Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Принимая следующий шаг: Нейронная коаптация ортопедической модели трансплантации задних конечностей для максимального функционального восстановления в Крыса

7.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/60777

⸱

30 августа 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Comprehensive Transplant Center and Department of Surgery, Feinberg School of Medicine, Northwestern University, 2Department of Surgery, University of Illinois at Chicago, 3Department of Surgery, Tianjin Occupational Diseases Precaution and Therapeutic Hospital, 4Department of Biomedical Engineering, McCormick School of Engineering, Northwestern University

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол представляет собой надежную, воспроизводимую модель васкуляризированного композитного аллотрансплантататата (VCA), направленную на одновременное изучение иммунологии и функционального восстановления. Время, вложенное в дотошную технику в правой задней конечности задняя ортопедическая трансплантация с сшитыми сосудистой анастомозой и нервной коапптации дает возможность изучения функционального восстановления.

Аннотация

Пересадка конечностей, в частности, и васкуляризированные композитные аллотрансплантации (VCA) в целом имеют широкие терапевтические перспективы, которые были загнаны в тупик нынешних ограничений в иммуносупрессии и функционального нейромоторного восстановления. Многие модели животных были разработаны для изучения уникальных особенностей VCA, но здесь мы представляем надежную воспроизводимую модель ортопедической пересадки задних конечностей у крыс, предназначенных для одновременного исследования обоих аспектов текущего ограничения VCA: стратегии иммуносупрессии и функционального нейромоторного восстановления. В основе модели лежит приверженность тщательной, проверенной временем микрохирургических методов, таких как сшитые вручную сосудистые анастомозы и сшитые вручную нейронные коапптации бедренного нерва и седалищного нерва. Такой подход дает прочные реконструкции конечностей, которые позволяют дольше жить животных, способных реабилитации, возобновление повседневной деятельности, и функциональное тестирование. При кратковременном лечении обычных иммуносупрессивных средств, аллотрансплантированные животные выжили до 70 дней после трансплантации, и изотрансплантированные животные обеспечивают длительный контроль за 200 дней после оперативного. Доказательства неврологического функционального восстановления присутствуют через 30 дней после оперативного. Эта модель не только предоставляет полезную платформу для допроса иммунологических вопросов, уникальных для VCA и регенерации нервов, но и позволяет in vivo тестирования новых терапевтических стратегий, специально предназначенных для VCA.

Введение

Пересадка конечностей в более широкой категории васкуляризированного композитного аллотрансплантатата (VCA) или композитного аллотрансплантатата (CTA) до сих пор не выполнила свои терапевтические перспективы. С момента первой успешной пересадки рук человека в Лионе, Франция и Луисвилле, штат Кентукки в 1998 и 1999 годах, более 100 верхних конечностей трансплантации были выполнены во всем мире в тщательно отобранных пациентов1. Более широкая применимость была загнана в тупик из-за существенного иммуносупрессии и ограниченного функционального нейромотора восстановления. Текущие стратегии иммуносупрессии приводят к 85% заболеваемости острым отторжением в лице 77% заболеваемости оппортунистической инфекцией2. С другой стороны, происходит функциональное восстановление после пересадки руки; средний инвалидность руки плеча и руки (DASH) оценки улучшить от 71 до 43, но этот уровень функции все еще может квалифицироваться как инвалидность2. Учитывая нежизне сохранение природы пересадки конечностей, современные методы должны быть уточнены в животных моделях, чтобы сделать следующий шаг в VCA.

С первой крысиной модели пересадки конечностей в 19783, многие инновационные модели животных были разработаны для продвижения области VCA4, включая сосудистые наручники анастомозы, чтобы свести к минимуму оперативное время5,6, гетеро утопические остеомиоккутанные трансплантации, чтобы свести к минимуму физиологическое оскорбление реципиента животных7,8,9,10,11, и новые иммунологические подходы7,12,13,14. Крыса модель ортотопных правой задней конечности середине бедра трансплантации представлены здесь подчеркивает тщательно, проверенные временем микрохирургические методы, такие как руки сшиты сосудистые анастомозы и нервной коапптации в качестве авансового инвестирования в надежной, воспроизводимой модели платформы одновременно исследовать оба аспекта текущего ограничения VCA: стратегии иммунодепрессиции и функционального нейромоторного восстановления.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты проводились в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных Национальных институтов здравоохранения (NIH) и были одобрены Северо-Западным университетом по уходу и использованию животных. Конкретные процедуры выполнялись в соответствии с протоколом IS00001663.

