Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Целевая нейронная травма для неинвазивного отключения головной цепи

4.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61271

⸱

27 сентября 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience, University of Virginia, 2Department of Radiology, Stanford University, 3Department of Neurology, University of Virginia, 4Global Internship Program, Focused Ultrasound Foundation, 5Department of Medicine, University of Virginia, 6Image Guided Therapy, 7Department of Neurosurgery, University of Virginia, 8Center for Brain, Immunology, and Glia, University of Virginia

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Целью протокола является предоставление метода для производства неинвазивных нейронных поражений в головном мозге. Метод использует магнитно-резонанс-управляемый Фокусированная ультразвук (MRgFUS) для того чтобы открыть барьер мозга крови в преходящем и фокусном образе, для того чтобы поставить циркулируя нейротоксин к parenchyma мозга.

Аннотация

Хирургическое вмешательство может быть достаточно эффективным для лечения некоторых видов медицинских неразрешимых неврологических заболеваний. Этот подход особенно полезен при расстройствах, при которых идентифицируемые нейронные схемы играют ключевую роль, такие как эпилепсия и двигательные расстройства. Имеющиеся в настоящее время хирургические методы, хотя и эффективны, как правило, включают инвазивную хирургическую процедуру, которая может привести к хирургическому повреждению нецелевых тканей. Следовательно, было бы важно расширить спектр хирургических подходов, чтобы включить метод, который является одновременно неинвазивным и нейротоксическим.

Здесь представлен метод производства фокусных, нейронных поражений в головном мозге неинвазивным способом. Этот подход использует низкоинтенсивное сфокусированное УЗИ вместе с внутривенными микропузырями, чтобы временно и очаги открыто гемового мозга Барьер (BBB). Период временного открытия BBB затем используется для фокусного доставки системно управляемого нейротоксина в целевую область мозга. Нейротоксин хинолиновая кислота (КК), как правило, BBB-непроницаемой, и хорошо переносится при введении интраперитонально или внутривенно. Однако, когда КК получает прямой доступ к тканям мозга, он токсичен для нейронов. Этот метод был использован у крыс и мышей для целевой конкретных областей мозга. Сразу же после MRgFUS, успешное открытие BBB подтверждается с помощью контрастного расширенного T1-взвешенной визуализации. После процедуры, T2 изображения показывает травмы ограничивается целевой области мозга и потеря нейронов в целевой области может быть подтверждено посмертное использованием гистологических методов. Примечательно, что животные, введенные с солевым раствором, а не КК действительно демонстрируют открытие BBB, но точка не проявляют травмы или потери нейронов. Этот метод, который называют точной внутримозговой неинвазивной управляемой хирургии (PING) может обеспечить неинвазивный подход для лечения неврологических расстройств, связанных с нарушениями в нервной схеме.

Введение

Целью данного метода является предоставление средств для производства неинвазивных нейрональных поражений в целевой области мозга. Смысл разработки такого подхода заключается в отключении нейронных схем, способствующих неврологическим расстройствам. Например, хирургия может быть весьма эффективным в лечении некоторых медицинских неразрешимых неврологических расстройств, таких как лекарственно-устойчивая эпилепсия (DRE)1. Тем не менее, каждый из доступных хирургических методов обладают ограничениями с точки зрения производства нежелательных побочных повреждений мозга. Традиционная резективная хирургия может быть высокоинвазивной с риском кровотечения, инфекции, сгустков крови, инсульта, судорог, отек мозга, и повреждениенерва 2. Альтернативы резективной хирургии, которые являются минимально инвазивными или неинвазивными включают лазерную интерстициальную тепловую терапию и радиохирургию, которые также доказали свою эффективность в подавлении судорог в DRE. В последнее время тепловые поражения, производимые высокоинтенсивным сфокусированным ультразвуком (HIFU), показали перспективу в сокращении судорог. HIFU является неинвазивным; однако, его окно обработки в настоящее время ограничено более центральными областями мозга из-за риска теплового повреждения нецелевых тканей, расположенных в непосредственной близости от черепа. Несмотря на такие ограничения, преимущества операции часто перевешивают потенциальные риски. Например, хотя хирургия DRE может привести к сопутствующему повреждению мозга, его благотворное воздействие на подавление судорог и улучшение качества жизни, как правило, преобладают над хирургическими рисками.

