Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Реконструкция кровотока в модели трансплантации сердца брюшной мыши

4.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62007

⸱

3 июня 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatric and Adolescent Medicine, University Hospital Erlangen, Friedrich-Alexander University Erlangen-Nürnberg, 2Department of Pediatric Surgery, Chengdu Women's and Children's Central Hospital, 3The Key Laboratory of Hainan Trauma and Disaster Rescue, The first affiliated Hospital of Hainan Medical University, 4Department of Infectious Diseases, West German Centre of Infectious Diseases, Universitätsmedizin Essen, University Duisburg-Essen, 5Department of Nephrology, Hannover Medical School

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Продемонстрирована новая методика реконструкции кровотока в гетеротопной модели трансплантации сердца брюшной мыши.

Аннотация

Хирургическая техника гетеротопной абдоминальной трансплантации сердца у мышей является стандартной моделью для исследований в области трансплантационной иммунологии. Здесь представлена установленная методика реконструкции модифицированного кровотока в гетеротопической модели абдоминальной трансплантации сердца. Этот метод использует интраторакическую нижнюю полую вену (IIVC) вместо легочной артерии донорского сердца для анастомоза нижней полой вены реципиента. Это облегчает и улучшает показатели успеха при трансплантации брюшного сердца у мышей.

Введение

Хирургическая методика гетеротопной абдоминальной трансплантации сердца у мышей представляет собой стандартную модель для исследований в области трансплантационной иммунологии1,2,3. Тем не менее, это очень сложно выполнить, и это означает ограничение на широкое использование этой модели4,5.

При традиционной трансплантации сердца мыши (THTx) донорская аорта и брюшная аорта реципиента анастомозируются, в то время как легочная артерия анастомозируется к реципиенту нижней полой вене6,7,8.

В этой модифицированной технике трансплантации сердца мыши донорская аорта анастомозируется к брюшной аорте реципиента, а донор IIVC анастомозируется к реципиенту нижней полой вене(3,4,6) (Рисунок 2 и Рисунок 3).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с руководящими принципами директивы 2010/63/EU Европейского парламента о защите животных, используемых в научных целях (одобрено Этическим комитетом, #G1071/09).

ПРИМЕЧАНИЕ: Предварительная подготовка, анестезия, послеоперационный уход и мониторинговые работы такие же, как и в традиционных хирургических методах1,2,4. Мыши BALB/c служили донорами сердца, а C57BL/6J — реципиентами трансплантата. Мыши были в возрасте 8-12 недель, весили ~ 30 г при трансплантации и были размещены в стандартных условиях.

1. Подготовительные шаги

  1. Для анестезии давайте мышам ингаляционный изофлуран (2%) до тех пор, пока они не заснут, с последующими внутрибрюшинными инъекциями кетамина (100 мг/кг) + ксилазина (10 мг/кг) + ацепромазина (2 мг/кг). При послеоперационном обезболивание применяют Метамизол (200 мг/кг) п.о. и Карпрофен (5 мг/кг) с.c..
    ПРИМЕЧАНИЕ: Применение антибиотиков было намеренно воздержано, так как эти вещества могут влиять на иммунологические реакции.
  2. Для хирургии используйте набор микроскопических инструментов, включая микрона ножницы, микрощипцы, держатель иглы и микро гемостатические зажимы. Также необходима электрохирургическая ручка. Выполняйте швы с использованием нейлонов типов 7/0er, 10/0er и 4/0er.
  3. Поместите мышь в коробку для ингаляции изофлурана (2%) в течение 40-60 секунд. Определяют глубину анестезии, сжимая лапу пинцетом. Если наблюдается полное отсутствие реакции на этот раздражитель, переходите к следующему шагу.
  4. Как только мышь уснет, взвесьте мышь.
  5. Нанесите внутрибрюшинную инъекцию кетамина (100 мг/кг) + ксилазина (10 мг/кг) + ацепромазина (2 мг/кг) анестезированной мыши.
  6. Обрежим брюшной мех и положите мышь на операционный стол. Выполните дезинфекцию с использованием повидона йодида 3 раза, затем правильно задрапируйте мышь с помощью фенестрированного хирургического полотенца.

