Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Экспериментальный подход к изучению лептина сигнализации в сонной телах и его влияние на контроль дыхания

5.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/60298

⸱

25 октября 2019 г.

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Johns Hopkins University, 2Instituto de Biomedicina de Sevilla (IBiS), Centro de Investigación Biomédica en Red de Enfermedades Respiratorias (CIBERES), Hospital Universitario Virgen del Rocío/Universidad de Sevilla

В этой статье

Краткое содержание

Наше исследование фокусируется на воздействии лептина сигнализации в сонной артерии (CB) на гипоксической вентиляционной реакции (HVR). Мы провели эксперименты «потеря функции», измеряя влияние лептина на HVR после денервации ЦБ и «выгоды функции» экспериментов, измеряя HVR после переэкспрессии рецептора лептина в ЦБ.

Аннотация

Адипоцит производства гормона лептина является мощным стимулятором дыхания, который может играть важную роль в защите дыхательной функции при ожирении. Сонных тел (CB), ключевой орган периферической гипоксической чувствительности, выразить длительный функциональный изоформы рецептора лептина (LepRb), но роль лептина сигнализации в контроле дыхания не была полностью выяснена. Мы изучили гипоксический вентиляционный ответ (HVR) (1) у мышей C57BL/6J до и после вливания лептина на базовом уровне и после денервации ЦБ; (2) в LepRb-дефицитных тучных дБ/дб мышей на базовом уровне и после переэкспрессии LepRb в CBs. У мышей C57BL/6J, лептин увеличил HVR и эффекты лептина на HVR были отменены денервацией CB. В db/db мышей, LepRb выражение в CB увеличило HVR. Таким образом, мы делаем вывод, что лептин действует в ЦБ для увеличения реакции на гипоксию.

Введение

Адипоцит производится гормон лептин действует в гипоталамусдляе для подавления прием пищи и увеличение скорости обмена веществ. Исследования, проведенные в нашей лаборатории1,2 и другими следователями3,4 показали, что лептин увеличивает гиперкапный вентиляционный ответ (HVR) предотвращения ожирения гиповентиляции в лептине неполноценного ожирения. Тем не менее, большинство людей, страдающих ожирением имеют высокий уровень плазмы лептина и демонстрируют устойчивость к метаболическим и респираторным эффектам гормона5,6,7,8. Сопротивление лептину является многофакторным, но ограниченная проницаемость гематоэнцефалического барьера (BBB) к лептину играет важную роль. Мы предлагаем, чтобы лептин действует ниже BBB в ключевом органе периферической гипоксической чувствительности, сонных тел (CB), чтобы защитить дыхание у людей с ожирением. ЦБ выражают длинную функциональную изоформу рецептора лептина, LepRb, но роль ЦБ в респираторных эффектах лептина недостаточно прояснена9,10.

Целью нашего метода было изучение влияния лептина сигнализации в ЦБ на HVR. Наше обоснование состояло в том, чтобы выполнять (а) потерю функциональных экспериментов, вливающих лептин у мышей с нетронутыми сонной артерией и денерватированными сонной артерией, за которыми следуют измерения HVR; b) увеличение функциональных экспериментов на дб/дб мышах, не хватает LepRb, в которых мы измеряли HVR на базовом уровне и после выражения LepRb исключительно в ЦБ. Преимуществом наших техник было то, что мы проводили все наши эксперименты на безудержных безобездененных мышах во время сна и бодрствования. Предыдущие исследователи либо проводили свои эксперименты под наркозом9, либо не измеряли эффекты лептина во время сна10. Кроме того, наше исследование является первым использовать уникальный прирост функционального подхода с селективным выражением LepRb в CB описано выше.

В широком контексте, наш подход может быть обобщен к другим рецепторам, выраженным в ЦБ и их роль в гипоксической чувствительности. Следователи могут наполнить лиганд рецептором интереса и измерить HVR на базовом уровне и после денервации ЦБ. В качестве дополнительного подхода, рецептор интереса может быть перевыражен в CB и HVR измерения могут быть выполнены до и после переэкспрессии с использованием нашей технологии, описанной в этой рукописи.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные протоколы были утверждены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию (MO18M211).

1. Настой лептина

ПРИМЕЧАНИЕ: Для того, чтобы изучить влияние лептина на дыхание, мы влились лептина подкожно в худой C57BL/6J мышей осмотического насоса для повышения циркулирующих уровней лептина для тех, наблюдается в тучных мышей.