ПРИМЕЧАНИЕ: Два штамма крыс были использованы, Льюис крыс и август Копенгаген х ирландский (ACI) крыс. Звери были разделены на три группы лечения: аллотрансплант без подавления иммунитета (ACI Льюис), аллотрансплант с обычным подавлением иммунной системы (ACI к Льюису), и изотрансплант (Льюис Льюис или ACI к ACI). Льюис является инбредным штаммом, в то время как крысы ACI представляют собой выведенный дикий тип, поэтому эта комбинация была выбрана для моделирования хуже случае отказ ответ. Обычный иммуносупрессионный вводили подкожно либо как рапамицин 1 мг/кг от послеоперационного дня (POD) минус 1 до POD 28 или как FK506 3 мг/кг от POD 0 до POD 14, а затем один раз в неделю после этого. Как мужчины, так и самки крыс имели право получателей от 8 до 16 недель, весом от 250 до 400 граммов на момент операции.

1. Донор правой задней конечности урожая

  1. Индуцировать общую анестезию с 5% изофлуран в чистом кислороде через испаритель с соответствующей системой очистки.
  2. Подтвердите адекватную глубину анестезии с ног щепотку, а затем использовать ножницы для волос, чтобы обрезать мех от правой задней конечности и правой пах хирургического сайта
  3. Вниз-титра изофлурана через конус носа грызунов до 2-2,5%.
  4. Позиция крысы на спине с распространением конечностей лентой в стороны на операционной доске с грелкой под ним. Дезинфицировать лысую кожу 70% спиртом и защитить хирургическое поле стерильной марлей.
  5. Используя соответствующий микрохирургический микроскоп, микрохирургические инструменты, и с легким доступом к биполярной и монополярной электрокаутерии, начать вскрытие.
  6. Используйте ножницы, чтобы сделать окружной кожи / подкожной ткани разрез вокруг правой задней. Начните с паховой складки medially примерно на том же уровне, как паховая связка и продлить спинной-поздней для завершения окружного разреза.
  7. Вскрыв мышечного слоя непосредственно под разрезом, вскрыть и прижигать поверхностные эпигастральные сосуды, которые ведут от мышечного слоя к проксимальной кожи / подкожный лоскут только что созданный.
  8. Отражение проксимального лоскута сверхсолодово к паховой связки и дистальной кожи / подкожный лоскут inferolaterally к колену.
  9. Используйте провод втягиватель или проката марли, чтобы помочь разоблачить поле.
  10. Обратите внимание, что паховая анатомия крысы похожа на человека; от боковой до медиальной лежат нерв, артерии и вены.
  11. Вскрыть бедренный нерв, резко разделить его на паховой связки, проксимальной к бифуркации, если это возможно. Втягивайе разделенный нерв неполноценно, сохраняя его безопасно в сторону, покрытые под влажной марлей.
  12. Обращая внимание на бедренную артерию и вену, используйте 4 см 7-0 шелковых связей, чтобы атрауматически втягивать сосуды вместо того, чтобы обращаться с ними напрямую.
  13. Ligate все ветви бедренных сосудов, как они возникают с 7-0 шелковых связей; разделить ветви между узами. Для очень небольших ветвей, биполярное прижигания могут быть использованы вместо связей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Артериальные и венозные ветви, которые требуют деления включают поверхностные кругосветные подвздошные и мышечные сосуды. Поверхностный окружной подвздошный, как правило, самый большой и, кажется, нырять глубоко, как бы промунда бедренной жизни у людей, но промунда отсутствует в крысы15. Более дистальные ветви бедренных сосудов, такие как высший геникулярный и saphenous ветви, как правило, не требуют разделения.
  14. Системно впрыскивают 500 международных единиц гепарина через вену полового члена у мужского донора крысы. Используйте поверхностные эпигастрические вены, если донорская крыса самка.
  15. Разрешить гепарин циркулировать системно в течение 2 минут, прежде чем приступить к следующим шагам.
  16. Ligate бедренной артерии с 7-0 шелковых связей, как проксимальные к паховой связки, как это возможно и разделить между связями.
  17. Как и в артерии, ligate и разделить бедренную вену.
  18. Отражение как артерии и вены неполноценно, безопасно в сторону, покрытые под влажной марлей вместе с бедренным нервом покрыты ранее. Рассекайте группы мышц брюшной мышцы, заботясь о прижигать любой видимый сосуд, который возникает. Внимание к гемостазу здесь сведет к минимуму потерю крови реципиента после реперфузии.
  19. Глубоко к вентральной групп мышцы, определить и резко разделить седалищный нерв проксимальный его ветвей. Обычно видны три седалищные ветви: тибиальные, перонеальные и суровые. Все три должны быть сохранены в конечности донора. Четвертая кожная ветвь обычно не видна в этом вскрытии15,16.
  20. Закончить деление оставшихся вентраальных и спинных групп мышц на уровне среднего бедра с дотошным гемостазом. Это может быть необходимо втягивать конечности medially для полного деления мышц.
  21. Переток бедренной кости в середине валы с помощью ручной беспроводной вращающейся пилы.
  22. Сняв прививку конечностей у донора, срежьте шелковые связанные концы с прививочной стороны бедренной артерии и пней вены, тем самым вновь открыв сосуды.
  23. Вставьте 24-калиберный ангиокэтетер в пень трансплантата и промойте трансплантат с 250 международными единицами гепарина, разбавленного в 5 мл ледяного нормального солевого раствора, наблюдая, как он вытекает ясно через открытую вену.
  24. Медленно, осторожно промыть трансплантата в течение примерно 3 минут. Избыток силового промывки может повредить эндотелий.
  25. Поместите трансплантат в охлажденное солевое блюдо, вложенное в ведро со льдом до трансплантации.
  26. Euthanize крысы-донора с двусторонней торакотомии.
  27. Очистите все хирургические инструменты надлежащим образом.