2. Процедура работы донора

  1. Используйте ножницы, чтобы разрезать кожу от шеи до нижней части живота и отшелушить весь слой кожи до средней линии обеих подмышечных вмести.
  2. С помощью ножниц разрезайте мышцы брюшной стенки и осторожно переместите внутренние органы влево (с м. по мнению оператора). Оберните внутренние органы соленой впитанной марлей, чтобы безопасно обнажить нижнюю полую вену.
  3. Используйте шприц 1 мл для введения 0,4 мл раствора гепарина (содержит 500 ЕД гепарина) медленно в нижнюю полую вену и подождите 1 минуту, прежде чем вытащить иглу.
  4. Вытащите иглу и используйте микронарезами, чтобы разрезать как нижнюю полую вену, так и брюшную аорту, чтобы ускорить экссангинацию.
  5. Используйте ножницы, чтобы открыть грудную полость, выполнив U-образный разрез; полностью обнажают сердце, легкие и все грудные кровеносные сосуды.
    1. Обнажите грудную аорту, отрежьте 1/2 просвета, а затем перережьте легочную вену, чтобы облегчить орошение и дренаж.
    2. Вводят в отверстие грудной аорты оросительную трубку, вводят не менее 2 мл холодного гистидин-триптофана-кетоглутарата раствора кардиоплегии (раствор Custodiol HTK)9 до тех пор, пока отток легочной вены не будет полностью очищен и сердце полностью перестанет биться.
  6. Вытащите оросительную трубку и отсоедте грудину.
  7. Используйте микросульчицы, чтобы удалить тимус и слегка удалить жир вокруг дуги аорты.
  8. Используйте прямые и изогнутые щипцы для обнажения и перевязания ствола легочной артерии (с правой стороны дуги аорты) швом 10/0.
  9. Используйте микрощипцы для отделения жира и соединительной ткани, прикрепленной к IIVC, обнажите и обложите верхнюю полую вену (на левой стороне дуги аорты) швом 7/0 и используйте микроножницы, чтобы разрезать ее за лигированием.
  10. Сделайте шов 7/0 вокруг основания сердца под дугой аорты, IIVC и обеими ушными раковинами. Затем перевязывают ветви легочной артерии и венозные сосуды легких.
  11. Используйте микроножницы для трансектирования дуги аорты как можно более дистально, легочных сосудов под лигатурой и IIVC возле диафрагмы. Удалите сердце из грудной клетки.
  12. Поместите сердце эксплантированного донора в холодный раствор HTK для кардиоплегии HTK при температуре 4 °C и временно сохраните.

3. Порядок работы получателя

ПРИМЕЧАНИЕ: Начальные этапы операции аналогичны тем, которые были показаны ранее для мыши-донора, включая анестезию и дезинфекцию.

  1. Выполнить порез кожи живота поперечно, накрыть органы брюшной полости влажной марлей с использованием физиологического раствора.
  2. Используйте микрощипцы, чтобы обнажить нижнюю полую вену и брюшную аорту и освободить их от окружающей жировой ткани.
  3. Используйте микрощипцы для лигирования или электрокаутеризации боковых ветвей сосудов (боковых или под веной /аортой) ниже почечных сосудов.
  4. Используйте щипцы-зажимы-аппликаторы для размещения двух микрохемостатических зажимов в брюшной части вены/аорты, идущих справа, оставляя расстояние более 1 см для обеих аорты/вен, чтобы обеспечить пространство для построения анастомоза между ними.
  5. Используйте микроножницы, чтобы сделать разрез в аорте немного ближе к нижнему зажиму, чем к верхнему зажиму. В качестве альтернативы, используйте иглу 30 G, чтобы сделать небольшое отверстие и открыть его микроножницами.
  6. Расположите мышь-получателя так, чтобы аорта была обращена к оператору с полой веной на другой стороне. Затем поместите сердце в брюшную полость и накройте его небольшой мокрой марлевой подушечкой.
  7. Используйте шов 10/0 для адаптации и сшивания донорской аорты к аорте реципиента, начинающейся каудально, сделайте узел и продолжайте бегущим швом к верхней части разреза (около 4-5 швов). Затем переверните сердце вправо (с зрения субъекта), снова накройте его и продолжайте шов с левой стороны до достижения каудального конца и завязывайте его.
  8. Используйте оросительную трубку для инъекции не менее 0,5 мл раствора кардиоплегии HTK 4 °C для промывки IIVC донора.
  9. С помощью микронарезами вырезать круглое отверстие на брюшной нижней полой вене реципиента, которое должно иметь тот же размер донорского просвета IIVC. Разрез должен располагаться над анастомотическим отверстием аорты. Сделайте разрез вен больше, чем разрез аорты.
  10. Используйте шов 10/0, чтобы пришить донора IIVC к полой вене реципиента, начиная с каудально. Завяжите узел и выполните бегущий шов до тех пор, пока не будет достигнута верхняя часть разреза. Наложим пять швов и продолжим шов слева. Наконец, завяжите узел в хвостовом углу, и осторожно затяните (будьте осторожны, чтобы не тянуть слишком туго).
  11. Поместите небольшие части гемостатической губки вокруг вен и анастомозов аорты.
  12. Используйте щипцы-зажимы аппликатора, чтобы удалить сначала нижние, а затем верхние микро-гемостатические зажимы и промыть брюшную полость 38,0 ° C закаленным 0,9% хлоридом натрия.
  13. Используйте микрощипцы, чтобы убрать гемостатическую губку.
  14. Наблюдайте за сердцебиением пересаженное сердце.
  15. Используйте щипцы, чтобы вернуть кишечник обратно в брюшную полость, и двухслойные швы (мышцы живота, за которыми следует кожа), чтобы закрыть брюшную рану швом 4/0.
  16. Поместите мышей в камеру рабочей станции контроля кислорода и температуры (например, INVIVO2-400), чтобы обеспечить теплую и богатую кислородом среду для восстановления пересаженного мышей, подождите, пока мыши проснутся.
  17. Для послеоперационного обезболивания непосредственно введите Метамизол 200 мг/кг в секунду после операции. Через четыре и 16 часов после операции дают Метамизол 200 мг/кг на ОС+ Карпрофен (5 мг/кг) с.c. При дальнейшем последующем следовании вдавайте карпрофен (5 мг/кг) с.c трансплантированных мышам каждые 24 часа в течение трех последовательных дней после операции.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Здесь представлена модифицированная методика гетеротопной абдоминальной трансплантации сердца у мышей, которая была ранее разработана в нашей лаборатории и доказала свою полезность в течение последних 16 лет. Ранее сообщалось, что в общей сложности в 40 случаях анастомоза полой вены к полой вене (группа V-V) по сравнению с 40 случаями традиционной процедуры анастомоза легочной артерии к полой вене (группа P-V)4 (таблица 1)анастомоз сосудов занял 20,8±1,3 мин в группе V-V, что было...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Хирургическая техника гетеротопной трансплантации брюшного сердца у мышей очень сложна, и это означает ограничение широкого использования этой модели.

