Методическая статья

Оценка саморегуляции мозгового кровного потока в Крысе с помощью лазерной доплеровской флоуметрии

DOI:

10.3791/60540

⸱

19 января 2020 г.

 ,  ,  , 
1Department of Physiology, Medical College of Wisconsin

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Данная статья демонстрирует использование лазерной доплеровской течетметрии для оценки способности мозгового кровообращения ауторегулировать его кровоток во время снижения артериального артериального давления.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

При исследовании механизмов организма для регулирования мозгового кровотока, относительное измерение микроциркулятора кровотока может быть получено с помощью лазерной доплеровской течететрии (LDF). В этой статье показан закрытый препарат черепа, который позволяет оценивать мозговой кровоток без проникновения в череп или установки камеры или окна головного мозга. Для оценки механизмов авторегуляторов, модель контролируемого снижения артериального давления через градуированные кровоизлияния могут быть использованы при одновременном использовании LDF. Это позволяет в режиме реального времени отслеживать относительные изменения в кровотоке в ответ на снижение артериального кровяного давления, вызванного выводом циркулирующего объема крови. Эта парадигма является ценным подходом к изучению саморегуляции мозгового кровотока во время снижения артериального кровяного давления и, с незначительными изменениями в протоколе, также ценна как экспериментальная модель геморрагического шока. В дополнение к оценке ауторегуляторных реакций, LDF может быть использован для мониторинга коркового кровотока при исследовании метаболических, миогенных, эндотелиальных, гуморальных или нейронных механизмов, которые регулируют мозговой кровоток и влияние различных экспериментальных вмешательства и патологические состояния мозгового кровотока.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторегуляторные механизмы в мозговой циркуляции играют решающую роль в поддержании гомеостаза и нормальной функции в головном мозге. На аутореерегрецию мозгового кровотока влияют многочисленные факторы, включая частоту сердечных приступов, скорость крови, перфузионное давление, диаметр артерий мозгового сопротивления и микроциркуляторационное сопротивление, которые играют роль в поддержании общего мозгового кровотока в головном мозге в течение физиологического диапазона системных кровяных давлений. Когда артериальное давление увеличивается, эти механизмы сужают артериолы и артерии сопротивления, чтобы предотвратить опасное повышение внутричерепного давления. Когда артериальное кровяное давление уменьшается, местные механизмы контроля удаляются артериолы для поддержания перфузии тканей и O2 доставки. Различные патологические условия, такие как гиперкапния, травматические или глобальные гипоксические повреждения головного мозга, и диабетической микроангиопатии1,2,3,4,5,6 может нарушить способность мозга к ауторегулированию его кровотока. Например, хроническая гипертензия смещает эффективный ауторегуляторный диапазон в сторону более высокого давления7,8,9,а диета с высоким содержанием соли (ГС) не только мешает нормальному эндотелиево-зависимому расширению в микроциркуляции головного мозга10,но и ухудшает способность ауторегуляторных механизмов в мозговой циркуляции расплещеть и поддерживать перфузию тканей при снижении артериального давления на11. Церебральный авторегуляции также нарушается в Dahl соль чувствительных крыс, когда они кормят Диета СС12.

Во время снижения артериального давления, расширение артерий и артериол церебральной резистентности первоначально возвращает мозговой кровоток для контроля значений, несмотря на снижение перфузионного давления. По мере того как артериальное давление уменьшено более далее, церебральный кровоток остает постоянн на более низком давлении (фаза плато autoregulatory реакции) до тех пор пока сосуд не не сможет no longer удлинить для поддержания кровотока на более низком давлении. Наименьшее давление, при котором орган может поддерживать нормальный кровоток, называется нижним пределом авторегуляции (LLA). При давлении ниже LLA, мозговой кровоток значительно уменьшается от значений отдыха и уменьшается линейным способом с каждым снижением артериального перфузионного давления13,14. Восходящий сдвиг в ЛПЛА, как это наблюдается при гипертонии7,8,9,может увеличить риск и тяжесть ишемической травмы в условиях снижения артериального перфузионного давления (например, инфаркт миокарда, ишемический инсульт или кровеносный шок).

