Методическая статья

Расширенное управление сердечным ритмом путем применения оптогенетической многосайтовой фотостимуляции в мышечных сердцах

DOI:

10.3791/62335

⸱

26 августа 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Research Group Biomedical Physics, Max Planck Institute for Dynamics and Self-Organization, 2Research Electronics Department, Max Planck Institute for Dynamics and Self-Organization, 3Department of Pharmacology and Toxicology, University Medical Center Goettingen, 4Institute for Nonlinear Dynamics, Georg-August-University Goettingen, 5Department of Cardiology and Pneumology, University Medical Center Goettingen, 6German Center for Cardiovascular Research, DZHK e.V., partner site Goettingen, 7Laboratory Animal Science Unit, German Primate Center Leibniz Institute for Primate Research, 8Department of Microsystems Engineering (IMTEK), University of Freiburg, 9Cluster of Excellence BrainLinks-BrainTools, University of Freiburg

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В данной работе сообщается о методе управления сердечным ритмом интактных мышей мышей трансгенного каналаrhodopsin-2 (ChR2) с использованием локальной фотостимуляции с микро-светодиодной решеткой и одновременным оптическим картированием эпикардиального мембранного потенциала.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Желудочковые тахиаритмии являются основной причиной смертности и заболеваемости во всем мире. Электрическая дефибрилляция с использованием высокоэнергетических электрических ударов в настоящее время является единственным методом лечения опасной для жизни фибрилляции желудочков. Тем не менее, дефибрилляция может иметь побочные эффекты, включая невыносимую боль, повреждение тканей и ухудшение прогноза, что указывает на значительную медицинскую необходимость в разработке более мягких стратегий управления сердечным ритмом. Помимо энергосберегающих электрических подходов, сердечная оптогенетика была введена в качестве мощного инструмента для воздействия на сердечную деятельность с использованием светочувствительных мембранных ионных каналов и световых импульсов. В настоящем исследовании будет описан надежный и действительный метод успешной фотостимуляции перфузионных неповрежденных мышечных сердец Лангендорфа, основанный на многосайтовом темпе с применением массива микросветодов (микро-LED) размером 3 x 3. Одновременное оптическое картирование волн напряжения эпикардиальной мембраны позволяет исследовать эффекты региональной стимуляции и оценивать вновь индуцированную сердечную деятельность непосредственно на месте. Полученные результаты показывают, что эффективность дефибрилляции сильно зависит от параметров, выбранных для фотостимуляции при сердечной аритмии. Будет продемонстрировано, что освещенная область сердца играет решающую роль для успеха прерывания, а также как может быть достигнут целенаправленный контроль сердечной деятельности во время освещения для изменения паттернов аритмии. Таким образом, данная методика дает возможность оптимизировать манипулирование механизмом на месте на пути к контролю обратной связи сердечного ритма в режиме реального времени и, с учетом специфики региона, новые подходы к снижению потенциального вреда для сердечной системы по сравнению с использованием неспецифических приложений электрошока.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ранние исследования пространственно-временной динамики при аритмии показали, что сложные электрические паттерны при фибрилляции сердца управляются вихреобразными вращающимися волнами возбуждения1. Это открытие дало новое представление об основных механизмах аритмии, что затем привело к разработке новых методов лечения электрического терминирования, основанных на многосайтовом возбуждении миокарда 2,3,4. Тем не менее, лечение с использованием стимуляции электрического поля является нелокальным и может иннервировать все окружающие возбудимые клетки, включая мышечную ткань, вызывая повреждение клеток и тканей, а также невыносимую боль. В отличие от электротерапии, оптогенетические подходы обеспечивают специфическую и тканезащитную технику для вызова потенциалов действия кардиомиоцитов с высокой пространственной и временной точностью. Таким образом, оптогенетическая стимуляция имеет потенциал для минимально инвазивного контроля хаотических паттернов активации во время фибрилляции сердца.

Введение светочувствительного канала ионного канала родопсина-2 (ChR2) в возбудимые клетки посредством генетических манипуляций 5,6,7 позволило деполяризовать мембранный потенциал возбудимых клеток с помощью фотостимуляции. Было разработано несколько медицинских приложений, включая активацию нейронных сетей, контроль сердечной деятельности, восстановление зрения и слуха, лечение травм спинного мозга и другие 8,9,10,11,12,13,14. Применение ChR2 в кардиологии имеет значительный потенциал благодаря миллисекундному времени отклика15, что делает его хорошо подходящим для целенаправленного контроля аритмической динамики сердца.