2. Получатель родной правой ампутации задней конечности

  1. Индуцировать анестезию с изофлуран на 5%, подтвердить глубину, обрезать мех, положение животного, и дезинфицировать кожу с алкоголем, как описано для донорской крысы.
  2. Изофлуран до 2-2,5% и введение подкожной предоперационной анальгезии с бупренорфином 1,2 мг/кг, а также предоперационной профилактикой с энрофлоксацином 7,5 мг/кг.
  3. То же самое, что и для донора, сделать окружной разрез в паховой складке, отражают кожные лоскуты, обеспечивающие гемостаз, и вскрыть бедренный нерв, артерию и вену, перевязыв те же ветви сосудов, что и выше.
  4. Разделите бедренный нерв более distally чем для дарителя, но proximally к бифуркации if возможные.
  5. Вскрыть бедренной артерии и вены с достаточным пространством, чтобы зажать каждый отдельно на уровне паховой связки. Зажмите вену и артерию микрохирургическими зажимами бульдога. После зажима, разделить каждый сосуд резко ножницами.
  6. Разделите брюшной и спинной мышцы бедра в середине бедра уровне с тщательного гемостаза, втягивая конечности medially по мере необходимости.
  7. Определить и разделить седалищные нервы проксимальные их точки ветви, как указано выше.
  8. Перетектору бедренной кости в середине валы с помощью пилы.
  9. Удалите получателя родной правой задней конечности и распоряжаться соответствующим образом.
  10. Вниз-титра изофлурана до 1-1,5% через нос конуса.

