Методическая статья

Баллистическая маркировка пирамидальных нейронов в мозговых фрагментах и в первичной культуре клеток

DOI:

10.3791/60989

⸱

2 апреля 2020 г.

 ,  ,  , 
1Program in Behavioral Neuroscience, Department of Psychology, University of South Carolina

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы представляем протокол для обозначения и анализа пирамидальных нейронов, что имеет решающее значение для оценки потенциальных морфологических изменений в нейронах и дендритных позвоночниках, которые могут лежать в основе нейрохимических и поведенческих аномалий.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Сообщалось, что размер и форма дендритных шипов связаны с их структурной пластичностью. Для определения морфологической структуры пирамидальных нейронов и дендритных шипов можно использовать метод баллистической маркировки. В настоящем протоколе, пирамидальные нейроны помечены с ДилC18(3) красителя и проанализированы с помощью программного обеспечения реконструкции нейронов для оценки морфологии нейронов и дендритных шипов. Для исследования структуры нейронов выполняются дендритный анализ ветвления и анализ Sholl, позволяющий исследователям делать выводы о дендритной сложности ветвления и сложности нейрональной беседки, соответственно. Оценка дендритных шипов проводится с использованием алгоритма автоматической ассистированной классификации, неотъемлемой частью программного обеспечения реконструкции, который классифицирует шипы на четыре категории (т.е. тонкие, грибные, коренастые, филоподия). Кроме того, для оценки изменений в морфологии дендритного позвоночника выбираются дополнительные три параметра (т.е. длина, диаметр головы и объем). Для проверки потенциала широкого применения метода баллистической маркировки, пирамидальные нейроны из культуры клеток in vitro были успешно помечены. В целом, метод баллистической маркировки уникален и полезен для визуализации нейронов в различных областях мозга у крыс, что в сочетании со сложным программным обеспечением реконструкции позволяет исследователям выяснить возможные механизмы, лежащие в основе нейрокогнитивная дисфункция.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В 2000 году Gan et al. описали технику быстрой маркировки для отдельных нейронов и глии в нервной системе, которая сочетала в себе различные липофильные красители, что позволило одновременно маркировать многие клетки мозга разными цветами1,2. Совсем недавно, метод баллистической маркировки был описан Seabold et al.3, которые ввели флуоресцентные красители (Dil) в нейроны ломтиков мозга. Универсальный метод окрашивания, баллистическая маркировка ценится за его способность быть использованы в нескольких видов животных и в широком диапазоне возрастов. Кроме того, он может быть объединен с иммунотированием для выявления субпопуляций клеток мозга3. По сравнению с традиционными методами (например, пропитка серебра Golgi-Cox, микроинъекция)4, баллистическая маркировка дает возможность более четко различать морфологические характеристики, в том числе дендритные шипы, особенность, которая имеет решающее значение для рисования выводов о нейронной сложности и синаптической связи5.

Возбуждение пирамидальных нейронов характеризуется одним, большой атический дендрит, несколько коротких базальных дендритов, и тысячи дендритных шипов6. Пирамидальные нейроны находятся в нескольких областях мозга, связанных с когнитивной обработкой более высокого порядка, включая префронтальную кору (PFC) и гиппокамп. В PFC пирамидальные нейроны наблюдаются в слоях II/III и слой V, при этом каждый из них демонстрирует уникальную морфологию. В частности, пирамидальные нейроны в слое II/III ПФУ имеют более короткий апикальный дендрит и меньше ветвления, чем пирамидальные нейроны в слое V6. В гиппокампе, пирамидальные нейроны расположены в обоих регионах CA1 и CA3, с каждым отображением различных морфологий. В частности, пирамидальные нейроны в регионе CA1 обладают более отличительной актикальный дендрит, с разветвления происходящих дальше от сомы, по отношению к CA3 регионе6.