Метод, описанный в настоящем, Точная внутримозговая неинвазивная управляемая хирургия (PING), был разработан с целью отключения нейронных схем, ограничивая при этом сопутствующие повреждения мозга. Метод использует низкой интенсивности сосредоточены ультразвука в сочетании с внутривенной инъекции microbubbles, чтобы открыть BBB, для того, чтобы доставить нейротоксин. Этот подход не производит тепловых поражений мозга3,4,5,6,7, и период открытия BBB могут быть использованы для доставки BBB-непроницаемых соединений в мозг parenchyma. Открытие BBB является переходным, и может быть произведено в целенаправленной манере с помощью магнитно-резонансной томографии руководства. В наших исследованиях, период открытия BBB был использован для доставки циркулирующих нейротоксинов в целевой области мозга паренхима у крыси мышей 8,9. Квинолиновая кислота является нейротоксин, который хорошо переносится привведении внутривенно 10,внутриартериально 10, или интраперитонально8,9,11. Отсутствие токсичности ДЛЯ связано с его плохой проницаемостью BBB, которая, как сообщается, ничтожно мала10. В отличие от этого, прямое введение КК в мозг паренхима производит нейрональные поражения, которые щадятсоседние аксоны 12,13. Таким образом, при циркулирующей КК получает доступ к паренхиме мозга в целевой области открытия BBB, нейрональная смертьпроизводится 8,9. Таким образом, настоящий метод приводит к потере фокусных нейронов в точно целенаправленной и неинвазивной манере.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все методы, описанные здесь, были одобрены Комитетом по уходу за животными Университета Вирджинии.

1. Подготовка реагентов

  1. В день операции приготовьте 6,0 мл инъекционной хинолиновой кислоты (ЗА). Растворите 450 мг КК в 4,0 мл 1,0 N NaOH. Добавьте 0,6 мл 10x PBS, рН до 7,4 и довнесите до конечного объема 6,0 мл с dH2O. Фильтр через фильтр шприца 0,22 мкм. Раствор стабилен в течение 2 недель при 4 градусах Цельсия.
  2. Подготовка aqueous дисперсии микропузырьки в нормальном солевом зонда sonication от деафторобутан газа и стабилизировать с DSPC / PEG stearate монослойной оболочки12.
  3. Размер микропузырьки флотации при нормальной гравитации. Определите концентрацию и размер микропузыря с помощью счетчика Multisizer III. Концентрация и распределение размеров микропузыря должны быть соответственно 6х 10 8/мли 2 мкм (средний диаметр частиц). Самые большие пузыри удаляются путем исключения/разделения флотации.
  4. Кроме того, приобрести коммерчески доступные микропузырьки.

2. Подготовка животных

  1. Акклиматизировать животное (крыса или мышь) в течение 3 дней после родов. Эксперименты, описанные здесь использовали Sprague-Dawley крыс (5-6 недель) или теленцефалии внутренней структурной гетеротопии (тиш) крыс (местная колония).
  2. Дом животных под 12-часовой свет: 12 часов темного цикла.
  3. Запись веса животных. Эта информация важна на протяжении всей процедуры.
  4. Получить T2-взвешенные изображения MR за день до процедуры FUS для того, чтобы установить предоперационные базовые изображения. Используйте следующие параметры для визуализации T2: время повторения/эхо времени (TR/TE) 3000/138 миллисекунд, 3 средних, поле зрения 29 х 45мм 2, размер матрицы 125 х 192, толщина ломтика 0,23 мм.
  5. Обезболивать животное изофлураном (4% индукции, 2% содержание). Подтвердите достаточную глубину анестезии с помощью щепотки ноча. Нанесите офтальмологическую мазь на глаза.
  6. Бритье кожи головы животного, и удалить оставшиеся волосы с депиляативным кремом.
  7. Используйте катетер хвостовой вены для вливания микропузырей, контрастного агента и КК. Катетеры состоят из длины трубки PE10, оснащенной иглой 30 G x 1/2 дюйма. Оставьте 1 мл шприц с гепаринизированным солевым раствором в линии, чтобы быть удалены и присоединены, когда линия используется для настоев.