3. Донор имплантации конечностей-реципиентов

  1. Используя ручную пилу питания, сбрить любые нарушения как от донора и реципиента бедренной кости вырезать концы.
  2. Используя пилу, отрежьте конец концентратора 18-калиберной иглы, которая станет бедренной костью интрамедуллярного стержня.
  3. Перед манипулированием кости, применять небольшое количество костного воска для получателя сократить конце бедренной кости, чтобы уменьшить кровотечение костного мозга во время процесса повторного ния.
  4. Coapt донора и реципиента бедренных костей с помощью 18-калиберной иглы в качестве интрамедуллярного стержня. Некоторая сила необходима, но не ream ни кости до тех пор, чтобы перелом коры.
  5. По мере необходимости, удалить иглу и обрезать его до соответствующей длины, так что обе кости плавно вписываются над иглой без иглы, показывая между костью.
  6. Поместите небольшую поддержку, такую как подушечка марли или небольшой камень или моделирование глины под донорской конечности, чтобы держать его от напряжения.
  7. Reapproximate группы мышц вентральной мышцы с 8 до 10 простых прерванных 5-0 полиглактиновых швов, так что трансплантат не вращается вокруг иглы бедренной кости. Это придает конечности стабильность анастомозы.
  8. Периодически орошать трансплантат и хирургическое поле с ледяной солевой раствор для лучшей визуализации и уменьшить теплую ишемическую травму реперфузии.
  9. Выровнять донора и реципиента бедренных артерий и anastomose их в конце до конца моды с помощью простых прерванных 10-0 нейлоновых швов, избегая как напряжения и петли. Артерия требует в среднем шесть швов.
  10. Как и в артерии, anastomose донора и реципиента бедренных вен в конце до конца моды. Вену требуется от шести до восьми швов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Великое холодное соленое орошение, атрауматический метод обработки судов, и оставляя длинные хвосты, чтобы служить в качестве шов пребывания для втягивания судна являются важными инструментами для эффективного микрохирургических анастомоз.
  11. Поместите небольшое количество гемостатического порошка целлюлозы вокруг обоих анастомозов, а затем удалить проксимальные микрохирургические зажимы бульдога на вену и артерию.
  12. Осмотрите как анастомозы для хорошей проходимости и потока. Используйте ватные тампоны палочки, чтобы мягко подтолкнуть вены и обеспечить хороший гемостоз обоих анастомозов. Держите давление над кровотечением сайтов и место более гемостатической целлюлозы порошок, если это необходимо. Другой шов может быть помещен через отверстие кровотечения на риск "обратно стены" иглы только в крайнем случае.
  13. Когда оба анастомозы подтверждены удовлетворительным, обрезать любые оставшиеся длинные хвосты пребывания шов короткий, чтобы соответствовать другим.
  14. Перепоместите крысу в левое боковое положение декубита, используйте либеральную электрокаутерию для достижения тщательного гемостаза любого реперфузиого мышечного кровотечения.
  15. Обратить внимание на нерв анастомозы, как только мышечный гемостаз гарантировано. Обрезать обратно любые нервные концы, которые появляются оборванные.
  16. Reapproximate спинной группы мышц под седалищный нерв с простым прерван 5-0 полиглактин швы.
  17. Проницать седалищный нерв. Восемь до десяти 10-0 нейлоновых нейронных простых прерванных швов, как правило, достаточно.
  18. Проницайте напоминающие спинные группы мышц, а затем закройте спинную кожу 4-0 полиглактином непрерывным швом.
  19. Перепоместить крысу обратно в положение на спине и повторное повреждение бедренного нерва. Два-три 10-0 нейлоновых нейронных простых прерванных швов, как правило, достаточно.
  20. Закройте желудочковую кожу 4-0 полиглактином непрерывным швом. Избегайте избыточного хвоста шва, который может раздражать крысу после пробуждения.