LDF оказался чрезвычайно ценным подходом к оценке кровотока в микроциркуляции при различных обстоятельствах, включая ауторегулирование кровотока в мозговой циркуляции11,14,15. В дополнение к оценке ауторегуляторных реакций, LDF может быть использован для мониторинга коркового кровотока при исследовании метаболических, миогенных, эндотелиальных, гуморальных или нейронных механизмов, которые регулируют мозговой кровоток и влияние различных экспериментальных вмешательств и патологических условий на мозговой кровоток10,16,17,18,19,20,21.

LDF измеряет сдвиг в отраженном лазерном свете в ответ на количество и скорость движущихся частиц - в данном случае, эритроциты (РБК). Для исследований авторегуляции церебральных сосудов артериальное давление изменяется либо путем вливания альфа-адренергического агониста для повышения артериального давления (потому что само кровообращение нечувствительно к альфа-адренергическим вазонсукторамов)12,15 или с помощью контролируемого вывода объема крови для снижения артериального давления11,14. В настоящем исследовании, LDF используется, чтобы продемонстрировать влияние градуированных снижение артериального давления на церебральный авторегуляции у здоровой крысы. Хотя открытые и закрытые методы черепа были описаны в литературе22,23,24,25, в настоящее время документ демонстрирует закрытый препарат черепа, что позволяет мозгового кровотока для оценки без проникновения черепа или установки камеры или мозгового окна.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Медицинский колледж Висконсина Институциональный комитет по уходу за животными и использованию (IACUC) одобрил все протоколы, описанные в настоящем документе, и все процедуры соответствуют Национальным институтам здравоохранения (NIH) Управление лабораторного благосостояния животных (OLAW) Правила.

1. Экспериментальные животные и подготовка к записи

  1. Используйте крысы 8-12-недельного самца Спрага-Доули весом 250-300 г. Для этих экспериментов, корма крыс стандартная диета, состоящая из 0,4% NaCl, 200 г/кг казеина, 3 г/кг DL-метионин, 497,77 г/кг сахарозы, 150 г/кг кукурузного крахмала, 50 г/кг кукурузного масла, 50 г/кг целлюлозы, 2 г/кг холина bitartrate, 35 г/кг минерального и 10 кг.
  2. Запись артериального кровяного давления и показаний LDF с использованием программного обеспечения для сбора данных или любого сопоставимого метода записи.
  3. Прикрепите преобразователь артериального давления к одному каналу системы записи и зонд LDF к другому каналу на системе записи.
  4. Перед измерением откалибруем лазерный доплеровский зонд, чтобы установить стандарт подвижности и убедиться, что лазерный доплеровский поток обеспечивает стабильный выход.
  5. Подготовьте дополнительное оборудование, необходимое для подготовительной операции и эксперимента: расчленяющий микроскоп, вентилятор грызунов, конечный приливный монитор CO2, стереотаксический инструмент для фиксации головы крысы в положении, и микроманипулятор, чтобы найти зонд LDF над микроциркуляцией pial и поддерживать его в устойчивом положении.