3. Процедуры МРТ и ПИНГ

  1. Выполните МРТ на блоке 7 T MR с градиентной силой 600 мТ/мс(рисунок 1 и рисунок 2). Выполняйте МРТ-приобретения с помощью поверхностной катушки, включенной в систему FUS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Система FUS, используемая для экспериментов, состоит из трех частей: i) система звуковой связи является МЗР-совместимой заранее сфокусированной, 8-элементный кольцеобразный массив, трансдуцер 1,5 МГц (сферический радиус 20 мм и 2 мм, активный диаметр 25 мм (f-число 0,8), с 80% электрической акустической эффективностью, которая подключена к фазированному генератору массива и усилителю мощности RF; ii) МР-совместимая моторизованная стадия позиционирования для перемещения преобразователя в передне-заднем направлении и медио-боковом направлении; iii) рабочая станция Thermoguide для контроля доставки звуковой, включая электронную фокусировку через фазовую модуляцию для регулировки фокусной глубины(рисунок 2).
  2. Поместите обезболивающее животное на катушки сани сборки (Рисунок 1) из MR-совместимой системы FUS в положении подвержены. Обездвижить животное с помощью резцы бар и ухо баров включены в колыбели саней.
  3. Нанесите акустический гель на кожу головы, смоченую водой; гарантируя, что пузырьков не существует, поместите мембранный барьер водной циркуляционные части сборки предуктора над черепом животного и опустите сборку предуктора, насколько это возможно, в параллельной планарной ориентации по отношению к черепной пластине. Поместите диафрагму предуцера твердо против бритой кожи головы животного прямо над черепной пластиной.
  4. Прикрепите пневматический датчик к телу хирургической лентой, чтобы контролировать дыхание. Распоить пневматический датчик на левой нижней грудной клетке.
  5. Переместите сборку руки FUS с катушками, санями и животными в блок МРТ 7T(рисунок 1).
  6. Вы запустите последовательность T2-разведчика, чтобы определить общее физическое положение сборки предуцера относительно головы животного, и сделать механические корректировки по мере необходимости(рисунок 2). Параметры для визуализации T2: время повторения/эхо времени (TR/TE) - 3000/138 миллисекунд, 3 средних, поле зрения - 29 х 45мм 2,размер матрицы - 125 х 192, толщина ломтика - 0,23 мм. Термометрия обычно не используется в этом протоколе.
  7. Получить T2 изображения для уточнения позиционирования предуцера. Точно определите местоположение предуцера и укажите координационный центр (ы) звуковой работы с использованием функции таргетинга программного обеспечения. Параметры для визуализации T2: время повторения/эхо времени (TR/TE) - 3000/138 миллисекунд, 3 средних, поле зрения - 29 х 45мм 2,размер матрицы - 125 х 192, толщина ломтика - 0,23 мм.
  8. Непосредственно перед sonication, вводить 300 йл / кг microbubbles14 через хвостовую вену.
  9. Используйте 1,5 МГц предуцера для производства sonications (30 мс волновой пакет, 3% цикла службы, 1 Гц частоты повторения всплеска, 240 с продолжительностью / sonication.
  10. Сразу же после sonication, вводить гадодиамид контрастного агента через хвостовую вену, а затем выполнить T1 взвешенных плюс контрастное сканирование, чтобы подтвердить открытие BBB и точность ориентации. Параметры для T1-взвешенной визуализации: TR/TE - 900/12 миллисекунд, 2 средних, поле зрения - 24 х 30 мм2,размер матрицы - 208 х 256, толщина ломтика - 0,7 мм. Как правило, выполняется одно сканирование T1.
  11. Удалите руку FUS и санки из МРТ, и поместите животное на грелку установлен на 40 градусов по Цельсию, сохраняя при этом 2% изофлюран анестезии.
  12. Начиная с 30 минут после звуковой связи, используйте шприц-насос, чтобы наполнить КК (75 мг/мл раствора бульона) через хвостовую вену в течение 1 ч со скоростью 16,8 л/мин для достижения окончательной дозы 225 мг/кг (кв.с. до 1,0 мл солевого раствора).
  13. Когда инфузия завершена, прекратите анестезию, удерживая животное на грелке до готовности. Поместите животное в клетку и проводите плановые проверки его деятельности каждые 15 минут, в течение нескольких часов после процедуры.
  14. Верните животное в вивариум и проверяйте каждые 6 часов в течение первого дня на наличие бедствия или нерегулярной деятельности.
  15. Один день после сонной, выполнить T2 взвешенных MR изображений для оценки любых повреждений в области sonication. Параметры для изображения T2: время повторения/эхо времени (TR/TE) - 3000/138 миллисекунд, 3 средних, поле зрения - 29 х 45мм 2,размер матрицы - 125 х 192, толщина ломтика - 0,23 мм. Изображения оцениваются для областей гиперинтенсивности для выявления возможных повреждений тканей / отеков.