4. Послеоперационный уход

  1. Восстановить животных в клетках с грелкой под клеткой и готовый доступ к пище и воде, мониторинг ранних осложнений ежедневно в течение первой недели.
  2. Обеспечить послеоперационную анальгезию с подкожным мелоксикам 1 мг/кг ежедневной инъекции через POD 2. Обеспечить послеоперационную антибиотикопрофилактицию разбавленного энрофлоксацина спрей. Обеспечить сдерживающий стимул для аутотомии (самоувечья) с Горьким Безопасный Туман распыляется два раза в день, чтобы трансплантат через POD 7.
  3. Поддерживайте пересаженных крыс в клетках с другими крысами, чтобы стимулировать возвращение к повседневной деятельности и реабилитировать пересаженных конечностей.

5. Послеоперационное тестирование сенсаций

  1. Применить Hargreaves тестирования тепловой протокол ощущения, также описано в другом месте17,18.
  2. Поместите крысу в испытательный контейнер и дать ей акклиматизироваться в течение 20 минут. Стекло аппарата подтверждено чистым, а источник тепла подтвердил, что работает с пальцем следователя.
  3. Перед тестированием подтвердите, что крыса не спит и проверенная лапа расположена над инфракрасным детектором движения.
  4. Передача тепловой энергии на уровне интенсивности 90. Зафиксирована задержка времени в том, чтобы животное отодвигает лапу от источника тепла. Если движение не происходит в течение 20 секунд, тест прерывается, чтобы предотвратить травму.
  5. Получить пять испытаний на испытания конечности, за исключением самого высокого и самого низкого значения, прежде чем вычислить среднее время задержки вывода для каждого животного.

6. Послеоперационное моторное тестирование

  1. Используя беговую дорожку для анализа походки и интегрированную платформу анализа программного обеспечения, выберите кандидатов для тестирования беговой дорожки в течение четырех-шести недель после операции.
  2. Обрезать все крысы ногти один или два дня до тестирования.
  3. Акклиматизировать животных в испытательный зал в течение одного часа перед тестированием, и позволяют в течение одной минуты предварительного испытания ласки, чтобы успокоить беспокойство.
  4. Размещая крысу внутри беговой дорожки, бегите на беговой дорожке при испытаниях увеличения скорости, от 10 см/с, до 14 см/с, к цели 18 см/с. Если крыса сдержана и не может быть уговорен ходить, прервать тестирование в тот день, чтобы избежать негативных кондиционирования. Разрешить высоким исполнителям ходить до 24 см / с.
  5. Промыть аппарат беговой дорожки с 70% этанола между проверенными животными.
  6. Параметры Gait — это выход из несвободных программ платформы анализа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Выживание и восстановление зависят от тщательной хирургической техники. Внимание к сосудистым анастомозы и нервных анастомозов, а также костной коапптации, как описано выше, имеет решающее значение для максимизации успеха этой модели. Оперативный дизайн и репрезентативные анастомотические результаты показаны на рисунке 1.

Общая смертность зависела от стратегии иммуносупрессии, при этом большинство изотрансплантированных животных достигали конечной точки исследован...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Трансплантация конечностей, под более широкой категорией сосудистого компонента аллотрансплантации (VCA), широко применяется терапевтические перспективы до сих пор невыполненными. Основные препятствия лежат в нерешенных иммунологических вопросов, уникальных для VCA и нейромоторных методов восстановления, используемых в настоящее время. Разработка новых методов будет зависеть от моделирования животных, которое является гибким, надежным и воспроизводимым.