  1. Осмотическая подготовка насоса
    1. Взвесьте пустой насос, чтобы проверить чистый вес нагруженного раствора.
    2. Добавьте лептин (5 мг/мл) в осмотический насос (1 л/ч в течение 3 дней). Заполните насос небольшим шприцем (1 мл). После заполнения, закрыть насос с при условии, тупой наконечником 27 калибровочных заполнения трубки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Шприц и прикрепленная трубка должны быть свободны от пузырьков воздуха.
    3. После заполнения, взвесить насос еще раз, чтобы проверить чистый вес раствора.
    4. Вставьте насос лептина подкожно в межлопатулярной области.
      ПРИМЕЧАНИЕ:       Если вы хотите начать вливание немедленно, инкубировать предварительно заполненный насос в стерильных солевой раствор на 37 градусов по Цельсию, по крайней мере от 4 до 6 ч (желательно на ночь).

2. Гипоксический вентиляционный ответ (HVR)

ПРИМЕЧАНИЕ: Термонейтральные условия устраняют стрессовые факторы, налагаемые прохладной температурой окружающей среды, и значительно изменяют обмен веществ у мышей. Таким образом, все дыхательные измерения должны быть выполнены в термонейтральных условиях (т 30 градусов по Цельсию) с помощью неонатального инкубатора12 (рисунок 1A). Для всех измерений использовалась целая камера плейсмографии (ВБП). Все животные должны быть акклиматизированы к барометрической камере плейсмографии и к фиктивному воротнику шеи для последующей записи оксиметрии пульса в течение 3-5 дней до измерений HVR. HVR записывается между 10 am и 5 PM. HVR подавляется во время сна, поэтому его можно измерить отдельно во время сна и тихого бодрствования13. Для обеспечения конкретной стадии сна-бодрствования животного во время измерения HVR, ЭЭГ / ЭМГ электроды должны быть имплантированы в качестве ЭЭГ / ЭМГ headmount, как ранее описано14. Необходимо, чтобы животные восстанавливали не менее 72 ч после ошёл. Постановка сна должна быть выполнена в 5-х эпохах. Сон NREM распознается медленной волновой активностью ЭЭГ, занимающей более 50% эпохи. Тихое бодрствование проявляется в активности альфа-ЭЭГ при отсутствии движений. Rem сон определяется преобладающей альфа и тета ЭЭГ деятельности при наличии снижения мышечного тонуса на ЭМГ. Как правило, REM сон не наблюдается во время hVR газовых проблем.