4. Посмертный анализ потери нейронов

  1. Разрешить пост-sonication, период выживания 4-5 дней для оценки потери нейронов с Флюоро-Джейд гистохимии.
  2. Глубоко обезболивать животное с изофлорана, и усыплять через внутрикардовые перфузии с 0,1 М фосфат буфера (рН 7,4), а затем 4% параформальдегида в фосфатном буфере.
  3. Удалить мозг из черепа и после исправления в течение 2 дней в 4% paraformaldehyde.
  4. Погрузите мозг в 30% сахарозы для криопротекторной, и вырезать разделы толщиной 20-30 мкм с криостата.
  5. Гора криоста разделы на желатиновые горки и воздух сухой ночь.
  6. Регидратировать слайды в дистиллированной воде, а затем обезвоживать в восходящих градуированных этанолов. После обезвоживания, регидратировать слайды в нисходящей градуированных этанолов.
  7. Передача слайдов в раствор 0,06% перманганата калия в течение 15 минут на орбитальном шейкере.
  8. Промыть слайды в течение 1 мин в дистиллированной воде и передачи на 0,001% раствор Фтор-Джейд B в 0,1% уксусной кислоты. Инкубировать под нежным возбуждением в течение 30 мин при комнатной температуре. Промыть слайды три раза в течение 1 мин в дистиллированной воде.
  9. Высушите горки на слайде теплее, эквилибрировать в ксиленах в течение 3 минут, и coverslip с помощью DPX монтажа средств массовой информации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом разделе описывается влияние PING на нейроны, расположенные в неокортической дисплазии. Ткань дисплазии являются общей чертой в мозге пациентов с лекарственно-устойчивой эпилепсией, и хирургическое удаление захвата генной дисплазии может обеспечить отличный контроль судорог15. Таким образом, определение влияния PING на диспластическую ткань мозга является важным приоритетом. Крыса модель генетической дисплазии корковой, тиш крысы, был выбран для изучения этого вопроса, потому что тиш мозга э...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Метод PING предназначен для производства неинвазивных, целевых поражений нейронов. Метод вытекает из сильной и растущей основы исследований в области сфокусированногоультразвука 3,,4,,5,,6,,7. Способность обеспечить координационный доступ к определенным областям мозга parenchyma через переходное открытие BBB создала путь для доставки широкого спектра агентов, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторов нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы признают Рене Джека Роя за отличную техническую поддержку в области МРТ. Эта работа была поддержана Национальными институтами здравоохранения (R01 NS102194 к KSL и R01 CA217953-01 к MW), Фондом Честера (KSL) и Фокусовым ультразвуковым фондом (KSL и JW).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
7T-ClinScan МРТ системаBruker Biospin, Ettinglen, ГерманияПолучение МРТ изображений
Акустический гельLitho CLEAR11-601Высоковязкий Акустический пропускающий гель
DPX Монтаж СредаЭлектронная Микроскопия Науки13512Покровное стекло на основе смолы
Монтаж фтор-нефритовый BEDM MilliporeAG310Высокоаффинное окрашивание для Дегенеративные нейроны
Флуовак Адсорбер анестетикГарвардский аппарат34-0388Органический обезболивающий поглотитель
Система FUSТерапия под визуальным контролем, Пессак, ФранцияLabFUSMR совместимая сфокусированная ультразвуковая система для мелких животных
GadodiamideGE Healthcare AS, Осло, НорвегияOmniscanMR Контрастное вещество
HeparinSAGENTNDC2502140010Антикоагулянт
Игла для подкожных инъекций 30G x 1/2Becton-Dickinson26027Катетеризация хвостовой вены
Инсулиновый шприц 28G1/2 (1ml)EXEL26027Введение инъекционных препаратов в катетер хвостовой вены
Изофторновый распылительSurgiVetVCT302Введение анестезии
ИзофлуранГенри ШейнNDC1169567762Анестезия
KMnO4Sigma223468окрашивающих фторнефритовый B
Произведено внутрь: А. Клибанов305106Микропузырьки, разрушающие гематоэнцефалический барьер
(коммерческий источник)Lantheus Medical Imaging, Северная Биллерика, МассачусетсМикропузырьки Definity Агент,разрушающий гематоэнцефалический барьер
Мониторинг и мониторинг Стробовая системаИнструменты для мелких животныхмодель 1030Мультиразмерер для мониторинга дыхания
3 Счетчик СоултераBeckman-Coulter, Hialeah, FLMultisizer 3Используется для определения среднего размера микропузырьков
Optixcare EYE LUBECLC MEDICA, Онтарио, Канада11611Роговица Protectant-Eye Lube
PE10 трубкаBecton-Dickinson427401Катетер для хвостовых вен Компонент
хинолиновой кислотыSanta Cruz Biotechnology, Даллас, ТехасCAS 89-00-9Нейротоксин
Sprague-Dawley RatsTaconic BiosciencesSD-Mкрысиная модель
Шприцевой насосCarnegie MedicinCMA 100Контролируемая доставка хинолиновой кислоты
Термогид Программное обеспечениеТерапия под визуальным контролем, Пессак, ФранцияТермогидПриводы Лаборатория FUS Система
Tish RatsIn-house colony RatModel
Veet крем для депиляцииReckitt BenckiserУдаление волос на коже головы
реагент, используемый в микропузырьках,