Дендритные шипы на пирамидальных нейронов в пФУ и гиппокампе являются основным местом возбуждания синапсов7. Морфологические характеристики дендритных шипов, которые классически характеризуются на три основные категории (т.е. тонкие, коренастые илигрибы 8),были связаны с размером возбуждающей синапса9. Тонкие шипы, характеризующиеся длинной, тонкой шеей, маленькой луковичной головой и более мелкими постсинаптическими плотностями, более нестабильны и развивают слабые связи. Тем не менее, грибные шипы, которые имеют большую дендритную голову позвоночника, признаются для формирования более сильных синаптических связей, эффект в результате их большего размера. В резком контрасте, коренастый шипы лишены шеи позвоночника, демонстрируя примерно равные головы и шеи соотношение объема8. В гиппокампе, разветвленные шипы также могут наблюдаться, в котором позвоночник имеет несколько голов, которые возникают из той же дендритной шеи позвоночника10. Таким образом, морфологические изменения дендритных шипов могут отражать функциональность и структурные возможности. Кроме того, исследования показали, что размер и форма дендритных шипов относится к их структурной пластичности, что приводит к мысли, что небольшие шипы участвуют в обучении и внимания, в то время как большие, более стабильные шипы, участвуют в долгосрочных процессах, в том числе памяти11. Кроме того, распределение дендритных шипов вдоль дендрита может быть связано с синаптической связью5,,12.

Таким образом, в настоящем методологическом документе есть три цели: 1) Представить наш протокол для баллистической маркировки, который был использован с успехом (т.е. нейроны удовлетворения критериев отбора и подходит для анализа) 83,3%5,12,13 и через несколько областей мозга (т.е. PFC, ядро accumbens, гиппокамп); 2) Продемонстрировать обобщаемость техники и ее применение к нейронам, выращенным в пробирке; 3) Подробно методология, используемая в нейронной реконструкции программного обеспечения и выводы, которые могут быть сделаны из таких данных.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все протоколы о животных были рассмотрены и утверждены Комитетом по уходу за животными и использованию в Университете южной Каролины (федеральный номер гарантии: D16-00028).

1. Приготовление труб diI/вольфрама из биса

  1. Растворите 100 мг поливинилпирролидона (PVP) с 10 мл ddH2O. Vortex PVP раствор слегка.
  2. Заполните трубку раствором PVP (см. Таблицу Материалов)и оставьте его на 20 мин. Затем изгоните решение PVP через другой конец трубки с помощью шприца 10 мл.
  3. Смешайте 170 мг вольфрамовых бисера с 250 л хлорида метилена. Vortex вольфрамовой бисовой подвески тщательно.
  4. Смешайте 6 мг липофильных красителей DilC18(3) с 300 л хлорида метилена. Vortex DilC18(3) раствор красителя тщательно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги 1.3-1.4 в капюшоне дыма.
  5. Пипетка 250 л вольфрамовой суспензии на стеклянную горку. Подождите, пока подвеска высохнет (3 мин).
  6. Добавьте 300 л раствора красителя DilC18(3) в верхней части слоя подвесной подвески вольфрама. Смешайте раствор красителя DiIC18(3) и подвеску вольфрамового бисера тщательно с кончиком пипетки и дайте смеси высохнуть (3 мин).
  7. После высыхать, используйте лезвие бритвы, чтобы разделить смесь на две 1,5 мл центрифуговых труб. Заполните трубки водой.
  8. Соникат на водяной бане (Amp I, 100%) до однородного (5 мин). Убедитесь, что кончик звукового сигнала лежит непосредственно на трубках с подвеской биса.
  9. Объедините два 1,5 мл гомогенизированной смеси в коническую трубку 15 мл. Снотировать смесь еще 3 мин.
  10. Нарисуйте вольфрамовую смесь-DilC18(3) в трубку с покрытием PVP с помощью шприца 10 мл. Кормите трубку в подготовительную станцию (см. Таблицу Материалов).
  11. Поверните в течение 1 мин на подготовительной станции. Тщательно удалите всю воду из трубки с помощью шприца 10 мл.
  12. Включите азотный газ и отрегулируйте поток азота примерно до 0,5 л в минуту (LPM), поверните трубку на подготовительной станции и высушите азотом в течение 30 мин.
  13. Снимите трубку с подготовительной станции и нарежьте на 13 мм длины (соответствующие размеру загрузки картриджа) с помощью резака для труб. Держите 13 мм длины в сцинтилляции флаконы в темноте.