2. Хирургическая подготовка

  1. Взвесьте крысу и обезощиваете животное в индукционной камере с 3,5% изофруран и 30% O2 дополнения.
  2. Удалить животное из индукционной камеры и заменить анестезирующую маску доставки 1,5-3% изофруран с 30% O2 дополнения.
  3. Поместите крысу на циркулирующее водяное одеяло поддерживается при 37 градусов по Цельсию и проверить рефлексы с ног щепотку, чтобы убедиться, что есть рефлекс вывода. Нанесите стерильную офтальмологическую мазь на оба глаза, чтобы предотвратить высыхание роговицы.
  4. Бритье верхней части черепа, брюшной области шеи, и бедренных треугольников. Удалите любые свободные волосы из этих областей и очистить с трением алкоголя.
  5. Поместите крысу в положение на спине на грелке с циркулирующим теплым водяным насосом для поддержания температуры тела животного при температуре 37 градусов по Цельсию и временно закрепите ее на площадку с помощью медицинской ленты.
  6. Установите трахеальную канюлу (PE240 полиэтиленовых труб) через вентральный разрез в шее, как описано в другом месте26.
  7. Прикрепите трахеальную канюлю к конечному приливному монитору CO2 и вентилятору, обеспечивающий 2,5-3,0% изофларан (в зависимости от размера животного) и 30% O2 ингаляционную добавку. Убедитесь, что частота дыхания, время вспокоиваемого времени и минутный объем вентиляции устанавливаются и контролируются, чтобы обеспечить истекший конец приливного CO2 примерно 35 мм рт. ст.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это, как правило, достигается с частотой дыхания примерно 48-60 вдохов / мин, приливный объем 1,70-2,30 мл, и время вдохновения 0,50-0,60 с для 250-300 г крысы.
  8. Заполните два PE50 полиэтиленовых канюли с 1 U /mL гепарина в изотонический NaCl раствор для предотвращения свертывания и для поддержания проходить катетеров. После заполнения, сковенть открытый конец каждой канюли с хирургическими ножницами для облегчения вставки в артерию.
  9. Каннуляция правой и левой бедренной артерий, как описано в другом месте27, чтобы обеспечить непрерывный мониторинг артериального давления в одном катетере и вывод крови из другого катетера.
    1. После тщательного отделения артерий от окружающих тканей под рассекающим микроскопом, сватайте дистальный конец артерии и поместите два дополнительных шва вокруг среднего и проксимального конца артерии, не затягивая узлов.
    2. Используйте проксимальный шов в качестве подъемной лигатуры, чтобы предотвратить кровотечение из артерии после разреза для вставки канюли (шаг 2.11).
  10. Вставьте V-образный провод, вылепленный из скрепки под артерией, чтобы окклюзия судна до тех пор, пока канюля не будет закреплена.
  11. Под рассекающим микроскопом делают небольшой разрез в бедренной артерии возле дистальной перевязки с помощью ножниц Vannas. Вставьте смоченный конец канюли в разрез и заранее его в бедренной артерии. Затяните узел на средней лигатуры, чтобы обеспечить канюлю на месте, чтобы он не выбили артериального давления, когда подъемная лигатура или скрепка удаляется.
  12. После того, как средняя лигатура затягивается, снимите напряжение на подъемной лигатуре и/или снимите скрепку, и затяните проксимальную лигатуру.
  13. Закройте разрез тонкими швами (3-0 шелка) или хирургическим скотом. Кроме того, поместите влажную марлю над местом разреза, в зависимости от размера разреза.

3. Истончение черепа для измерений LDF

  1. Сразу же после канюли на месте, поместите животное в строгое положение и закрепите голову в стереотаксическом устройстве, стараясь не выбить катетеры или трахеальную трубку.
  2. Используйте хирургические ножницы, чтобы сделать эллиптический разрез в коже, покрывающей череп. Используйте ватный тампон, чтобы удалить любые соединительной ткани, гарантируя, что череп является чистым и сухим. Поместите небольшой удлиненный и проката кусок бумаги вокруг разреза на кожу головы, чтобы остановить любое кровотечение.
  3. Под рассекающим микроскопом используйте инструмент Dremel или зубную дрель с 2,15-мм дрелью, чтобы проредить небольшую площадь кости (примерно 0,5-1 см в зависимости от размера крысы) в теменной области над левой или правой соматосенсорной корой.
    ВНИМАНИЕ: Тонкие кости медленно и осторожно, чтобы избежать проникновения в череп. При выполнении этого шага, сольное решение должно быть применено либерально, чтобы предотвратить область от перегрева.
  4. После того, как череп был истончен и область имеет розовый внешний вид и / или кровеносные сосуды визуализировать, покрыть область с минеральным маслом и использовать микроманипулятор для размещения лазерного зонда Доплера над подвергаются микроциркуляции мозга так, что кончик зонда просто касаясь верхней части бассейна минерального масла (Рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно принимать измерения LDF в области, где нет внешних вибраций, которые могли бы помешать показаниям лазерных доплеров и что зонд надежно закреплен над той же целевой областью на протяжении всего эксперимента.

