Методическая статья

Инвазивная гемодинамическая оценка правой желудочковой системы и гипоксия-индуцированной легочной артериальной гипертензии у мышей

8.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/60090

⸱

24 октября 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Key Laboratory of Pre-clinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Laboratory Animal Center, Peking University, 3Center of Cardiac Surgery for Adults, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол для выполнения инвазивной гемодинамической оценки правого желудочка и легочной артерии у мышей с использованием подхода с открытой грудной клеткой.

Аннотация

Легочная артериальная гипертензия (ПАГ) является хроническим и тяжелым сердечно-легочным расстройством. Мыши являются популярной моделью животных, используемых для имитации этого заболевания. Тем не менее, оценка правого желудочкового давления (РВП) и давления легочной артерии (PAP) остается технически сложной задачей у мышей. РВП и ППА труднее измерить, чем давление левого желудочка из-за анатомических различий между левой и правой сердечной системами. В этой работе мы описываем стабильный метод гемодинамического измерения правого сердца и его проверку с использованием здоровых и ПАУ мышей. Этот метод основан на операции на открытой грудной клетке и поддержке искусственной вентиляции легких. Это сложная процедура по сравнению с закрытыми процедурами грудной клетки. Хотя хорошо обученный хирург необходим для этой операции, преимущество этой процедуры является то, что он может генерировать как RVP и PAP параметров в то же время, так что это предпочтительная процедура для оценки моделей ПАУ.

Введение

Легочная артериальная гипертензия (ПАУ) является хроническим и тяжелым сердечно-легочным расстройством с повышением давления легочной артерии (ППА) и давлением правого желудочка (РВП), которое вызвано клеточной пролиферацией и фиброзом малых легочных артерий 1. Катетеры легочной артерии, также называемые катетерами Лебедя-Ганца2,широко используются в клиническом мониторинге РВП и ППА. Кроме того, беспроводная система мониторинга PAP была использована клинически3,4,5. Для имитации заболевания для изучения у мышей, гипоксическая среда используется для имитации клинических проявлений человека ПАУ6. При оценке PAP у животных, крупных животных относительно легко контролировать с помощью легочной артерии катетеров с использованием той же техники, как для человека, но мелких животных, таких как крысы и мыши трудно оценить из-за их небольшой размер тела. Гемодинамическое измерение правой желудочковой системы у мышей возможно с ультрамалым размером 1 Fr катетер7. Метод измерения РВП и PAP у мышей был зарегистрирован в литературе8,9, но методология не имеет подробного описания. РВП и ППА являются более сложными для измерения, чем давление левого желудочка из-за анатомических различий между левой и правой сердечной систем.

Чтобы получить параметры PAP и RVP в одной и той же мыши, мы описываем подход на основе операции на открытой груди для измерения гемодинамических измерений правого сердца, его проверки здоровыми и ПАУ мышами, а также о том, как избежать генерации искусственных данных во время сложной открытой груди Хирургии. Хотя этот метод лучше всего выполняется хорошо обученным хирургом, он имеет то преимущество, что в состоянии оценить PAP и RVP в той же мыши.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Протокол о животных был рассмотрен и одобрен Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию в больнице Фувай, Китайской академии медицинских наук, Пекинском медицинском колледже Союза (NO.0000287). Экспериментальные животные были размещены и кормили в соответствии с руководящими принципами благополучия животных в Китае.

ПРИМЕЧАНИЕ: 8- до 12-недельный самец C57BL мышей были размещены в среде с 12 ч темный / 12 ч светового цикла. PAH мышей были размещены в течение 4 недель под концентрацией кислорода 10%, поддерживается кислородом контролируемой гипоксии камеры, чтобы вызвать легочную гипертензию, и контроль мышей были размещены в комнате воздуха (21% кислорода) в одинаковых условиях. Измерения РВП и ППА были проведены в конце 4 недель гипоксии вызов.