2. Подготовка секций мозга

ПРИМЕЧАНИЕ: Взрослые мужчины F344/N крысы были пара размещены в контролируемой среде под 12/12 свет: темный цикл с объявлением libitum доступ к пище и воде. Все животные были ухаживали за использованием руководящих принципов, установленных Национальными институтами здравоохранения в руководстве по уходу и использованию лабораторных животных.

  1. Глубоко обезвреживать крыс с помощью 5% севофлуран.
  2. Приступайте к следующему шагу, когда крысы не реагируют на вредные раздражители и рефлексы отсутствуют.
  3. Защищайте крысу в положении на спине внутри химического дыма капот.
  4. Сделайте разрез через кожу вдоль грудной средней линии. Отделить диафрагму и открыть грудь ножницами. Вставьте 20 G и 25 мм иглы в левый желудочек.
  5. Сразу же вырежьте правое предсердие ножницами. Perfuse 50 мл 100 мМ PBS с 5 мл/мин скорости потока. Perfuse 100 мл 4% параформальдегида буферизированы в 100 мМ PBS.
  6. Удалить весь мозг крысы сразу после перфузии.
  7. Postfix весь мозг в течение 10 мин с 4% параформальдегида.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не postfix в 4% параформальдегида в течение более 30 мин, потому что это повлияет на маркировку.
  8. Вырезать 500 мкм толщиной корональных секций с помощью матрицы мозга крысы (см. Таблица материалов). Сделать первый разрез и держать лезвие на месте. Сделайте второй разрез с помощью второго лезвия и вертикально удалите первое лезвие, удерживая ткань на поверхности лезвия.
  9. Поместите ломтики мозга в 24 хорошо пластины с 1 мл 100 мМ PBS в каждой скважине. Повторяйте этот процесс до тех пор, пока все срезы не будут разрезаны.

3. Баллистическая маркировка и визуализация секций мозга

  1. Удалите PBS из каждого целевого хорошо.
  2. Загрузите картридж с куском diI/вольфрама бисора трубки и поместите его в аппликатор.
  3. Положите кусок фильтровальной бумаги между двумя экранами сетки. Подключите аппликатор к гелиевому шлангу. Отрегулируйте давление выхода гелия до 90 фунтов на квадратный дюйм (пси).
  4. Поместите аппликатор вертикально вручную по центру целевого колодца на расстоянии 1,5 см между образцом и экраном сетки. Пожар DiI / Вольфрама бисера труб.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не забудьте удалить все PBS из целевых скважин перед съемкой.
  5. Загрузите картридж со следующей трубой из биса DiI/Вольфрама. Непрерывно огонь DiI / Вольфрам абус из труб на оставшиеся ломтики.
  6. Заполните 24 хорошо пластины с 100 мМ PBS. Вымойте 500 л свежего 100 мМ PBS 3x. Не позволяйте ломтикам перевернуться во время мытья с PBS.
  7. Добавьте 500 л свежего 100 мМ PBS и держите ломтики при 4 градусах По цельсию в темноте в течение 3 ч.
  8. Перенесите ломтики мозга на стеклянные слайды с помощью тонкой кисти.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Три секции мозга могут быть перенесены на каждый стеклянный слайд.
  9. Сразу же добавить 1 мл антифадеймонтаж среды на каждом разделе. Поместите 22 мм х 50 мм coverslip над секциями мозга. Высушите стекло в темноте в течение 2 дней.
  10. Включите систему конфокального микроскопа и переключитесь на цель на 60 евро.
  11. Установите систему конфокального микроскопа, чтобы иметь увеличение 60 "(A/1.4, масло) и интервал в 0,15 мкм (пинхол размер 30 мкм, задний проект радиус отверстия 167 нм). Используйте длину волны 543 нм для получения изображений нейронов, представляющих интерес.
  12. Получение изображений стекол для целевого типа нейронов на основе границ области мозга и морфологических характеристик нейронов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Приобрести по крайней мере три изображения от каждого животного.