  1. Протокол записи HVR
    1. Используйте камеру WBP следующего размера: внутренний диаметр 80 мм, высота 50,5 мм и объем 0,4 л. Камера WBP состоит из двух камер, герметичных и эталонных камер, а также круговой платформы для размещения мыши14 (рисунок 1B). Приток и отток внутри камеры контролируются источниками положительного и отрицательного давления, поддерживающими атмосферное давление. Этот контроль создает устойчивый поток смещения в камере и предотвращает удержание CO2. Для получения более подробной информации о WBP создана, см Эрнандес и коллеги15.
    2. Измерьте температуру внутри камеры и относительную влажность в помещении до размещения мыши в WBP.
    3. Измерьте массу тела и ректальную температуру.
    4. Положите ошейник оксиметра вокруг шеи мыши (область должна быть предварительно побрился).
    5. Поместите мышь внутри WBP и убедитесь, что камера полностью опечатана, чтобы избежать утечки воздуха.
    6. Подождите около 30 минут, пока мышь не затихнет и камера не будет в постоянном объеме.
    7. Нормоксия: после 30 мин, если мышь тихая, начните записывать дыхательные сигналы и насыщение периферического кислорода (SpO2) на фазе нормоксии (21% FiO2 при 1 атме давления) в течение 20 мин, используя LabChart 7 Pro (версия 7.2).
    8. Гипоксия: после 20 мин тихой нормоксии, начать запись первого цикла острой гипоксии и SpO2. Для фазы гипоксии, подвергать животных к постоянному смешанному потоку газа, состоящий на 10% O2 и 3% CO2 в течение 5 мин.
      1. В течение первых 30 сек гипоксии, смешанный газ течет через камеру через 2 небольших боковых портов на базе позволяет FiO2 упасть с 21% (на 1 атм давления) до 10%.
      2. После первых 30 с, закрыть один из небольших боковых портов камеры WBP и держать запись на постоянной гипоксии на 10% FiO2 в течение 5 минут.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Смесь 10% O2 и 3% CO2 при гипоксии используется для поддержания эвкапнеи11.
    9. После 5 минут гипоксии, подвергать мышь в комнате воздуха снова (21% FiO2 на 1 атм давления) путем переключения источника притока.
    10. Подождите, по крайней мере 30 минут до следующей записи normoxia для того, чтобы оправиться от предыдущего гипоксического воздействия, чтобы избежать вентилятора свертывания явление (т.е. центральное подавление дыхания во время гипоксии16).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Повторите циклы нормоксии/гипоксии три раза в каждой мыши, чтобы обеспечить воспроизводимость измерений. По нашему опыту, дополнительные (более 3 раз в данный день) гипоксические воздействия следует избегать, из-за вентиляционной адаптации (явление свертывания).
    11. В конце эксперимента откалибруем камеру WBP (с помощью мыши все еще внутри) путем введения 1 мл комнатного воздуха 3 раза со шприцем, подключенным к одному из небольших боковых портов у основания камеры.
    12. Измерьте температуру в камере снова с животным внутри его.
    13. Откройте камеру и измерьте ректальную температуру мыши, прежде чем поместить ее обратно в домашнюю клетку.
  2. Расчет HVR
    1. Оцифровать все сигналы для расчета HVR на уровне 1000 Гц (частота выборки на канал).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Анализ приливного объема WBP выполняется в Lab Chart 7 на основе уравнения Дрорбо и Фенна17. Требуемые переменные включают температуру прямой кишки мыши и температуру камеры (до и после измерения HVR), относительную влажность, и постоянную камеру газа. Эта константа является результатом отклонения давления WBP после 1 мЛ инъекций воздуха в фазе калибровки. Для получения более подробной информации, см Эрнандес и коллеги15.
    2. После расчета уравнения Дрорбо и Фенна, умножьте приливный объем (Vt) камерный канал на константу.
    3. Выбор записей для анализа
      1. Нормоксия: выберите только участки устойчивого дыхания с постоянным приливным объемом. Избегайте секций в непосредственной близости от движений мыши.
      2. Гипоксия: отбросить первые 30 с, когда O2 уровни снижаются с 21% до 10%, выберите разделы от 30 с до 2 мин 10% O2 воздействия (интервал 90 с). В течение этого интервала выберите только секции с устойчивым дыханием с постоянным приливным объемом. Избегайте секций в непосредственной близости от движений мыши. Анализ является надежным, если по крайней мере 10 с гипоксии выбран в каждом цикле.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Периферийный компонент chemoreflex регулируется ЦБ преобладает в течение первых 1-2 мин воздействия16,18,19. Во время второй фазы, между 2 мин и 5 мин гипоксического воздействия, как периферийный и центральный компонент играют определенную роль. Наконец, третья фаза, 5 мин, характеризуется гиповентиляцией (феномен свертывания), регулируется преимущественно центральными хеморецепторами. Наш опыт показывает, что мыши часто просыпаются во время гипоксической экспозиции из-за ручных переключателей в источнике воздушного потока.
    4. После отбора вычислите среднее минутное вентиляции (VE)при нормоксических и гипоксических условиях с помощью формулы VE и частоты дыхания X приливного объема.
    5. Рассчитайте среднее SpO2 при нормоксии и гипоксии.
    6. Рассчитайте HVR вручную, используя формулу HVR (VE (10% O2) - VE (21%O2)) / (SpO2 (10% O2) - SpO2 (21% O2)).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В C57BL/6J мышей, осмотический насос для инфузии лептина может ухудшить точное обнаружение сигнала SpO2 воротником шеи. В этом случае, HVR рассчитывается на основе значений FiO2 в нормоксических и гипоксических условиях, как HVR q VE / »FiO211.

3. Сонтидное тело Денервация или рассечение нервов синусовой сомарки (CSND)

ПРИМЕЧАНИЕ: Мы выполнили комбинированную хирургическую и химическую денервацию с одной неделей друг от друга, потому что хирургическая денервация сама по себе не отменяет гипоксического хеморефлекса.