Одним из недостатков обычной методики является предельная длина легочной артерии (ПА) донора. Обычно он составляет около 2 мм длины, тогда как длина IIVC донорского сердца, используемого в нашей модели, обычно составляет около 1 см(рисунок 2). Это означает, что в модифицированной модели анастомоз IIVC предлагает бол...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Благодарности

Мы благодарим д-ра Юнь Сюй за ее помощь в качестве актера озвучивания, д-ра мед. Цзяньхуа Пэна за ее помощь в редактировании видео и доктора Анники Кукхан за ее комментарии и поддержку. Эта работа была частично поддержана Немецким исследовательским фондом (DFG) для содействия международному сотрудничеству (HO2581/4-1 to AH) и Национальным научным фондом Китая (NSFC; #81760291 FJ).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
30G-иглыBraun456300
ацепромазинCP PharmaTranquisol P
BALB/c AnNCrl мышиCharles River. Германиянет каталожного номера
Bepanthen глазная мазьHaus-ApothekePZN 01578675
Bonn Micro ЩипцыFST11083-07
Коробка для утеплителя и подачи кислорода устройствоRUSKINNINVIV
C57BL/6J  мышиCharles River. Германиянет каталожного номера
CarprofenZoetisRimadyl 50 мг/мл
CATHETER-FEP 26GTERUMOSurflo-W
Clip Applicator Щипцы StyleFST18057-14
Изогнутые щипцыWPI14114-G
custodiol/HTKDr. Franz Kö hler Chemieno catalog numberer
Cutasept дезинфекция кожиVWRBODL980365
электрохирургическая ручкаBovieCHANGE-A-TIP
марлевые салфетки, ватные палочкиLohmann-Rauscher13353
Нагревательный коврикTHERMO MAT PRO 30WHTP-30
Гемостатическая губкаCuraSponJ1276A
гепарин-растворHaus-ApothekePZN 03029820
МорозникПЭТЦНет каталожного номера Имеется
Аппарат для ингаляционной анестезииGROPPLERBKGM 0616
Устройство для изоляции и подачи кислородаRUSKINNINVIV
изофлуранCP PharmaIsofluran CP 1 мл/мл
кетаминZoetisno каталожный номер
metamizoleWDTno catalog numer
МикроножницыFST15000-00,15000-10
Micro Serrefine ( Зажим ) Угловой / 16 ммFST18055-06
МикроскопLeicaLEICAMZ6
Микроскоп светSCHOTTKL2500LED
физиологический раствор раствор (NaCl 0,9%)Haus-ApothekePZN 06178437
НожницыPeha Instruments991083/4
маленькая чашка ПетриSarstedt833900
Прямые щипцыWPI14113-G Хирургическая
лентаBSN4120
Щипцы для наложения швов - 10 смFST18025-10
Шовные материалы(10-0)Шовные материалы MedtronicN2540
(4-0)Шовные материалы ETHILONV4940H
(7-0)Шприц ETHILON1647H
(0,3 мл)BD324826
Шприц (1 мл)BD320801
ксилазинBayerRompun

Ссылки

  1. Corry, R., Winn, H., Russell, P. Primarily vascularized allografts of heart in mice. Transplantation. 16, 343-350 (1973).
  2. Habertheuer, A., et al. Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).
  3. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).
  4. Wu, K., et al. Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model. Microsurgery. 26, 594-598 (2006).
  5. Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).
  6. Melanie, L., et al. Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection. Cardiac Transplantation. Moffatt-Bruce, S. D., et al. , IntechOpen (2012).
  7. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).
  8. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).
  9. Mokbel, M., et al. Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).
  10. Song, S., et al. Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model. Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).
  11. Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
  12. Wu, K., et al. cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts. European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).
  13. Türk, T. R., et al. Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model. Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Абдоминальная трансплантация сердцагетеротопическая трансплантациянижняя полая венасосудистый анастомозиммунология трансплантацииаорта доноратеплая ишемияповторное сердцебиение трансплантата
Реконструкция кровотока в модели трансплантации сердца брюшной мыши
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.