Многие модели животных были созданы в VC...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была профинансирована Фондом Франкеля и Северо-Западной мемориальной больницей Маккормик Грант (Операция RESTORE). Исследования, представленные в этой публикации, были поддержаны Национальным институтом общих медицинских наук Национальных институтов здравоохранения под номером T32GM008152. Эта работа была поддержана Северо-Западного университета микрохирургии ядро и поведенческие фенотипирования ядра.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Наркозный аппаратVet Equip911103
шприц 0,5 млExel26018
игла 18 калибраBD305196
шприц 1 млBD309659
игла 22 калибраBD305156
ангиокатетер 24 калибраSur-Vet
25- игла для манометраExel26403
шприц 3 млBD309657
шприц 5 млExel26230
AlcoholFisher ScientificHC-600-1GAL
Индукционная камера для анестезииVet Equip941443
Система поглотителя анестезирующего газаVet Equip931401
Биполярный электрокоагуляцияAura26-500
Горький спрей СпрейHenry Schein5553
Костный воскCP MedicalCPB31A
Дыхательный контурVet Equip921413
бупренофиномReckitt Benckiser12496075705
Castro-Viejos игольчатые водкиRobozRS-6416
Аккумуляторная ротационная пилаDremel8050-N/18
Ватная палочка для тампонаFisher Scientific23-400-101Для гемостаза
DigiGait Appparatus и программнаямышь ОсобенностиMSI-DIG, DIG-SOFT
Dumont щипцы (#4)RobozRS-4972
Dumont щипцы (#5)RobozRS-5035
ЭнрофлоксацинNorbrookANADA 200-495
FK-506Astellas301601
МарляKendall1903
МарляCovidien8044
ПерчаткиMicroflexDGP-350-M
Машинки для стрижки волосOster078005-010-003
Ручная монополярная электрокаутерияBovieAA00
Аппарат HargreavesUgo Basile S.R.L. Gemonio, Италия37370
ГрелкаWalgreens126987
гепариномFresenius Kabi42592K
Нагревательная пластинаCorningPC-351Для подогрева реанимационной жидкости
IsofluraneHenry Schein29405
Lactated ringersBaxter2B2074
Большая чашка ПетриFisher ScientificFB0875713Для донорского трансплантата в охлажденном физрастворе
MeloxicamHenry Schein49755
микро Collin Hartmann ретрактор
Микро рассекающие ножницыRobozRS-5841
Microfibrillar collagen powderBD1010590Для гемостаза
Микрососудистые клипсыRobozRS-5420
Обычный физиологический растворBaxter2F7124
Офтальмологическаясмазка DechraIS4398
РапмицинMedChem ExpressHY-10219
Маленькая чашка ПетриFisher ScientificFB0875713AДля подогретой реанимационной жидкости
Стерильные простыниProAdvantageN207100
Хирургический халатCardinal Health9511
Хирургическая маска3M1805
Хирургический микроскоп, оптическая модель OPMIMDZeiss169756
Хирургический микроскоп, Универсальный S3Zeiss243188
Шовный материал 10-0 нейлонCovidienN2512
Шов 5-0 викрилEthiconJ213H Шов
7-0 шелковый галстукTeleflex103-S
Лента3M1530-1
Ультразвуковой очиститель инструментовRobozRS-9911
Щипцы для расширения сосудовRobozRS-5047
SROX2419V