4. Использование методологии с клеточной культурой

  1. Изолировать первичные корковые нейроны от F344/N крыс в послеродовой день один с использованием ранее сообщалось методологии14.
  2. Культура первичных корковых нейронов в 35 мм стеклянной нижней тарелке в течение одной недели. Измените половину среды культуры со свежим истоем роста нейронов на третий день после изоляции. Вымойте стеклянную нижнюю тарелку 2x с 1 мл 100 мМ PBS.
  3. Исправить с 4% параформальдегида в течение 15 минут при комнатной температуре. Повторите шаги 3.2-3.6 для баллистической маркировки клеток.
  4. Вымойте 1 мл 100 мМ PBS 3x. Добавьте 500 кл свежего 100 мМ PBS и держите его при 4 градусах по Цельсию в темноте в течение 3 ч.
  5. Добавьте 200 л антифадейского монтажа.
  6. Получите изображения стека для каждого целевого нейрона, используя параметры в шаге 3.10.

5. Анализ нейронов и дендритная оценка позвоночника

  1. Слепые нейроны, использующие кодовые номера для предотвращения предубеждений экспериментаторов.
  2. Установить критерии отбора нейронов на основе области мозга интерес.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Критерии отбора для нейронов включают непрерывное дендритное окрашивание, низкий фон, отсутствие красителей внутри клеток, минимальное распространение красителя DiI в внеклеточное пространство, правильная морфология пирамидальных нейронов(рисунок 1).
  3. Открытое программное обеспечение реконструкции нейронов (см. прилагаемый видео 1).
  4. Загрузите файл изображения, нажав на изображение«File Folder»в верхнем левом углу.
  5. Нажмите"Сома"и пометьте сому нейронов на изображении.
  6. Нажмите "Tree" и выберите "Управляемый пользователем".
  7. Проследите все дендритные ветви интереса.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для пирамидальных нейронов, которые характеризуются одним акическим дендритом и несколькими базилярными дендритами, прослеживается только апикальный дендрит. Убедитесь, что все соединительные ветви прикреплены друг к другу.
  8. Нажмите "Позвоночник".
  9. Определите параметры обнаружения и нажмитекнопку "Обнаружить все".
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для мозговых срезов, последовательные параметры, используемые в регионах мозга: 2.0 (Внешний диапазон), 0,3 (минимальная высота), 100% (Чувствительность детектора), и 10 (Минимальный граф). Для клеточной культуры необходимо увеличить чувствительность детектора и уменьшить минимальный отсчет.
  10. Классифицировать шипы, выбрав "Классифицировать все".
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дендритические шипы классифицируются с помощью алгоритма, неотъемлемого программного обеспечения реконструкциинейронов 15.
  11. Сохранить отслеживание, выбрав изображение диска в верхнем левом углу.
  12. Выполняйте нейрональные и дендритные морфологические анализы позвоночника.
    1. Открытая нейрональная реконструкция количественного анализа программного обеспечения (см. прилагаемый видео 2).
    2. Загрузите изображение, нажав "Файл" и "Открытый файл данных".
    3. Нажмите "Анализ" и "Анализ структуры",чтобы проанализировать морфологию нейронов и дендритную морфологию позвоночника.
    4. Для морфологии нейронов нажмите «Tree Totals»и выберите коробку для«Dendrite Totals».
    5. Для дендритной морфологии позвоночника нажмите кнопку «Spines», а затем выберите коробку для «Spine Details».
    6. Сохранить выход в виде текстового (.txt) файла, нажав правой кнопкой выхода таблицы и выбрав "Сохранить файл".
    7. Нажмите "Анализ" и "Анализ Шолля".
    8. Установите стартовый радиус до 10 мкм, а радиус приращения до 10 мкм.
    9. Нажмите на поле "Dendrites" и нажмите "Дисплей".
    10. Сохранить выход в виде текстового (.txt) файла, нажав правой кнопкой таблицы вывода и выбрав "Сохранить файл".