  1. Хирургическая подготовка
    1. Выполните все процедуры на взрослых мышах C57BL/6J. Стерилизовать все хирургические инструменты. Используйте стерильные хирургические перчатки, шприцы и хлопчатобумажные аппликаторы.
    2. Обезождение мужчин C57BL/6J мышей с 1-2% изофруран с помощью носового конуса и место теплое одеяло для предотвращения переохлаждения. Изофлуран тщательно титрдляют для поддержания частоты дыхания на уровне 1 Гц (60 вдохов/мин). Адекватность анестезии перед началом операции будет оцениваться по частоте дыхания, отсутствию движений и звуковых шумов, отсутствию реакции на тактильные раздражители и переднюю или заднюю педаль снятия рефлекса.
    3. Администрирование Бупренорфин (0,05 мг/кг) интраперитонеально для предотвращения боли дискомфорта. Удалить волосы в брюшной области шеи и дезинфицировать области с бетадином и алкоголем.
    4. Для предотвращения высыхания роговицы, смазать глаза мышей стерильной офтальмологический мазь во время анестезии.
  2. Процедуры CSND
    Этап 1: Хирургическая денервация
    1. После разреза средней линии, разоблачить бифуркации общих сонных артерий, удалив соединительные ткани и жировой ткани.
    2. Определите гипоглоссальный нерв, который обычно очень заметен, а затем поднимите его, чтобы разоблачить глософофальный нерв сразу под ним. Вскрыть сонной синусовых нервов на двусторонней основе с помощью микро пружинных ножниц.
    3. Закройте разрез 6-0 шелковым швом.
    4. Администрирование 1 мл нормального солей подкожно для предотвращения обезвоживания.
    5. Дом мышей в камере восстановления и контролировать их поведение каждые 15 минут в течение первоначального 1 ч, пока мыши не прийти в сознание, чтобы сохранить суровый recumbency. Верните мышей в их домашние клетки после того, как они полностью выздоровеют. Продолжайте следить за мышами два раза в день в течение следующих 3 дней. Дайте дополнительный бупренорфин, если мыши проявляют какие-либо признаки боли (например, снижение аппетита, беспокойство).
      Этап 2: Химическая денервация
    6. Через неделю после операции покрасьте сонную артерию раствором 2% фенола, разбавленным в этаноле в точках ветвления от глософогенного нерва до черепного полюса ЦБ. Такая же послеоперационная помощь должна быть оказана после химической денервации, как описано выше в хирургическом отделении денервации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для фиктивной группы хирургии, те же процедуры выполняются, за исключением сонной синусовой нерв рассечения.
    7. Пусть животные восстановить в течение 5-7 дней до HVR измерений.

4. Выражение LepRb в ЦБ с использованием аденовирусного вектора(Ad-LepRb) против контроля(Ad-Lac)

  1. Подвеска Ad-LepRb и Ad-Lac
    1. Трансфект мышей с аденовирусом(Ad-LepRb-GFP, 2-5x1010 pfu/mL для переэкспрессии, Ad-Lacz, 1 х10 pfu/mL для контроля) в область ЦБ.
    2. Оттепель матрицы Matrigel путем погружения флакона во льду в холодильнике 4 кВ на ночь.
    3. Аккуратно приостановить аденовирус в жидкой матрице Matrigel на 1:5 (1 л матрицы Matrigel и 4 Зл аденовируса применяется на двусторонней основе).
    4. Всегда держите вирусную подвеску на льду до тех пор, пока она не будет применена в ЦБ.
  2. Хирургическая подготовка
    1. Используйте те же хирургические инструменты, что и протокол CSND.
    2. Анестезия LepRb-дефицитный db/db мышей с 2-2,5% изофруран с помощью носового конуса и поместите животных на теплое одеяло, чтобы предотвратить переохлаждение. Изофлуран тщательно титрдляют для поддержания частоты дыхания на уровне 1 Гц (60 вдохов/мин). Адекватность анестезии будет оцениваться по частоте дыхания, отсутствию движений и звуковых шумов, отсутствию реакции на тактильные раздражители и рефлектору снятия педаль передних конечностей или задних конечностей.
    3. Администрировать бупренорфин (0,05 мг/кг) интраперитоне.
    4. Удалите волосы в брюшной области шеи и дезинфицировать области с бетадином и алкоголем, как в протоколе CSND.
    5. Для предотвращения высыхания роговицы, смазать глаза мышей стерильной офтальмологический мазь во время анестезии.
  3. Аденовирусное лечение ЦБ
    1. Разоблачить ЦБ, как описано в протоколе CSND, и применить 5 ЗЛ вирусной приостановки в области ЦБ на двусторонней основе.
    2. Подождите 2-3 мин, пока жидкая матрица Matrigel не станет гелем. Подтвердив, что вирусная подвеска была застыла, закройте разрез 6,0 шелковым швом.
  4. После операции
    1. Дом мышей в камере восстановления и контролировать их поведение каждые 15 минут в течение первоначального 1 ч, пока мыши не прийти в сознание, чтобы сохранить суровый recumbency. Верните мышей в их домашние клетки после того, как они полностью выздоровеют. Продолжайте следить за мышами два раза в день в течение следующих 3 дней. Дайте дополнительный бупренорфин, если мыши проявляют какие-либо признаки боли (например, снижение аппетита, беспокойство).
    2. Администрирование бупренорфин (0,05 мг/кг) интраперитонево по мере необходимости для предотвращения болезненного дискомфорта в послеоперационный период.
    3. Измерение HVR через 9 дней после трансфекции аденовируса.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Непрерывный настой лептина значительно увеличил HVR у худых мышей C57BL/6J с 0,23 до 0,31 мл/мин/г/г/зФиО2 (P lt; 0.001, Рисунок 2)11. CSND отменила лептин-индуцированное увеличение HVR(Рисунок 2), в то время как никаких ослаблений эффекты CSND на HVR наблюдались в группе фиктивных хирургии после инфузии лептина.