Ссылки

  1. Elliott, R. M., Tintle, S. M., Levin, L. S. Upper extremity transplantation: current concepts and challenges in an emerging field. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 7 (1), 83-88 (2014).
  2. Petruzzo, P., et al. The International Registry on Hand and Composite Tissue Transplantation. Transplantation. 90 (12), 1590-1594 (2010).
  3. Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. Journal of Surgical Research. 24 (6), 501-506 (1978).
  4. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
  5. Furtmuller, G. J., et al. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (108), e53483(2016).
  6. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (41), e2022(2010).
  7. Horner, B. M., et al. In vivo observations of cell trafficking in allotransplanted vascularized skin flaps and conventional skin grafts. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (4), 711-719 (2010).
  8. Fleissig, Y., et al. Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research. Journal of Visualized Experiments. (146), e59458(2019).
  9. Zhou, X., et al. A series of rat segmental forelimb ectopic implantation models. Scientific Reports. 7 (1), (2017).
  10. Adamson, L. A., et al. A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts. Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).
  11. Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation. Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).
  12. Fries, C. A., et al. enzyme responsive, tacrolimus-eluting hydrogel enables long-term survival of orthotopic porcine limb vascularized composite allografts: A proof of concept study. PLoS One. 14 (1), 0210914(2019).
  13. Cottrell, B. L., et al. Neuroregeneration in composite tissue allografts: effect of low-dose FK506 and mycophenolate mofetil immunotherapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (3), 5(2006).
  14. Benhaim, P., Anthony, J. P., Lin, L. Y., McCalmont, T. H., Mathes, S. J. A long-term study of allogeneic rat hindlimb transplants immunosuppressed with RS-61443. Transplantation. 56 (4), 911-917 (1993).
  15. Greene, E. C. Anatomy of the rat. Volume N.S. American Philos. Soc. , Philadelphia, Pa. 27(1935).
  16. Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anatomical Record. 215 (1), 71-81 (1986).
  17. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal Pain Sensation in Rats and Mice Using the Hargreaves Test. Bio-protocol. 7 (16), (2017).
  18. Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  19. Hong, S. H., Eun, S. C. Experimental Forelimb Allotransplantation in Canine Model. BioMed Research International. 2016, 1495710(2016).
  20. Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 26 (3), 201-207 (2010).
  21. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  22. Fries, C. A., et al. A Porcine Orthotopic Forelimb Vascularized Composite Allotransplantation Model: Technical Considerations and Translational Implications. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3), 71(2016).
  23. Kim, M., Fisher, D. T., Powers, C. A., Repasky, E. A., Skitzki, J. J. Improved Cuff Technique and Intraoperative Detection of Vascular Complications for Hind Limb Transplantation in Mice. Transplantation Direct. 4 (2), 345(2018).
  24. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), 015495(2013).
  25. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
  26. Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a mouse model for heterotopic limb and composite-tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (4), 267-273 (2001).
  27. Tang, J., et al. A vascularized elbow allotransplantation model in the rat. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (5), 779-786 (2015).
  28. Yan, Y., et al. Nerve regeneration in rat limb allografts: evaluation of acute rejection rescue. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (4), 511(2013).
  29. Georgiade, N. G., Serafin, D. A Laboratory Manual of Microsurgery. Fourth Printing. , (1986).
  30. Tseng, S. H. Suppression of autotomy by N-methyl-D-aspartate receptor antagonist (MK-801) in the rat. Neuroscience Letters. 240 (1), 17-20 (1998).
  31. Haselbach, D., et al. Regeneration patterns influence hindlimb automutilation after sciatic nerve repair using stem cells in rats. Neuroscience Letters. 634, 153-159 (2016).
  32. Kloos, A. D., Fisher, L. C., Detloff, M. R., Hassenzahl, D. L., Basso, D. M. Stepwise motor and all-or-none sensory recovery is associated with nonlinear sparing after incremental spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 191 (2), 251-265 (2005).
  33. Berryman, E. R., Harris, R. L., Moalli, M., Bagi, C. M. Digigait quantitation of gait dynamics in rat rheumatoid arthritis model. Journal of Musculoskeletal and Neuronal Interactions. 9 (2), 89-98 (2009).
  34. Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
  35. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 11622, 179-188 (2014).
  36. Bozkurt, A., et al. Aspects of static and dynamic motor function in peripheral nerve regeneration: SSI and CatWalk gait analysis. Behavioural Brain Research. 219 (1), 55-62 (2011).
  37. Neckel, N. D. Methods to quantify the velocity dependence of common gait measurements from automated rodent gait analysis devices. Journal of Neuroscience Methods. 253, 244-253 (2015).
  38. Yeh, L. S., Gregory, C. R., Theriault, B. R., Hou, S. M., Lecouter, R. A. A functional model for whole limb transplantation in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (5), 1704-1711 (2000).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Васкуляризированный композитный аллотрансплантаттехника нейральной коаптациисшивание сосудистых анастомозов вручнуювосстановление бедренного нерваанастомоз седалищного нервамикрохирургическая трансплантация конечностимодель задней конечности крысыстратегии иммуносупрессиифункциональное нейромоторное восстановление
Принимая следующий шаг: Нейронная коаптация ортопедической модели трансплантации задних конечностей для максимального функционального восстановления в Крыса
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.