1. Предоперационная подготовка

  1. Замочите катетер преобразователя давления (размер: 1 Fr) в 0,9% сольника при комнатной температуре, по крайней мере 30 минут до гемодинамического эксперимента.
  2. Фильтр 2,2,2-Трибромотанол раствор с 0,22 мкм фильтр и хранить в 4-градусный холодильник.
  3. Подготовьте очищенные инструменты хирургии и материалы, такие как перчатки для хирургии.
  4. Приготовьте 10 мл 1,0% раствора пищеварительного фермента для очистки катетера.
  5. Подключите катетер преобразователя давления к системе давления-объема.
  6. Калибрать преобразователь давления до получения измерений давления для каждой мыши.
    1. Поверните ручку калибровки до 0 мм рт. ст. и 25 мм рт. ст., чтобы отправить сигнал давления проверки в программное обеспечение для сбора данных и настроить настройку калибровки в программном обеспечении.
    2. Поверните ручку к Transducer и отрегулируйте ручку баланса к нулю базовой линии.
  7. Настройка стандартного стереомикроскопа и контролируемого температурой хирургического стола для поддержания температуры тела во время операции.
  8. Настройка системы освещения света для микрохирургии, чтобы обеспечить достаточно света над хирургической области.

2. Операция с открытым грудным оком и гемодинамическое измерение

  1. Анестезия мышей с 250 мг/кг 2,2,2-Трибромотанол через интраперитонеальной (i.p.) инъекции. При необходимости повторите дополнительные дозы в 1/3 до 1/2 от первоначальной дозы во время процедуры.
  2. Удалить грудь и шею меха с помощью бритвы и удаления волос лосьон(Рисунок 1A, 2A).
  3. Безопасный каждой мыши в положении на спине на температуре контролируемых малых животных хирургический стол, чтобы помочь поддерживать температуру тела (37 градусов по Цельсию) во время операции.
  4. Очистите хирургическое место с 70% этанала.
  5. После анестезии в силу, подтвердить адекватную индукцию анестезии с использованием ног щепотку.
  6. Сделайте разрез средней линии на коже шеи(рисунок 1А).
  7. Вскрыть скелетную мышцу с помощью изогнутых щипцы и разоблачить трахеи(Рисунок 1B, 1C).
  8. Выполняйте интубацию через рот с помощью модифицированного 22 G внутривенного катетера оболочки. Подтвердите, что трубка находится в трахеее с помощью щипк(рисунок 1D).
  9. Подключите трубку к небольшому аппарату искусственной вентиляции легких животных. Рассчитайте и установите скорость дыхания и приливный объем на основе массы тела в соответствии с вентилятором пользователя руководства10. Например, установите частоту дыхания до 133/мин, а приливного объема до 180 л для мыши объемом 30 г на основе описанного расчета.
  10. Защищайте трубку для вентиляции с помощью ленты.
  11. Подтвердите адекватную индукцию анестезии с помощью щепотки.
  12. Сделайте разрез средней линии на коже грудной клетки и тщательно вскрыть мышцы грудной клетки с помощью каутери инструмент(Рисунок 2B, 2C).
  13. Вырезать грудину с помощью ножниц посередине и разоблачить грудной полости(рисунок 2D).
  14. Предотвратить кровотечение с помощью каутери инструмент во время операции на открытой груди хирургии.
  15. Выставить правый желудочек с помощью ретракторов(рисунок 2E).
  16. Вставьте солен-пропитанный катетер преобразователя давления через небольшой туннель, созданный с иглой 25 G в правый желудочек для измерения RVP(Рисунок 2F и Рисунок 3A, 3C).
  17. Держите катетерный кабель и пересеките легочный клапан в соосно с легочной артерией. Наблюдайте форму давления и получите стабильный сигнал PAP(Рисунок 3B, 3D).
  18. Запись гемодинамических данных с помощью системы и программного обеспечения для сбора данных.
  19. После окончательных измерений, эвтаназии мышей гуманно через i.p. инъекции избыточной дозы 2,2,2-Tribromoethanol раствора.
  20. Тщательно удалите катетер из правой сердечной системы и поместите в шприц 1 мл, содержащий 1% раствор пищеварительного фермента.
  21. Используйте дистиллированную воду, чтобы непрерывно промыть катетер тщательно и хранить его в оригинальной коробке.