6. Анализ данных

  1. Проанализируйте данные морфологии нейронов (т.е. дендритной сложности ветвления).
    1. Добавьте количество дендритов в каждой ветви порядка и разделить на общее количество дендритов. Умножьте на 100, чтобы вычислить относительные частоты для количества дендритов в каждом заказе филиала.
  2. Проанализируйте данные анализа Sholl для изучения сложности нейрональной беседки и дендритной связи позвоночника.
    1. Рассчитайте среднее и стандартное погрешность среднего значения для количества пересечений в каждом радиусе.
    2. Сумма количество шипов зависит от типа позвоночника (т.е. тонкий, коренастый, гриб) в каждом радиусе и разделить на общее количество шипов для этого типа позвоночника. Умножьте на 100, чтобы вычислить относительные частоты для количества шипов в каждом радиусе.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

На рисунке 2A, типичные пирамидальные нейроны в гиппокампе области в крысиных секций мозга были определены по технологии баллистической маркировки, характеризуется одним большим акическим дендритом и несколькими меньшими базальными дендритами вокруг сомы. На рисунке 2B показан нейрон в программном обеспечении количественного анализа нейронов реконструкции после того, как была обнаружена сома, были обнаружены дендритные ветви и обнаружены шипы. Впоследствии данны...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом протоколе мы описываем разностороннюю технику маркировки нейронов как из мозга крыс, так и из тех, которые выращивают в пробирке. Кроме того, мы сообщаем о методологии использования программного обеспечения реконструкции нейронов и программного обеспечения количественного анализа нейронной реконструкции для оценки морфологии нейронов и дендритных шипов. Оценка нейрональной морфологии и дендритных шипов дает возможность определить изменения в дендритной сложности ветвления, сложности нейрональной арбойности, дендри...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ни один из авторов не имеет конфликта интересов, чтобы объявить.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа финансировалась за счет грантов NIH HD043680, MH106392, DA013137 и NS100624.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
20Gx25 мм Игла PrecisionGlideBD305175
24-луночный планшет для культивирования клетокCostar3562
35 мм Тарелки со стеклянным дномMatTek CorporationP35G-1.5-20-C
Антибиотик-антимикотический растворCellgro30004CI100X
B-27 добавкаLife Technologies17504-04450X
Вкладыш стволаBIO-RAD165-2417
БураSigmaB9876
Борная кислотаSigmaB0252
Держатель картриджаBIO-RAD165-2426
Программное обеспечение для конфокальной визуализацииNikonEZ-C1версия 3.81b
Конфокальный микроскопNikonTE-2000E
Крышка стеклоVWR637-137
DilC18(3)Fisher ScientificD282
DMEM/F12 mediumLife Technologies10565-018
Dumont #5 ЩипцыWorld Precision Instruments14095
Dumont #7 ЩипцыWorld Precision Instruments14097
F344 rat(Harlan Laboratories, Индианаполис, Индианаполис, Индиана)
ГлюкозаVWR101174Y
GlutaMaxLife Technologies35050-061100X
HBSSSigmaH464110X
Диффузионные экраны HeliosBIO-RAD165-2475
Комплект генной пушки HeliosBIO-RAD165-2411
Система генной пушки HeliosBIO-RAD165-2431
Гелиевый шланг в сбореBIO-RAD165-2412
Щипцы с диафрагмойWorld Precision Instruments15914
Ножницы с диафрагмойWorld Precision Instruments500216
метиленхлоридомFisher ScientificD150-1
Нейробазальная средаLife Technologies21103-049
Программное обеспечение Neurolucida 360 mbfbioscienceдендритный анализ позвоночника
параформальдегидSigma-Aldrich158127-500G
ПараформальдегидSigmaP6148
Поли-L-лизинSigmaP9155
ПоливинилпирролидонFisher Scientific5295
ProLong Gold реагент против выцветанияМонтажная средаFisherScientific P36930
Матрица мозга крысы, 300 - 600 г, корональная, 0,5 ммTed Pella15047
СевофлуранMerritt VeterinarySupply 347075
бикарбонат натрияLife Technologies25080
SuperFrost Plus СлайдыFisher Scientific12-550-154%
НаборшприцевBIO-RAD165-2421
Трубка тефцельBIO-RAD165-2441
Трипсин-ЭДТАLife Technologies15400-054
Трубка для резкиBIO-RAD165-2422
Станция подготовки трубокBIO-RAD165-2418
Вольфрам M-25 Микроноситель 1.7 &; mBIO-RAD165-2269
Ножницы VannasWorld Precision Instruments500086

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gan, W. B., Grutzendler, J., Wong, W. T., Wong, R. O., Lichtman, J. W. Multicolor "DiOlistic" labeling of the nervous system using lipophilic dye combinations. Neuron. 27, 219-225 (2000).
  2. Gan, W. B., Grutzendler, J., Wong, R. O., Lichtman, J. W. Ballistic delivery of dyes for structural and functional studies of the nervous system. Cold Spring Harbor Protocol. 2009 (4), 5202(2009).
  3. Seabold, G. K., Daunais, J. B., Rau, A., Grant, K. A., Alvarez, V. A. DiOLISTIC labeling of neurons from rodent and non-human primate brain slices. Journal of Visualized Experiments. (41), (2010).
  4. Spacek, J. Dynamics of the Golgi method: a time-lapse study of the early stages of impregnation in single sections. Journal of Neurocytology. 18 (1), 27-38 (1989).
  5. McLaurin, K. A., Li, H., Booze, R. M., Mactutus, C. F. Disruption of Timing: NeuroHIV Progression in the Post-cART Era. Science Reports. 9 (1), 827(2019).
  6. Spruston, N. Pyramidal neurons: dendritic structure and synaptic integration. Nature Reviews Neurosciences. 9 (3), 206-221 (2008).
  7. Megias, M., Emri, Z., Freund, T. F., Gulyas, A. I. Total number and distribution of inhibitory and excitatory synapses on hippocampal CA1 pyramidal cells. Neuroscience. 102, 527-540 (2001).
  8. Peters, A., Kaiserman-Abramof, I. R. The small pyramidal neuron of the rat cerebral cortex. The perikaryon, dendrites and spines. American Journal of Anatomy. 127, 321-355 (1970).
  9. Harris, K. M., Sultan, P. Variation in the number, location, and size of synaptic vesicles provides an anatomical basis for the nonuniform probability of release at hippocampal CA1 synapses. Neuropharmacology. 34, 1387-1395 (1995).
  10. Sorra, K. E., Fiala, J. C., Harris, K. M. Critical assessment of the involvement of perforations, spinules, and spine branching in hippocampal synapse formation. Journal of Comparative Neurology. 398, 225-240 (1998).
  11. Mancuso, J. J., Chen, Y., Li, X., Xue, Z., Wong, S. T. C. Methods of dendritic spine detection: from Golgi to high-resolution optical imaging. Neuroscience. 251, 129-140 (2012).
  12. McLaurin, K. A., et al. Synaptic connectivity in medium spiny neurons of the nucleus accumbens: A sex-dependent mechanism underlying apathy in the HIV-1 transgenic rat. Frontiers in Behavior Neurosciences. 12, 285(2018).
  13. Roscoe, R. F. Jr, Mactutus, C. F., Booze, R. M. HIV-1 transgenic female rat: synaptodendritic alterations of medium spiny neurons in the nucleus accumbens. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 9 (5), 642-653 (2014).
  14. Li, H., Aksenova, M., Bertrand, S. J., Mactutus, C. F., Booze, R. Quantification of Filamentous Actin (F-actin) Puncta in Rat Cortical Neurons. Journal of Visualized Experiments. (108), e53697(2016).
  15. Rodriguez, A., Ehlenberger, D. B., Dickstein, D. L., Hof, P. R., Wearne, S. L. Automated Three-Dimensional Detection and Shape Classification of Dendritic Spines from Fluorescence Microscopy Images. PLoS ONE. 3 (10), 1371(2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

DilC18 3

Похожие статьи