Ссылки

  1. Wiebe, S., Eliasziw, M., Matijevic, S. I. Changes in quality of life in epilepsy: How large must they be to be real. Epilepsia. 42, 113-118 (2001).
  2. McClelland, S., Guo, H., Okuyemi, K. S. Population-based analysis of morbidity and mortality following surgery for intractable temporal lobe epilepsy in the United States. Archives of Neurology. 68, 725-729 (2011).
  3. Hynynen, K., McDannold, N., Vykhotseva, N., Jolesz, F. A. Noninvasive MR imaging-guided focal opening of the blood-brain barrier in rabbits. Radiology. 220, 640-646 (2001).
  4. McDannold, N., Vykhodtseva, N., Raymond, S., Jolesz, F. A., Hynynen, K. MRI-guided targeted blood-brain barrier disruption with focused ultrasound: histological findings in rabbits. Ultrasound in Medicine & Biology. 31, 1527-1537 (2005).
  5. Park, J., Zhang, Y., Vykhodtseva, N., Jolesz, F. A., McDannold, N. J. The kinetics of blood brain barrier permeability and targeted doxorubicin delivery into brain induced by focused ultrasound. Journal of Controlled Release. 162 (1), 134-142 (2012).
  6. Sheikov, N., McDannold, N., Vykhodtseva, N., Jolesz, F., Hynynen, K. Cellular mechanisms of the blood-brain barrier opening induced by ultrasound in the presence of microbubbles. Ultrasound in Medicine & Biology. 30, 979-989 (2004).
  7. Vlachos, F., Tung, Y. S., Konofagou, E. E. Permeability assessment of the focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening using dynamic contrast-enhanced MRI. Physics in Medicine and Biology. 55 (18), 5451-5466 (2010).
  8. Zhang, Y., et al. focal disconnection of brain circuitry using magnetic resonance-guided low-intensity focused ultrasound to deliver a Neurotoxin. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (9), 2261-2269 (2016).
  9. Zhang, Y., et al. Testing different combinations of acoustic pressure and doses of quinolinic acid to induce focal-neuron loss in mice using transcranial low-intensity focused ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 45, 129-136 (2018).
  10. Foster, A. C., Miller, L. P., Oldendorf, W. H., Schwarcz, R. Studies on the disposition of quinolinic acid after intracerebral or systemic administration in the rat. Experimental Neurology. 84, 428-440 (1984).
  11. Beskid, M., Różycka, Z., Taraszewska, A. Quinolinic acid: effect on the nucleus arcuatus of the hypothalamus in the rat (ultrastructural evidence). Experimental and Toxicologic Pathology. 49, 477-481 (1997).
  12. Schwarcz, R., Köhler, C. Differential vulnerability of central neurons of the rat to quinolinic acid. Neuroscience Letters. 38, 85-90 (1983).
  13. Schwarcz, R., Whetsell, W. O., Mangano, R. M. Quinolinic acid: an endogenous metabolite that produces axon-sparing lesions in rat brain. Science. 219, New York, N.Y. 316-318 (1983).
  14. Klibanov, A. L. Microbubble contrast agents: targeted ultrasound imaging and ultrasound-assisted drug-delivery applications. Investigative Radiology. 41 (3), 354-362 (2006).
  15. Agari, T., et al. Successful treatment of epilepsy by resection of periventricular nodular heterotopia. Acta Medica Okayama. 66 (6), 487-492 (2012).
  16. Lee, K. S., et al. A genetic animal model of human neocortical heterotopia associated with seizures. The Journal of Neuroscience. 17 (16), 6236-6242 (1997).
  17. Schottler, F., Couture, D., Rao, A., Kahn, H., Lee, K. S. Subcortical connections of normotopic and heterotopic neurons in sensory and motor cortices of the tish mutant rat. The Journal of Comparative Neurology. 395 (1), 29-42 (1998).
  18. Schottler, F., et al. Normotopic and heterotopic cortical representations of mystacial vibrissae in rats with subcortical band heterotopia. Neuroscience. 108 (2), 217-235 (2001).
  19. Zhang, Y., et al. Effects of non-invasive, targeted, neuronal lesions on seizures in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Ultrasound in Medicine and Biology. 46, 1224-1234 (2020).
  20. Holmes, E. W. Determination of serum kynurenine and hepatic tryptophan dioxygenase activity by high-performance liquid chromatography. Analytical Biochemistry. 172, 518-525 (1988).
  21. Shibata, K., Ohno, T., Sano, M., Fukuwatari, T. The urinary ratio of 3-hydroxykynurenine/3-hydroxyanthranilic acid is an index of predicting the adverse effects of D-trytophan in rats. Journal of Nutritional Science and Vitaminology. 60, 261-268 (2014).
  22. Aubry, J. -F., Tanter, M. MR-guided transcranial focused ultrasound. Therapeutic Ultrasound. , 97-111 (2016).
  23. Elias, W. J., et al. A Randomized trial of focused ultrasound thalamotomy for essential tremor. New England Journal of Medicine. 375, 730-739 (2016).
  24. Ghanouni, P., et al. Transcranial MR-guided focused ultrasound: a review of the technology and neuro applications. American Journal of Roentgenology. 205, 150-159 (2015).
  25. Martin, E., Jeanmonod, D., Morel, A., Zadicario, E., Werner, B. High-intensity focused ultrasound for noninvasive functional neurosurgery. Annals of Neurology. 66, 858-861 (2009).
  26. Monteith, S., et al. Transcranial magnetic resonance-guided focused ultrasound for temporal lobe epilepsy: a laboratory feasibility study. Journal of Neurosurgery. 12, 1-8 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

gFUS2
Целевая нейронная травма для неинвазивного отключения головной цепи
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.