3. Анализ данных гемодинамики

ПРИМЕЧАНИЕ: Гемодинамические данные были записаны и проанализированы с помощью аналитического программного обеспечения11 (Таблица материалов).

  1. Для каждой мыши выберите не менее 10 непрерывных и стабильных циклов сердцебиения без шума, чтобы получить средние данные RVP или PAP по каждому параметру.
  2. Используйте Студенческая t-testдля сравнения нормального управления воздухом и групп гипоксии. ПРИМЕЧАНИЕ: р Злт; 0,05 считалось статистически значимым. Данные представлены в виде среднего sD.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Катетер преобразователя давления был вставлен в правый желудочек(рисунок 3А) через туннель, расширенный 25 G иглой, и была получена типичная волновая форма RVP(рисунок 3C). Катетер постоянно корректировался и медленно продвигался и держался в той же оси, что и легочная артерия, проходя через легочной клапан(рисунок 3В). Когда датчик давления был успешно вставлен в легочную артерию, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Интубация трахеи является первым важным шагом для операций на открытой груди. Классический метод интубации трахеи для мелких животных, таких как крысы или мыши, включает в себя создание Т-образного разреза на трахеееи и непосредственное вставки Трэхеальных труб типа Y в трахею. На практике мы обнаруживаем, что этот метод не является легким во время работы. Транзи(-тюбинг типа Y слишком велик для мелких животных и образует угол с трахеей. Таким образом, трудно исправить трубки на месте. Кроме того, как только интубация тр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование поддерживается последипломным образованием и реформой преподавания проекта Пекинского союза медицинского колледжа (10023-2016-002-03), Фувай больницы молодежный фонд (2018-F09), и директор фонда Пекинключевые лаборатории доклинических исследований и Оценка материалов для сердечно-сосудистых имплантатов (2018-PT2-NoR05).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2,2,2-трибромэтанолSigma-AldrichT48402-5GДля анестезии
Регулятор температуры животныхPhysitemp Instruments, Inc.TCAT-2LVДля контроля температуры
Щипцы для рассеченияFine Science Tools, Inc.11274-20Для хирургии
Система прижигания GeminiGEM 5917Для хирургии
Катетер внутривенный (22G)BD ангиокат381123Для интубации
LabChart 7.3ИнструментыДля анализа данных
Система светового освещенияOlympusДля хирургии
катетер Mikro-TipMillar Instruments, Хьюстон, ТехасSPR-1000Для измерения давления
Millar Pressure-Volume SystemsMillar Instruments, Хьюстон, ТехасMVPS-300Для измерения давления
Контроллер O2 и камера гипоксииBiospherixProOx 110Для хронической гипоксии
Система сбора данных PowerLabADInstrumentsPowerLab 16/30Для записи данных
НожницыFine Science Tools, Inc.14084-08Для хирургии
Аппарат искусственной вентиляции легких для мелких животныхАппарат HarvardMini-Vent 845Для хирургии
СтереомикроскопOlympusSZ61Для хирургии
Хирургическая лента3MДля хирургии
Фермент Terg-a-ZymeSigma-AldrichZ273287-1EAДля чистки катетера

Ссылки

  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130 (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119 (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17 (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377 (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7 (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. , Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299 (6), 2069-2075 (2010).
  9. Skuli, N., et al. Endothelial deletion of hypoxia-inducible factor-2alpha (HIF-2alpha) alters vascular function and tumor angiogenesis. Blood. 114 (2), 469-477 (2009).
  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. , Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. , Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
  12. Marius, M. H., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 62 (25), 42-50 (2013).
  13. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  14. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  15. Chen, W. C., et al. Right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice. Journal of Visualized Experiments. (71), 50023(2013).
  16. Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic characterization of rodent models of pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (110), 53335(2016).
  17. Chen, M. Berberine attenuates hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension via bone morphogenetic protein and transforming growth factor-β signaling. Journal of Cellular Physiology. , (2019).
  18. Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. The Sugen 5416/Hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension. Experimental Models of Cardiovascular Diseases. Methods in Molecular Biology. vol 1816. Ishikawa, K. , Humana Press. New York, NY. (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи