Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Бактериальная устная кормление с помощью антибиотико-обработанных комаров

6.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61341

⸱

12 сентября 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Hunan Provincial Key Laboratory of Animal Intestinal Function and Regulation, College of Life Science, Hunan Normal University, 2State Key Laboratory of Developmental Biology of Freshwater Fish, Hunan Provincial Key Laboratory for Microbial Molecular Biology, College of Life Science, Hunan Normal University, 3Department of Infectious Diseases, the Second Xiangya Hospital, Central South University

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье представлен протокол для исследования влияния отдельных бактерий комаров кишечника, в том числе изоляции и выявления комаров midgut культивирования микробов, антибиотик истощения бактерий кишечника комаров, и вновь ввести один конкретный вид бактерий.

Аннотация

Комар midgut гавани высоко динамичный микробиом, который влияет на метаболизм хозяина, размножение, фитнес, и вектор компетенции. Были проведены исследования для исследования влияния кишечных микробов в целом; однако, различные микробы могут оказывать различные эффекты по отношению к хозяину. В данной статье приводится методология изучения влияния каждого конкретного микроба кишечника комаров и потенциального механизма.

Этот протокол содержит две части. Первая часть вводит, как вскрыть комаров midgut, изолировать сорта бактерий колоний, и определить виды бактерий. Вторая часть предусматривает процедуру генерации обработанных антибиотиками комаров и повторного введения одного конкретного вида бактерий.

Введение

Комары считаются наиболее важными переносчиками патогенных заболеваний человека, передающих более ста патогенных микроорганизмов, включая вирус Зика, вирус Денге и паразиты Plasmodium 1. Когда комары принимают пищу крови, чтобы приобрести питательные вещества для овипозиции, они могут случайно ingest патогенов из инфицированного хозяина через пищеварительныйтракт 2. Важно отметить, что комаров midgut, который играет ключевую роль в обоих пищеварения еды крови и патогенных входов, гавани очень динамичный микробиом3.

Несколько исследований характеризовали лабораторных и полевых собранных микробиот комаров с использованием либо культурозависимый метод или бактерии секвенированияанализа 4,5,6. Виды, включая Pantoea, Serratia, Klebsiella, Elizabethkingia, и Enterococcus обычно изолированы от комаров вразличных исследованиях 5,7,8,9. Интересно, что микробиота кишечника комаров динамически колеблется как в разнообразии сообщества, так и в количестве видов бактерий, затронутых стадией развития, видом, географическим происхождением иповедением кормления 4. Исследования показывают, что кормление крови резко увеличивает общую бактериальную нагрузку с быстрым расширением видов из Enterobacteriaceae и сокращениеобщего разнообразия 10,11. Кроме того, микробиота кишечника комаров личиновидной стадии обычно искореняется, когда насекомое подвергается метаморфозе во время окукливания и эклоции; таким образом, вновь возникшие взрослые комары должны заселить свою микробиоту4.

Микробиота кишки модулирует физиологию насекомых в различных аспектах, включая усвоение питательных веществ, иммунитет, развитие, размножение и векторнуюкомпетентность 12. Axenic личинки комаров не в состоянии развиваться за пределами первой instar в то время как бактерии устные поставки спасает развитие, указывая, что комаров кишечника микроб имеет важное значениедля развития личинки 13,14. Кроме того, истощение кишечных бактерий замедляет пищеварение пищи в крови и усвоение питательных веществ, влияет на созревание яйцеклеток и уменьшает овипозицию15. Кроме того, комары с микрофлорой кишечника вызывают более высокие иммунные реакции по сравнению с обработанными антибиотиками комарами, с постоянно повышенным экспрессией антимикробных пептидов противдругих патогенов, чтобы заразить 16. Антибиотики, как правило, устно вводят для удаления бактерий пан кишечника в этих исследованиях, а затем эксперименты проводятся, чтобы сравнить разницу между топором комаров и комаров с commensal микробов. Тем не менее, комар midgut гавани разнообразное сообщество микробов, и каждый вид бактерий может оказать явное влияние на физиологию хозяина.

Микробиота комаров регулирует векторную компетентность с различными эффектами. Колонизация Proteus изолированы от полевых комаров денге эндемичных районах придает до регулируется антимикробных пептид экспрессии и устойчивость к инфекции вирусаденге 16. Энтомопатогенный гриб Beauveria bassiana активирует иммунный путь Toll и JAK-STAT против арбовирусной инфекции17. В отличие от этого, гриб Talaromyces изолированы от Aedes aegypti midgut облегчает вирус денге инфекции путем модуляции кишечника трипсинадеятельности 18. Кроме того, Serratia marcescens способствует передаче арбовируса через секреторный белок под названием SmEnhancin ,который переваривает слой муцина на кишечном эпителиикомаров 19.

Эта процедура обеспечивает систематический и интуитивный метод для вскрытия комаров мидгут, изоляция обетуемых колоний бактерий, выявление видов бактерий, и реинтродукции через устное кормление. Он обеспечивает репрезентативные результаты кормления крови с commensal бактерии, Chryseobacterium менингосептикум, на комаров яичников развития и овипозиции.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Мидгут рассечение и культивирование бактерий изоляции

  1. Приготовьте комара к вскрытию.
    1. Соберите комаров через 7-9 дней после появления с аспиратором. Обезболить собранных комаров, подвергая их температуре 4 градусов по Цельсию в течение 3-5 минут и держать комаров анестезии в ледяной чашке Петри до вскрытия.
  2. Стерилизовать лабораторные приборы и поверхность комаров.
    1. Стерилизовать экспериментальную скамейку, рассекая микроскоп, миппы и стеклянную горку, распыляя 75% этанола, чтобы избежать загрязнения бактериями окружающей среды.
    2. Приготовьте стерильную чашку Петри, содержащую 75% этанола и две чашки Петри, содержащие стерильный 1x фосфат буферный солевой раствор (1x PBS).
    3. Поверхностная стерилизация комаров путем погружения и встряхивания их в 75% этанола в течение 3 мин, и промыть дважды с 1x PBS буфера в случае, если этанол влияет на расчлененную флору кишечника.
  3. Вскрыть комаров midgut.
    1. Перенесите поверхностно стерилизованных комаров на стеклянную горку с каплей стерильного буфера 1x PBS. Рассекаете под рассечением микроскопа.
    2. Под нижним увеличением рассечения микроскопа, тщательно удалить ноги, крылья и голову комара, чтобы предотвратить побег. Удалите последний somite комара путем резки непосредственно, а не потянув его, чтобы предотвратить пищеварительного тракта от разрушения.
    3. Зажим грудной клетки комара и конца живота с типсами. Аккуратно вытащите пищеварительный тракт комара. Приобретенный пищеварительный тракт обычно содержит урожай, foregut, midgut, hindgut, и malpighian пробки.
    4. Отрегулируйте рассечение микроскопа до более высокого увеличения. Удалите урожай, foregut, hindgut, и malpighian труб из вскрытого пищеварительного тракта, чтобы получить midgut комара.
    5. Позаботьтесь при удалении урожая, так как урожай надувается и напоминает мидгут после того, как комар принимает сахарную муку. Мальпигийские трубы, группа длинных и тонких выделительных трубок, расположены на границе между мидгутом и задней частью.
  4. Изолировать кишечные бактерии.
    1. Перенесите расчлененный мидгут в стерильную трубку 1,5 мл с 200 МКЛ стерильного буфера 1x PBS.
    2. Измельчить midgut на стерильной скамейке тщательно с стерильной пестик, чтобы обеспечить полное освобождение кишечника бактерий в буфер.
    3. Серийный разбавить гомогенат до трех 10-кратных разбавлений. Добавьте 50 л каждого разбавления в агарную тарелку LB (бульон Лурия), а затем выложить на тарелку. Если midgut содержит высокую концентрацию кишечной флоры, важно сделать более серийные разбавления, чтобы выделить одиночные колонии.
    4. Инкубировать пластину при 37 градусов по Цельсию в течение 1-2 дней, пока не будут видны одиночные колонии.
  5. Идентификация видов
    1. Выберите одиночные колонии и прививайте их соответственно в коническую колбу 150 мл, содержащую 50 мл бульона LB среды.
    2. Встряхните бактерии при 37 градусов по Цельсию на ночь.
    3. Извлекайте общую ДНК с помощью бактериального геномного набора для извлечения ДНК. Усиление 16S rDNA полимеразной цепной реакцией (ПЦР).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Есть несколько сегментов в 16S rDNA, которые сохранены. На основе этих сохраненных регионов, универсальные грунтовки для бактерий могут быть разработаны для усиления 16S rDNA фрагменты всех бактерий. Эти грунтовки специфичны для бактерий, и разница в переменной области 16S rDNA может быть использована для различения различных бактерий. Таким образом, 16S rDNA широко используется для бактериальной идентификации.
    4. Восстановление и очистка фрагментов ДНК из продуктов ПЦР с помощью электрофореза агарозного геля и коммерческого комплекта для восстановления геля.
    5. Выполните секвенирование ДНК на очищенных фрагментах ДНК для получения бактериальных последовательностей генов.
    6. Сравните последовательность генов 16S rRNA с бактериальной последовательностью, доступной в GenBank. Выберите базу данных Бактерий и Археи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Идентификация к уровню вида была определена как 99% 16S rDNA последовательность сходства с ближайшим GenBank вступления. Изолят был назначен соответствующему роду, когда его сходство последовательности 16S rDNA было lt;99% и 95%.

2. Лечение антибиотиками и реинтродукция бактерий

  1. Подготовь решение для антибиотиков.
    1. Взвесить необходимое количество сахарозы, пенициллина и стрептомицина, чтобы подготовить 10% раствор сахарозы, включая 20 единиц пенициллина и 20 мкг стрептомицина на мл.
  2. Кормите комаров раствором антибиотиков.
    1. Обезболивать комаров при 4 градусах Цельсия в течение 3-5 мин. Перенесите комаров в бумажный стакан. Обложка верхней части с марлей и enwind марлю с лентой, чтобы предотвратить комаров от побега.
    2. Опустите стерильные ватные шарики в раствор антибиотиков и аккуратно поместите их на чашку комара. Сожмите ватные шарики перед использованием, чтобы предотвратить комаров от утопления в капающих ватных шариках.
    3. Обложка ватные шарики с 10 см Петри блюдо для предотвращения испарения влаги. Замените ватные шарики два раза в день в течение трех дней подряд.
  3. Подтвердите эффективность лечения антибиотиками.
    1. Согласно вышеупомянутому методу, вскрыть мидгут обработанных антибиотиками комаров.
    2. Перенесите вскрытые мидгуты в стерильную трубку 1,5 мл с 200 МКЛ стерильного буфера 1x PBS.
    3. Измельчить midguts в стерильной скамейке тщательно с стерильной пестик, чтобы обеспечить полное высвобождение кишечных бактерий в буфер.
    4. Извлекайте ДНК кишечных микробов с помощью бактериального геномного набора для извлечения ДНК.
    5. Выполните бактериальную квантитацию количественным ПЦР в режиме реального времени (qPCR) на геномной ДНК с использованием универсальных праймеров эвбактерий (16S rRNA F: TCCTACGGGAGGGAGCAGCAGT и R: GGACTACCAGGGGTACTACTGTT).
  4. Подготовка бактериальной суспензии
    1. Измерьте бактериальный раствор с помощью спектрофотометра. Добавьте 1 OD (OD600) бактериальную суспензию в трубку 1 мл. Центрифуга подвески при 5000 х г в течение 5 мин при 4 градусах Цельсия.
    2. Отбросьте супернатант и добавьте 1 мл стерильного буфера 1x PBS до 1,5 мл трубки для суспензии осадков.
    3. Центрифуга при 5000 х г в течение 5 мин при 4 градусах Цельсия; отказаться от супернатанта.
    4. Повторите шаги 2.4.2 и 2.4.3.
    5. Добавьте 200 йл стерильного буфера 1x PBS к бактериальным осадкам.
    6. Добавьте 600 МКЛ 10% раствора сахарозы, 200 МКЛ 10 мм АТФ (который действует как фагостимулятор) и 200 мл бактериальной суспензии в стерильную трубку 1,5 мл. Смешайте вихрем. Кроме того, приостановить бактериальные гранулы в тепло-инактивированной крови.
    7. Подготовка тепловой инактивированной крови
      1. Соберите свежую кровь с антикоагулянтной трубкой.
      2. Возьмите 2-3 мл свежей крови. Центрифуга при 1000 х г в течение 10 мин при 4 градусов по Цельсию, чтобы отделить плазму и клетки крови. Обратите внимание, что кровь будет потеряна во время центрифугации и мытья; необходимо заранее рассчитать использование.
      3. Соберите плазму в новую трубку 1,5 мл и нагревай-инактивировать при температуре 56 градусов по Цельсию в течение 1 ч.
      4. Добавьте 500 мкл стерильного буфера 1x PBS в трубку 1,5 мл для суспензии клеток крови. Центрифуга при 1000 х г в течение 10 мин при 4 градусов по Цельсию, а затем отказаться от супернатанта.
      5. Повторите шаг 2.4.7.4 дважды.
      6. Resuspend клеток крови с тепло-инактивированной плазмы для получения тепловой инактивированной крови.
      7. Следуйте шагам 2.4.1 до 2.4.4, чтобы получить 1 OD бактериальных гранул.
      8. Resuspend бактерий гранулированные с 1 мл тепловой инактивированной крови.
  5. Кормите комаров с бактериями подвески.
    1. Голодают комары в течение 24 ч, что позволяет антибиотикам усваивать перед кормлением бактерий.
    2. Соберите мембранную систему кормления.
    3. Печать стерилизованного фидерного блока с парафильмом, в качестве альтернативы коллагеновой мембраны.
    4. Положите на пластиковое кольцо и исправить его с парафильмом, чтобы избежать нарушения из-за трения во время кормления.
    5. Медленно добавьте подготовленный бактериальный раствор в кормушки. Обратите внимание, что только один колодец из двух хорошо подачи единицы могут быть заполнены с раствором и покрыть фидер единицы только от реагента снижается стороны.
    6. Подключите кормушки к системе кормления, разогретой до 37 градусов по Цельсию, которая имитирует температуру человека для привлечения комаров. Поместите кормующее устройство на бумажный стакан, наполненный комарами, и кормите в течение 90 минут.
    7. После кормления, анестезировать комаров, подвергая их температуре 4 градусов по Цельсию в течение 3-5 минут и держать комаров анестезии в ледяной чашки Петри.
    8. Выберите полностью engorged комаров для дальнейших исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Для извлечения ДНК были вывезены мидгуты комаров, обработанных антибиотиками и без антибиотиков, а qPCR выполнялся с помощью универсальных бактериальных грунтовок. На рисунке 1 показано выражение бактериальной 16S rRNA в контрольной группе и группе лечения антибиотиками. Результаты показывают, что около 98% кишечных бактерий были удалены, и стерилизация кишечника пенициллина и стрептомицина была успешной.

С описанными методами, штаммы бактерий были изолированы и определены.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Исследования взаимодействия хост-микробов показали, что различные кишечные микробы влияют на физиологию хозяина с помощью различных механизмов. Эта статья вводит метод для того чтобы исследовать соответственно роль микроба кишки москита, включая вскрывать midgut москита, культивировать обетуемые бактерии кишки, обработку антибиотика, и reintroducing бактерии интереса.

Для успешного лечения антибиотиками, следующие детали должны быть рассмотрены при проведении эксперимента. В этом протоколе, ко...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, чтобы раскрыть.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (Грант No 81902094, 81600497) и Научно-технический план проекта провинции Хунань (2019RS1036).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аденозин 5′-трифосфат динатрий соль гидратSigmaA2383Аденозин 5′-трифосфат динатрий соль гидрат использовался для приготовления стандартных растворов аденозинтрифосфата (АТФ)
Aedes aegyptiСамки комаров
Антикоагулянт пробиркаBD Vacutainer363095Сбор свежей крови
Центрифуга пробиркаСангон BiotechF601620-00101,5 мл, натуральный, градуированный, стерильный
ватные шарики
одноразовый пестик для измельчения тканейSangon BiotechF619072-000170 мм длиной, конический, синий, стерильный
абсолютный этанолPainiРазведите его до 75% этанола
ЩипцыRWDF11029Диссекция
Hemotek Мембранное кормление СистемаHemotekКомпоненты системы кормления, в том числе  Регулятор температуры Hemotek, узел питателя-корпуса, металлический питатель в сборе.
ШейкерZQZY-78AN
Петли инокуляцииSangon BiotechF619312-000110 μ l, Желтый
LB Порошок агараSangon BiotechA507003триптон 10,0 г, экстракт дрожжей 5,0 г, NaCl 10,0 г, агар 15,0 г.
LB Бульон ПорошокSangon BiotechA507002триптоном 10,0 г, экстракт дрожжей 5,0 г, NaCl 10,0 г.
МикроскопZeissStemi508
Бумажный стаканчикМесто комара
ПарапленкаSangon BiotechF1040024 дюйма 125 футов
Чашка ПетриSangon BiotechF611203
Пенициллин G Гидрат соли каинаSangon BiotechA606248Белый порошок. Растворимый в воде, растворимый в метаноле, слаборастворимый в воде, этанол
Single Channal PipettorGilson
Streptomycin sulfateSangon BiotechA610494Streptomycin sulfate является глюкозаминовым антибиотиком, который препятствует синтезу белков прокариот.
СахарозаСангон BiotechA502792растворима в воде, этаноле и метаноле, слабо растворима в глицерине и пиридине.
TIANamp Набор для ДНК бактерий TIANGENDP302Экстракт ДНК 
Утилита Ткань-москитная сетка Белый
вихревой миксерScintic IndustriesS1-0246
1,5 мл EP тубаSangon BiotechF600620
10X PBS буферSangon BiotechE607016Этот продукт представляет собой 10X решение. Пожалуйста, разбавьте его в 10 раз перед использованием. Значение pH составляет 7,4.
для инкубатора

Ссылки

  1. Tolle, M. A. Mosquito-borne diseases. Current Problems in Pediatric and Adolescent Health Care. 39 (4), 97-140 (2009).
  2. Wu, P., Yu, X., Wang, P., Cheng, G. Arbovirus lifecycle in mosquito: acquisition, propagation and transmission. Expert Reviews in Molecular Medicine. 21, 1(2019).
  3. Jayakrishnan, L., Sudhikumar, A. V., Aneesh, E. M. Role of gut inhabitants on vectorial capacity of mosquitoes. Journal of Vector Borne Diseases. 55 (2), 69(2018).
  4. Jupatanakul, N., Sim, S., Dimopoulos, G. The insect microbiome modulates vector competence for arboviruses. Viruses. 6 (11), 4294-4313 (2014).
  5. Moro, C. V., Tran, F. H., Raharimalala, F. N., Ravelonandro, P., Mavingui, P. Diversity of culturable bacteria including Pantoea in wild mosquito Aedes albopictus. BMC Microbiology. 13 (1), 70(2013).
  6. Chouaia, B., et al. Molecular evidence for multiple infections as revealed by typing of Asaia bacterial symbionts of four mosquito species. Applied and Environmental Microbiology. 76 (22), 7444-7450 (2010).
  7. Terenius, O., et al. Midgut bacterial dynamics in Aedes aegypti. FEMS Microbiology Ecology. 80 (3), 556-565 (2012).
  8. Bando, H., et al. Intra-specific diversity of Serratia marcescens in Anopheles mosquito midgut defines Plasmodium transmission capacity. Scientific Reports. 3, 1641(2013).
  9. Telang, A., Skinner, J., Nemitz, R. Z., McClure, A. M. Metagenome and culture-based methods reveal candidate bacterial mutualists in the Southern house mosquito (Diptera: Culicidae). Journal of Medical Entomology. 55 (5), 1170-1181 (2018).
  10. Wang, Y., Gilbreath, T. M., Kukutla, P., Yan, G., Xu, J. Dynamic gut microbiome across life history of the malaria mosquito Anopheles gambiae in Kenya. PloS One. 6 (9), (2011).
  11. Xiao, X., et al. A Mesh-Duox pathway regulates homeostasis in the insect gut. Nature Microbiology. 2 (5), 17020(2017).
  12. Guégan, M., et al. Short-term impacts of anthropogenic stressors on Aedes albopictus mosquito vector microbiota. FEMS Microbiology Ecology. 94 (12), 188(2018).
  13. Valzania, L., Coon, K. L., Vogel, K. J., Brown, M. R., Strand, M. R. Hypoxia-induced transcription factor signaling is essential for larval growth of the mosquito Aedes aegypti. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (3), 457-465 (2018).
  14. Coon, K. L., Vogel, K. J., Brown, M. R., Strand, M. R. Mosquitoes rely on their gut microbiota for development. Molecular Ecology. 23 (11), 2727-2739 (2014).
  15. de O Gaio, A., et al. Contribution of midgut bacteria to blood digestion and egg production in Aedes aegypti (diptera: culicidae)(L). Parasites & Vectors. 4 (1), 105(2011).
  16. Ramirez, J. L., et al. Reciprocal tripartite interactions between the Aedes aegypti midgut microbiota, innate immune system and dengue virus influences vector competence. PLoS Neglected Tropical Diseases. 6 (3), 1561(2012).
  17. Dong, Y., Morton, J. C., Ramirez, J. L., Souza-Neto, J. A., Dimopoulos, G. The entomopathogenic fungus Beauveria bassiana activate toll and JAK-STAT pathway-controlled effector genes and anti-dengue activity in Aedes aegypti. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 42 (2), 126-132 (2012).
  18. Anglero-Rodriguez, Y. I., et al. An Aedes aegypti-associated fungus increases susceptibility to dengue virus by modulating gut trypsin activity. Elife. 6, 28844(2017).
  19. Wu, P., et al. A gut commensal bacterium promotes mosquito permissiveness to arboviruses. Cell Host & Microbe. 25 (1), 101-112 (2019).
  20. Möhlmann, T. W., et al. Impact of gut bacteria on the infection and transmission of pathogenic arboviruses by biting midges and mosquitoes. Microbial Ecology. , (2020).
  21. Llorca, M., Gros, M., Rodríguez-Mozaz, S., Barceló, D. Sample preservation for the analysis of antibiotics in water. Journal of Chromatography. A. 1369, 43-51 (2014).
  22. Berendsen, B., Elbers, I., Stolker, A. Determination of the stability of antibiotics in matrix and reference solutions using a straightforward procedure applying mass spectrometric detection. Food Additives & Contaminants: Part A, Chemistry, Analysis, Control, Exposure & Risk Assessment. 28 (12), 1657-1666 (2011).
  23. Hill, C. L., Sharma, A., Shouche, Y., Severson, D. W. Dynamics of midgut microflora and dengue virus impact on life history traits in Aedes aegypti. Acta Tropica. 140, 151-157 (2014).
  24. Eng, M. W., et al. Multifaceted functional implications of an endogenously expressed tRNA fragment in the vector mosquito Aedes aegypti. PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (1), 0006186(2018).
  25. Kajla, M. K., Barrett-Wilt, G. A., Paskewitz, S. M. Bacteria: A novel source for potent mosquito feeding-deterrents. Science Advances. 5 (1), 6141(2019).
  26. Gonçalves, G. G. A., et al. Use of MALDI-TOF MS to identify the culturable midgut microbiota of laboratory and wild mosquitoes. Acta Tropica. 200, 105174(2019).
  27. Kuss, S. K., et al. Intestinal microbiota promote enteric virus replication and systemic pathogenesis. Science. 334 (6053), New York, N.Y. 249-252 (2011).
  28. Rani, A., Sharma, A., Rajagopal, R., Adak, T., Bhatnagar, R. K. Bacterial diversity analysis of larvae and adult midgut microflora using culture-dependent and culture-independent methods in lab-reared and field-collected Anopheles stephensi-an Asian malarial vector. BMC Microbiology. 9 (1), (2009).
  29. Apte-Deshpande, A., Paingankar, M., Gokhale, M. D., Deobagkar, D. N. Serratia odorifera a midgut inhabitant of Aedes aegypti mosquito enhances its susceptibility to dengue-2 virus. PLoS One. 7 (7), 40401(2012).
  30. Behura, S. K. Mosquito microbiota and metagenomics, and its relevance to disease transmission. Nature. 436, 257-260 (2013).
  31. Dickson, L. B., et al. Diverse laboratory colonies of Aedes aegypti harbor the same adult midgut bacterial microbiome. Parasites & Vectors. 11 (1), 1-8 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Диссекция средней кишки комараизоляция бактериальных колонийобработка антибиотикамисеквенирование 16S рРНКанализ микробиома кишечникареинтродукция бактерийопределение количества колониеобразующих единицстерильная техникафизиология комаров
Бактериальная устная кормление с помощью антибиотико-обработанных комаров
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.