюмирует клинический курс человека AVF. 11 Мы применили концепции и технику нескольких ранее созданных моделей мурин для создания новой модели murine AVF с венозным стенозом. Мы вводим модель морин-аортокаялсссса со стенозом IVC в свищей оттока, которая может быть использована для изучения центрального венозного стеноза.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты проводились с одобрения Комитета по институциональному уходу и использованию животных при йельском университете (IACUC).

1. Анестезия и предоперационные процедуры

  1. Стерилизовать все хирургические инструменты и материалы путем автоклавирования. Включите тепловую поддержку, чтобы быть уверенным, что оно теплое (40-42 градусов по Цельсию).
  2. Поместите 9-11-недельную мышь C57BL/6 в акриловую индукционную камеру и обезождените ее испаряемыми 2,5% изофлураном и 0,8 л/мин кислородом. Индукция анестезии занимает около 3 мин.
  3. Удалите мышь из камеры. Подтвердите глубокую плоскость анестезии по ноге щепотку, уха и хвост ущипнуть. Поместите мышь в положение на спине на хирургической области и доставить 2,5% изолюран с помощью силиконовой маски. Обеспечить бупренорфин на 0,1 мг/кг анальгетика и применять офтальмологическую мазь на глаза.
  4. Удалите мех с брюшной стороны шеи в нижнюю часть живота с помощью Nair, удаления волос.
  5. Очистите и дезинфицировать хирургическое место с помощью двухступенчатого скраб с 10% повид-йод и 70% изопропанол. Нанесите хирургическую драпировку.

2. Оперативные процедуры

  1. Воздействие зажима и прокола сайтов
    1. Приготовьте стерильные инструменты и носите стерильные перчатки для поддержания бесплодия на протяжении всей операции.
    2. Сделайте кожу глубокой средней линии разреза брюшной полости с скальпелем от уровня нижней кромки печени чуть выше лобка. Вырезать через мускулатуру с ножницами, чтобы открыть брюшной полости.
    3. Вставьте втягиватель в брюшную полость и вытащите недра в правую сторону. Держите их влажными, обернув в солевой пропитанной марлей. Retreive мочевого пузыря и семенных пузырьков (у мышей мужского пола) и вытащить их на каудальной стороне. Вскрыть мезентерии между прямой кишкой и ретроперитонеум с микро-иглы держатель, чтобы получить полное представление о аорте и IVC.
    4. Вскрыть инфрапочечную аорту и IVC ан блок из боковой и пододнейающих окружающих ретроперитонеальных тканей с микро-иглы держатель для перекрестного зажима их вместе.
    5. Вскрыть окружающие ткани, чтобы разоблачить место прокола аорты примерно на трех четвертях расстояния от левой почечной вены до аортальной бифуркации.
  2. Вскрытие IVC
    1. Вскрыть между инфра-почечной IVC и аорты сразу дистальвого в левую почечную вену. Расширить рассечение дистралино на полпути между левой почечной вены и аортальной бифуркации, так что инфра-почечной IVC, как вверх и вниз по течению до стеноза, можно наблюдать после операции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Блант вскрытие между IVC и аорты должно быть выполнено от немедленно дистальной к левой почечной вены, где соединительной ткани между IVC и аорты является относительно свободным.
    2. Сделайте окно, чтобы отделить IVC от аорты на этом уровне и вскрыть IVC из окружающих тканей. Поместите 8-0 швы монофиламента полиамида во-первых под IVC и аорты(Рисунок 1A),а затем положение шов под только IVC (Рисунок 1B), потянув шов конца через окно.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку IVC является хрупким, рассечение вдоль аорты адвентиции полезно сделать окно, чтобы предотвратить IVC, а также небольшие IVC или аорты ветви от повреждения. Если кровотечение происходит, это может быть неконтролируемым. Если IVC имеет различные боковые ветви, поместите 8-0 шов дистически ветви.
  3. Создание AVF
    1. Согните иглу 25 G под углом 45–60 градусов в точке 4 мм от кончика иглы.
    2. Зажим инфрапочечной аорты и IVC, применяя микрохирургический клип.
    3. Поверните аорту медиально и caudally, захватив соединительной ткани, окружающие бифуркации подвергать прокол аорты растягивается его немного к брюшной стороне.
    4. Удерживая аорту в подходящем положении, проколчерез аорту в IVC с помощью подготовленной 25 G иглы(рисунок 1С).
    5. Отпустите аорту и накройте место прокола окружающими тканями, подтягивая с левой стороны аорты. Выняйте иглу и нажмите на место прокола осторожно с помощью ватного наконечником тампоном для гемостаза.
  4. Создание стеноза IVC
    1. Поместите кончик 22 G IV катетера (см. таблицуматериалов) на IVC продольно. Ligate IV катетер и IVC вместе с 8-0 шов(рисунок 1D), а затем удалить IV катетер.
    2. Подтвердите первичный гемостаз(рисунок 1E), а затем отразите аорту и IVC. Обложка прокола сайт 1 мин больше, чтобы обеспечить гемостаз.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не зажим слишком долго, чтобы избежать тромбоза IVC дисталь к стенозу.
    3. Верните органы в исходное положение и закройте брюшную полость 6-0 швами.

3. Послеоперационные процедуры

  1. После закрытия раны брюшной полости прекратите ингаляцию изолюран. Положите мышь в отдельную клетку без постельных принадлежностей и поместите клетку на тепловой опорный прибор, чтобы предотвратить переохлаждение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мышь наблюдается до тех пор, пока они достигают и поддерживать суровый recumbency. Применяйте послеоперационный уход, включая анальгезию и уход за ранами в соответствии с рекомендациями местного IACUC. Для анальгезии мы используем бупренорфин на 0,1 мг/кг внутримышечно каждые 12 ч в течение 48 ч после хирургических процедур и после этого по мере необходимости.
  2. Подтвердите прокладку AVF послеоперационно с помощью ультразвука Доплера (см. таблицу материалов). Кроме того, по мере необходимости измеряйте другие характеристики судна и потока.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мышей-мужчин прошли вышеупомянутую операцию по созданию как AVF, так и стеноза IVC. Контрольные мыши прошли только лапаротомию и рассечение тканей, окружающих IVC, например, фиктивную процедуру, или только создание стеноза IVC без одновременного создания AVF.

IVC наблюдался с узидовом Доплера на 7-й день после хирургической процедуры(рисунок 2). Области свищей и стенозов IVC были легко обнаружены в ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Модель murine AVF была использована для изучения основных механизмов и молекулярных событий, ведущих к созреванию AVF13,14. В этом исследовании мы модифицировали установленную модель murine AVF для создания новой модели морин aortocaval свищей с стенозом IVC в урочище оттока свищей. Наша модель перевязки похожа на несколько ранее описанных моделей мурин, которые используют сосудистую перевязку. Модель тромна тромбоза глубоких вен была создана с использованием час...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным институтом здравоохранения США (NIH) Грант R01-HL128406; Департамент СОЕДИНЕННЫх Штатов по делам ветеранов биомедицинских лабораторных исследований и разработок Программа Заслуги Обзор премии I01-BX002336; а также с ресурсами и использованием объектов в В. А. Коннектикут системы здравоохранения, Уэст-Хейвен, Штат Коннектикут.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Сканирующая головка 20-60 МГцVisualSonics Inc.RMV-704
8-0 Стерильный микрошовный материал, 6 мм (140 &микро;), 3/8 круга, игла TAP PointAROSutureT06A08N14-13полиамидные монофиламентные шовные материалы
Индукционная камера, 2 литра<бр/> 3,75 дюйма Ш x 9,00 дюйма Г x 3,75 дюйма HVetEquip941444
Изофло, изофлуран жидкийZoetis26675-46-7
мыши, C57BL/6JДжексон Лаборатория664
Кровать для домашних животных Микроволновая грелкаSnuggle Safe6250
Игла PrecisionGlide 25GBD305122
Surflo I.V. катетер 22GTerumoSR-OX2225CA0,85 мм внешний диаметр 0,85 мм
Сосудистый зажимРоботизированный хирургический инструментRS-5424
Vevo770 Системавизуализации высокого разрешенияКомпания VisualSonics Inc.770
шт.

Ссылки

  1. Dember, L. M., et al. Effect of clopidogrel on early failure of arteriovenous fistulas for hemodialysis: a randomized controlled trial. JAMA. 299 (18), 2164-2171 (2008).
  2. Dixon, B. S. Why don't fistulas mature? Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).
  3. Wilmink, T., Hollingworth, L., Powers, S., Allen, C., Dasgupta, I. Natural History of Common Autologous Arteriovenous Fistulae: Consequences for Planning of Dialysis. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 51 (1), 134-140 (2016).
  4. Al-Jaishi, A. A., et al. Patency rates of the arteriovenous fistula for hemodialysis: a systematic review and meta-analysis. American Journal of Kidney Diseases. 63 (3), 464-478 (2014).
  5. Rocco, M. V., Bleyer, A. J., Burkart, J. M. Utilization of inpatient and outpatient resources for the management of hemodialysis access complications. American Journal of Kidney Diseases. 28 (2), 250-256 (1996).
  6. Roy-Chaudhury, P., Sukhatme, V. P., Cheung, A. K. Hemodialysis vascular access dysfunction: a cellular and molecular viewpoint. Journal of the American Society of Nephrology. 17 (4), 1112-1127 (2006).
  7. Quencer, K. B., Arici, M. Arteriovenous Fistulas and Their Characteristic Sites of Stenosis. AJR: American Journal of Roentgenology. 205 (4), 726-734 (2015).
  8. Kian, K., Asif, A. Cephalic arch stenosis. Semin Dial. 21 (1), 78-82 (2008).
  9. Agarwal, A. K. Central vein stenosis. American Journal of Kidney Diseases. 61 (6), 1001-1015 (2013).
  10. Glanz, S., et al. Axillary and subclavian vein stenosis: percutaneous angioplasty. Radiology. 168 (2), 371-373 (1988).
  11. Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), H1718-H1725 (2013).
  12. North American Symptomatic Carotid Endarterectomy Trial. Methods, patient characteristics, and progress. Stroke. 22 (6), 711-720 (1991).
  13. Kuwahara, G., et al. CD44 Promotes Inflammation and Extracellular Matrix Production During Arteriovenous Fistula Maturation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 1147-1156 (2017).
  14. Protack, C. D., et al. Eph-B4 regulates adaptive venous remodeling to improve arteriovenous fistula patency. Scientific Reports. 7 (1), 15386(2017).
  15. Payne, H., Brill, A. Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis. J Vis Exp. (130), (2017).
  16. Nam, D., et al. Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1535-H1543 (2009).
  17. Ene-Iordache, B., Remuzzi, A. Disturbed flow in radial-cephalic arteriovenous fistulae for haemodialysis: low and oscillating shear stress locates the sites of stenosis. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 27 (1), 358-368 (2012).
  18. Yamamoto, K., et al. Disturbed shear stress reduces Klf2 expression in arterial-venous fistulae in vivo. Physiological reports. 3, (2015).
  19. Remuzzi, A., Ene-Iordache, B. Novel paradigms for dialysis vascular access: upstream hemodynamics and vascular remodeling in dialysis access stenosis. Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 8 (12), 2186-2193 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Модель АВФ у мышейстеноз НПВхирургическая процедурадопплеровское ультразвуковое исследованиестеноз венового трансплантатапервичный гемостазинфраренальный отдел аортывенозная фистула
Murine Модель центрального венозного стеноза с использованием аортокавальной фистулы с оттоком стеноз
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.