4. Оценка авторегуляции сосудов головного мозга

  1. После того, как зонд LDF зафиксирован в положении, позвольте периоду равновесия 30–45 мин до начала эксперимента. После периода равновесия измерьте среднее артериальное давление (MAP) и лазерный мозговой кровоток (LCBF) каждые 30 с в течение 2 минут и усреднейте значения для получения базовых значений для артериального давления и LCBF.
  2. Для оценки авторегуляции церебральных сосудов в ответ на снижение артериального давления, измерьте LCBF и MAP после последовательного вывода 1,5 мл крови из бедренной артерии11. Чтобы сохранить патент катетера, убедитесь, что объем раствора гепарина (100 U/mL в изотоническом солине) примерно равен объему катетера, настоянной после каждого анализа крови.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При вливая гепарина решение для поддержания катетера кочность, важно, чтобы соответствовать объему гепарина решение объем катетера как можно ближе, чтобы предотвратить животное от получения слишком много гепарина, который может вызвать нежелательные Кровотечение.
  3. После каждого вывода объема крови, позвольте крысе уравновесить в течение 2 мин, после чего MAP и LCBF регистрируются каждые 30 с в течение 2 мин. Повторите вывод объема крови, пока животное не достигнет MAP приблизительно 20 мм рт. ст.
  4. Определите эффективный диапазон авторегуляторов путем определения диапазона артериального давления от догеморхина MAP до LLA (шаги 4.5 и 5.3, ниже).
  5. Определите LLA путем определять самое низкое давление на котором LCBF все еще возвращает к внутри 20% из значения управления prehemorrhage следуя за разведением крови, как ранее описано11,28 или путем определять точку пересечения линий регрессии обусловленной во время фазы плато autoregulation и под LLA, где LCBF уменьшает с каждым последовательным разведением крови (шаг 5.3, ниже).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Критерии для определения LLA и авторегуляторного плато могут отличаться между лабораториями (например, Takada et al.28 против Jones et al.29),а также процедуры снижения артериального кровяного давления (например, вывод определенного объема крови против контролируемого кровоизлияния для достижения конкретных уровней артериального давления)11.
  6. В конце эксперимента, эвтаназии животных путем создания двустороннего пневмоторакса в то время как под хирургическим плоскости анестезии, как одобрено IACUC.
  7. Значения LDF, полученные в ткани после эвтаназии животного, обеспечат нулевое базовое значение потока для экспериментальной установки.