Выражение LepRb в CB LepRb-дефицитных тучных

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Основное внимание в нашем исследовании было уделено изучению респираторных эффектов сигналиции лептина в ЦБ. Для оценки роли лептина в механистической манере было разработано несколько протоколов. Во-первых, конкретный вклад ЦБ в HVR был проанализирован путем тщательной количественной оценки HVR в течение первых 2 минут гипоксического воздействия. Во-вторых, актуальность ЦБ в лептино-опосредованного дорегулирования контроля дыхания была изучена двумя взаимодополняющих подходами. У худощавых мышей дикого типа с низким уро...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют противоречивых интересов или раскрытия информации.

Благодарности

R01HL138932, RO1HL133100, RO1HL128970, AHACDA34700025

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 мл инсулиновых шприцевBD Biosciences309311
1x PBS (pH 7,4)Gibco10010-023500 мл
Ad-LaczDr. Christopher Rhodes (University of Chicago)1 x 1010 pfu/
mLAd-LepRb-GFPVectorBiolabsADV-2633802-5 x 1010 pfu/ml
Тележка для анестезииAtlantic Biomedical
BetadinePurdue Products Ltd.12496-0757-5
Бупренорфин (Бупренекс)Reckitt Benckiser Healthcare Ltd.12496-0757-50,3 мг/мл
C57Bl/6JЛаборатория Джексона000664мышей
Штамм Ватные марлевые губкиFisherbrand22-362-178
db/dbЛабораторный000697Джексон Штамм мышей
ЭтанолPharmco-AAPER111000200
изофлуранаВетон502017
лаборатории ChartData Science International (DSI)Software
Matrigel MatrixBD Biosciences356234
Микропружинные ножницыWorld Precision Instruments (WPI)14124
Mouse Ox PlusSTARR Life Sciences Corp.Программное обеспечение
мышь Ox Plus Collar SensorSTARR Life Sciences Corp.015022-2Средний зажим для воротника специальный 7"
Камера плетизмографии всего тела мышиData Science International (DSI)PLY3211
Инкубатор Ohio Care PlusOhmedaHCHD000173
операционные ножницыWorld Precision Instruments (WPI)501753-GПрямой
осмотический насосAlzet1003D1 μ Л/ч, 3 дня
ФенолСигма-ОлдричP4557
Рекомбинантный белок лептина мышиR& D systems498-OB-05M5 мг
физиологического раствораRICCA Chemical7210-160,9% Хлорид натрия
Стерильный хирургический шовный материалDemeTechDT-639-1Шелк, размер 6-0
ТермометрИнновационные калибровочные решения (INNOCAL)EW 20250-91