5. Статистический анализ

  1. Выполняйте линейный регрессионный анализ для оценки корреляции между значениями LDF и соответствующим артериальным давлением. Используйте базовые показания LDF, полученные после усыпления животного, чтобы убедиться, что не было неспецифического сигнала LDF, влияющих на измеренные скорость потока.
  2. Рассчитайте LLA, используя пересечение регрессионных линий выше и ниже авторегуляторного плато. Чтобы вычислить LLA с помощью этого метода, объединить два уравнения регрессии и решить результирующее уравнение для артериального давления.
  3. При сравнении различных экспериментальных групп, используйте линейный регрессионный анализ для расчета склонов LDF против артериального давления отношения выше и ниже LLA для каждого животного и суммировать их как среднее SEM для животных в этой экспериментальной группе.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Рисунок 2 обобщает результаты экспериментов, проведенных в 10 самцах крыс Спраг-Доули, которых кормили стандартной лабораторной чау. В этих экспериментах среднее значение LCBF сохранялось в пределах 20% от значения предварительного кровотечения после первых трех изъятий объема крови, пока среднее артериальное давление не достигло LLA. Последующие абстиненции объема крови при давлении ниже LLA вызвало прогрессивное сокращение LCBF, показывая, что мозговое кровообращение больше не в состоянии ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Оценка тканевого кровотока Ответы с лазерной доплера Flowmetry (LDF). Как отмечалось выше, сигнал LDF пропорционален количеству и скорости движущихся частиц, в данном случае РБК, в микроциркуляции. LDF чтения в различных органах хорошо коррелируют с цельным кровотоком органов оценивается установленных методов, таких как электромагнитные расходы и радиоактивных микросфер30 и, как правило, в соответствии с исследованиями оценки регулирования активного тона в каннулулированных препар...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы выражают искренную благодарность Калей Козак, Меган Стампф и Джеку Буллису за их выдающуюся помощь в завершении этого исследования и подготовке рукописи. Грантовая поддержка: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 и #R21-OD024781.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3-0 плетеный черный шелковый шовный материалMidwest Vet193.73000.2
Датчик артериального давленияMerit Medical041516504A
Автоматизированные системы сбора данных (WINDAQ & BIOPAC system)DATAQ Instruments
Блок отображения артериального давленияStoelting50115
Циркуляционный насос для теплой водыGaymar IndustriesT-pump
Монитор CO2 в конце приливаStoeltingCapstar-100
Гепарин НатрийMidwest Vet191.46720.3
KimwipeFisher Scientific06-666A Лазерный
доплеровский расходомерPerimedPeriFlux 5000 LDPM
Лазерный доплеровский доплеровский наполнитель Подвижность СтандартнаяPerimedPF1001
(PE240) (для канюли трахеи)VWR63018-828
Полиэтиленовая трубка (PE50) (для бедренных катетеров)VWR63019-048
Вентилятор для грызуновCwe/ StoeltingSAR-830/P
SalineMidwest Vet193.74504.3
Sprague-Dawley Outbred RatsVariableN/ARats были заказаны у различных компаний
Standard Rat ChowDyets, Inc.
Стереотаксический инструментCwe/Stoelting ClasicLab Стандарт
полиэтиленовая трубка 113755