Ссылки

  1. O'donnell, C. P., et al. Leptin prevents respiratory depression in obesity. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159, 1477-1484 (1999).
  2. Polotsky, V. Y., et al. Female gender exacerbates respiratory depression in leptin-deficient obesity. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 164, 1470-1475 (2001).
  3. Bassi, M., et al. Central leptin replacement enhances chemorespiratory responses in leptin-deficient mice independent of changes in body weight. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 464, 145-153 (2012).
  4. Inyushkina, E. M., Merkulova, N. A., Inyushkin, A. N. Mechanisms of the respiratory activity of leptin at the level of the solitary tract nucleus. Neuroscience and Behavioral Physiology. 40, 707-713 (2010).
  5. Considine, R. V., et al. Serum immunoreactive-leptin concentrations in normal-weight and obese humans. New England Journal of Medicine. 334, 292-295 (1996).
  6. Maffei, M., et al. Leptin levels in human and rodent: measurement of plasma leptin and ob RNA in obese and weight-reduced subjects. Nature Medicine. 1, 1155-1161 (1995).
  7. Phipps, P. R., Starritt, E., Caterson, I., Grunstein, R. R. Association of serum leptin with hypoventilation in human obesity. Thorax. 57, 75-76 (2002).
  8. Berger, S., Polotsky, V. Y. Leptin and Leptin Resistance in the Pathogenesis of Obstructive Sleep Apnea: A Possible Link to Oxidative Stress and Cardiovascular Complications. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2018, 5137947(2018).
  9. Ribeiro, M. J., et al. High fat diet blunts the effects of leptin on ventilation and on carotid body activity. The Journal of Physiology. 96, 3187-3199 (2018).
  10. Yuan, F., et al. Leptin signaling in the carotid body regulates a hypoxic ventilatory response through altering TASK channel expression. Frontiers in Physiology. 9, 249(2018).
  11. Caballero-Eraso, C., et al. Leptin acts in the carotid bodies to increase minute ventilation during wakefulness and sleep and augment the hypoxic ventilatory response. The Journal of Physiology. 591, 151-172 (2018).
  12. Jun, J. C., Shin, M. K., Yao, Q., Devera, R., Fonti-Bevans, S., Polotsky, V. Y. Thermoneutrality modifies the impact of hypoxia on lipid metabolism. American Journal of Physiology Endocrinology and Metabolism. 304, 424-435 (2012).
  13. Polotsky, V. Y., et al. Impact of interrupted leptin pathways on ventilatory control. Journal of Applied Physiology. 96, 991-998 (2004).
  14. Pho, H., et al. The effect of leptin replacement on sleep-disordered breathing in the leptin-deficient ob/ob mouse. Journal of Applied Physiology. 120, 78-86 (2016).
  15. Hernandez, A. B., et al. Novel whole body plethysmography system for the continuous characterization of sleep and breathing in a mouse. Journal of Applied Physiology. 112, 671-680 (2012).
  16. Powell, F. L., Milsom, W. K., Mitchell, G. S. Time domains of the hypoxic ventilatory response. Respiration Physiology. 112, 123-134 (1998).
  17. Drorbaugh, J. E., Fenn, W. O. A barometric method for measuring ventilation in newborn infants. Pediatrics. 16, 81-87 (1955).
  18. Duffin, J. Measuring the ventilatory response to hypoxia. The Journal of Physiology. 587, 285-293 (2007).
  19. Teppema, L. J., Dahan, A. The Ventilatory Response to Hypoxia in Mammals: Mechanisms, Measurement, and Analysis. Physiological Reviews. 90, 675-754 (2010).
  20. Nurse, C. A., Fearon, I. M. Carotid body chemoreceptors in dissociated cell culture. Microscopy Research and Technique. 59, 249-255 (2002).
  21. Kumar, P., Prabhakar, N. R. Peripheral chemoreceptors: function and plasticity of the carotid body. Comprehensive Physiology. 2, 141-219 (2012).
  22. Roux, J. C., Peyronnet, J., Pascual, O., Dalmaz, Y., Pequignot, J. M. Ventilatory and central neurochemical reorganisation of O2 chemoreflex after carotid sinus nerve transection in rat. The Journal of Physiology. 522, 493-501 (2000).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Гипоксическая вентиляторная реакциядиссекция нерва каротидного синусааденовирусная трансфекциягиперэкспрессия LepRbплетизмография всего теларегистрация респираторных сигналовпериферическая сатурация кислородомхирургическая денервация
Экспериментальный подход к изучению лептина сигнализации в сонной телах и его влияние на контроль дыхания
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.