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aso, Y., Inukai, T., Takemura, Y. Evaluation of microangiopathy of the skin in patients with non-insulin-dependent diabetes mellitus by laser Doppler flowmetry; microvasodilatory responses to beraprost sodium. Diabetes Research and Clinical Practice. 36, 19-26 (1997).
  2. Golding, E. M., Robertson, C. S., Bryan, R. M. Jr The consequences of traumatic brain injury on cerebral blood flow and autoregulation: a review. Clinical and Experimental Hypertension. 21, 299-332 (1999).
  3. Grunwald, J. E., DuPont, J., Riva, C. E. Retinal haemodynamics in patients with early diabetes mellitus. British Journal of Ophthalmology. 80, 327-331 (1996).
  4. Mankovsky, B. N., Piolot, R., Mankovsky, O. L., Ziegler, D. Impairment of cerebral autoregulation in diabetic patients with cardiovascular autonomic neuropathy and orthostatic hypotension. Diabetic Medicine. 20, 119-126 (2003).
  5. Symon, L., Held, K., Dorsch, N. W. A study of regional autoregulation in the cerebral circulation to increased perfusion pressure in normocapnia and hypercapnia. Stroke. 4, 139-147 (1973).
  6. Taccone, F. S., et al. Cerebral autoregulation is influenced by carbon dioxide levels in patients with septic shock. Neurocritical Care. 12, 35-42 (2010).
  7. Barry, D. I., et al. Cerebral blood flow in rats with renal and spontaneous hypertension: resetting of the lower limit of autoregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2, 347-353 (1982).
  8. Faraci, F. M., Baumbach, G. L., Heistad, D. D. Cerebral circulation: humoral regulation and effects of chronic hypertension. Journal of the American Society of Nephrology. 1, 53-57 (1990).
  9. Strandgaard, S. Autoregulation of cerebral blood flow in hypertensive patients. The modifying influence of prolonged antihypertensive treatment on the tolerance to acute, drug-induced hypotension. Circulation. 53, 720-727 (1976).
  10. McEwen, S. T., Schmidt, J. R., Somberg, L., de la Cruz, L., Lombard, J. H. Time-course and mechanisms of restored vascular relaxation by reduced salt intake and angiotensin II infusion in rats fed a high-salt diet. Microcirculation. 16, 220-234 (2009).
  11. Allen, L. A., et al. High salt diet impairs cerebral blood flow regulation via salt-induced angiotensin II suppression. Microcirculation. , e12518(2018).
  12. Smeda, J. S., Payne, G. W. Alterations in autoregulatory and myogenic function in the cerebrovasculature of Dahl salt-sensitive rats. Stroke. 34, 1484-1490 (2003).
  13. Greene, N. H., Lee, L. A. Modern and Evolving Understanding of Cerebral Perfusion and Autoregulation. Advances in Anesthesia. 30, 97-129 (2012).
  14. Merzeau, S., Preckel, M. P., Fromy, B., Leftheriotis, G., Saumet, J. L. Differences between cerebral and cerebellar autoregulation during progressive hypotension in rats. Neuroscience Letters. 280, 103-106 (2000).
  15. Zagorac, D., Yamaura, K., Zhang, C., Roman, R. J., Harder, D. R. The effect of superoxide anion on autoregulation of cerebral blood flow. Stroke. 36, 2589-2594 (2005).
  16. Hudetz, A. G., Lee, J. G., Smith, J. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Effects of volatile anesthetics on cerebrocortical laser Doppler flow: hyperemia, autoregulation, carbon dioxide response, flow oscillations, and role of nitric oxide. Advances in Pharmacology. 31, 577-593 (1994).
  17. Hudetz, A. G., Shen, H., Kampine, J. P. Nitric oxide from neuronal NOS plays critical role in cerebral capillary flow response to hypoxia. American Journal of Physiology. 274, H982-H989 (1998).
  18. Okamoto, H., Hudetz, A. G., Roman, R. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Neuronal NOS-derived NO plays permissive role in cerebral blood flow response to hypercapnia. American Journal of Physiology. 272, H559-H566 (1997).
  19. Okamoto, H., Roman, R. J., Kampine, J. P., Hudetz, A. G. Endotoxin augments cerebral hyperemic response to halothane by inducing nitric oxide synthase and cyclooxygenase. Anesthesia and Analgesia. 91, 896-903 (2000).
  20. Schulte, M. L., Hudetz, A. G. Functional hyperemic response in the rat visual cortex under halothane anesthesia. Neuroscience Letters. 394, 63-68 (2006).
  21. Schulte, M. L., Li, S. J., Hyde, J. S., Hudetz, A. G. Digit tapping model of functional activation in the rat somatosensory cortex. Journal of Neuroscience Methods. 157, 48-53 (2006).
  22. Alkayed, N. J., et al. Inhibition of brain P-450 arachidonic acid epoxygenase decreases baseline cerebral blood flow. American Journal of Physiology. 271, H1541-H1546 (1996).
  23. Alonso-Galicia, M., Hudetz, A. G., Shen, H., Harder, D. R., Roman, R. J. Contribution of 20-HETE to vasodilator actions of nitric oxide in the cerebral microcirculation. Stroke. 30, 2727-2734 (1999).
  24. Kurosawa, M., Messlinger, K., Pawlak, M., Schmidt, R. F. Increase of meningeal blood flow after electrical stimulation of rat dura mater encephali: mediation by calcitonin gene-related peptide. British Journal of Pharmacology. 114, 1397-1402 (1995).
  25. Mayhan, W. G., Faraci, F. M., Heistad, D. D. Impairment of endothelium-dependent responses of cerebral arterioles in chronic hypertension. American Journal of Physiology. 253, H1435-H1440 (1987).
  26. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
  27. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for femoral vascular access in the rat. MethodsX. 4, 498-507 (2017).
  28. Takada, J., et al. Valsartan improves the lower limit of cerebral autoregulation in rats. Hypertension Research. 29, 621-626 (2006).
  29. Jones, S. C., Radinsky, C. R., Furlan, A. J., Chyatte, D., Perez-Trepichio, A. D. Cortical NOS inhibition raises the lower limit of cerebral blood flow-arterial pressure autoregulation. American Journal of Physiology. 276, H1253-H1262 (1999).
  30. Smits, G. J., Roman, R. J., Lombard, J. H. Evaluation of laser-Doppler flowmetry as a measure of tissue blood flow. Journal of Applied Physiology (1985). 61, 666-672 (1986).
  31. Durand, M. J., Raffai, G., Weinberg, B. D., Lombard, J. H. Angiotensin-(1-7) and low-dose angiotensin II infusion reverse salt-induced endothelial dysfunction via different mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299, H1024-H1033 (2010).
  32. Lombard, J. H., Sylvester, F. A., Phillips, S. A., Frisbee, J. C. High-salt diet impairs vascular relaxation mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 284, H1124-H1133 (2003).
  33. Weber, D. S., Lombard, J. H. Elevated salt intake impairs dilation of rat skeletal muscle resistance arteries via ANG II suppression. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278, H500-H506 (2000).
  34. Weber, D. S., Lombard, J. H. Angiotensin II AT1 receptors preserve vasodilator reactivity in skeletal muscle resistance arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 280, H2196-H2202 (2001).
  35. Liu, Y., Rusch, N. J., Lombard, J. H. Loss of endothelium and receptor-mediated dilation in pial arterioles of rats fed a short-term high salt diet. Hypertension. 33, 686-688 (1999).
  36. Priestley, J. R., et al. Reduced angiotensin II levels cause generalized vascular dysfunction via oxidant stress in hamster cheek pouch arterioles. Microvascular Research. 89, 134-145 (2013).
  37. McEwen, S. T., Balus, S. F., Durand, M. J., Lombard, J. H. Angiotensin II maintains cerebral vascular relaxation via EGF receptor transactivation and ERK1/2. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 297, H1296-H1303 (2009).
  38. Jensen, N. F., Todd, M. M., Kramer, D. J., Leonard, P. A., Warner, D. S. A comparison of the vasodilating effects of halothane and isoflurane on the isolated rabbit basilar artery with and without intact endothelium. Anesthesiology. 76, 624-634 (1992).
  39. Avram, M. J., et al. Isoflurane alters the recirculatory pharmacokinetics of physiologic markers. Anesthesiology. 92, 1757-1768 (2000).
  40. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice? Experimental Brain Research. 207, 249-258 (2010).
  41. Ayata, C., et al. Pronounced hypoperfusion during spreading depression in mouse cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 1172-1182 (2004).
  42. Niwa, K., et al. Cerebrovascular autoregulation is profoundly impaired in mice overexpressing amyloid precursor protein. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283, H315-H323 (2002).
  43. Carreira, S., et al. Diaphragmatic Function Is Preserved during Severe Hemorrhagic Shock in the Rat. Anesthesiology. 120, 425-435 (2014).
  44. Kerby, J. D., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with HBOC-201 in the setting of traumatic brain injury. Shock. 27, 652-656 (2007).
  45. Krejci, V., et al. Continuous measurements of microcirculatory blood flow in gastrointestinal organs during acute haemorrhage. British Journal of Anaesthesia. 84, 468-475 (2000).
  46. Rosengarte, B., Hecht, M., Wolff, S., Kaps, M. Autoregulative function in the brain in an endotoxic rat shock model. Inflammation Research. 57, 542-546 (2008).
  47. Rozet, I., et al. Cerebral autoregulation and CO2 reactivity in anterior and posterior cerebral circulation during sevoflurane anesthesia. Anesthesia and Analgesia. 102, 560-564 (2006).
  48. Hudetz, A. G., Biswal, B. B., Feher, G., Kampine, J. P. Effects of hypoxia and hypercapnia on capillary flow velocity in the rat cerebral cortex. Microvascular Research. 54, 35-42 (1997).
  49. Shi, Y., et al. Interaction of mechanisms involving epoxyeicosatrienoic acids, adenosine receptors, and metabotropic glutamate receptors in neurovascular coupling in rat whisker barrel cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 28, 111-125 (2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

LDF

Похожие статьи