В этом исследовании показана многосайтовая фотостимуляция неповрежденных сердец трансгенной мышиной модели. Таким образом, трансгенная линия мышей альфа-MHC-ChR2 была создана в рамках Седьмой рамочной программы Европейского сообщества FP7/2007-2013 (HEALTH-F2-2009-241526) и любезно предоставлена профессором С. Э. Ленартом. В целом, трансгенные взрослые самцы C57/B6/J, экспрессирующие Cre-рекомбиназу под контролем альфа-MHC, были спаренны для спаривания с женскими B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm27.1(CAG-COP4*H134R/tdTomato)Hye/J. Поскольку сердечная стоп-кассета была удалена во втором поколении, потомство показало стабильную экспрессию MHC-ChR2 и использовалось для поддержания сердечных фоточувствительных колоний. Все эксперименты проводились со взрослыми мышами обоих полов в возрасте 36 – 48 недель. Освещение достигается с помощью микро-светодиодной решетки 3 x 3, изготовленной, как описано в16,17, за исключением того, что корпус на основе кремния и короткие оптические стеклянные волокна не реализованы. Его первое использование в кардиологическом применении обнаружено в18. Линейный микро-светодиодный массив, основанный на аналогичной технологии изготовления, был применен в качестве проникающего зонда для кардиостимуляции19. Микросветодиоды расположены в массиве 3 x 3 с шагом 550 мкм, обеспечивая как высокое пространственное разрешение, так и высокую мощность излучения на очень небольшой площади. Авторы демонстрируют в этой работе универсальную локальную многосайтовую фотостимуляцию, которая может открыть путь для разработки новых методов антиаритмической терапии.

Следующий экспериментальный протокол включает ретроградную перфузию Лангендорфа ex vivo, для которой каннулированная аорта функционирует как перфузионное входное отверстие. Из-за приложенного перфузионного давления и сердечного сокращения перфусат протекает через коронарные артерии, которые ответвляются от аорты. В представленной работе сердце перфузируется с использованием установки постоянного давления, достигаемой путем подъема резервуаров перфусата на высоту 1 м, что эквивалентно 73,2 мм рт.ст., что дает скорость потока 2,633 ± 0,583 мл/мин. Два вида раствора Тирода используются в качестве перфусата во время эксперимента. Раствор Обычного Тирода поддерживает стабильный синусовый ритм, тогда как раствор Low-K+ Tyrode смешивается с Пинацидилом, чтобы обеспечить индукцию аритмии в сердцах мышей. Использование шестиугольной водяной бани позволяет наблюдать за сердцем через шесть различных плоских окон, что позволяет соединять несколько оптических компонентов с меньшим искажением при преломлении.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты строго соответствовали правилам благополучия животных, в соответствии с немецким законодательством, местными условиями и в соответствии с рекомендациями Федерации европейских ассоциаций лабораторных животных (FELASA). Заявка на одобрение экспериментов на животных была одобрена ответственным органом по защите животных, и обо всех экспериментах было сообщено нашим представителям по защите животных.

1. Подготовка эксперимента и материалы

  1. Настройка оптического картографирования
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оптическая установка, а также электрическая установка показаны на рисунке 1. Все компоненты, используемые в оптической и электрической установке, подробно перечислены в Таблице материалов.
    1. Используйте светодиоды 1 и светодиоды 2 для индукции аритмии и резервной дефибрилляции. Выбирайте мощные светодиоды с длиной волны λсинего цвета около 475 нм, что является пиком длины волны возбуждения ChR26. Для дальнейшего сужения оптического спектра используйте полосовой фильтр 470 ± 20 нм.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этой работе светодиоды 1 и светодиоды 2 имеют типичный поток излучения от 3,9 до 5,3 Вт, согласно техническому описанию20.
    2. Осветите эпикард для оптического картографирования мощным красным светодиодом (светодиод 3 на рисунке 1), который излучает свет с центральной длиной волны λкрасный = 625 нм и лучистым потоком 700 мВт21. Красный свет фильтруется с помощью полосового фильтра 628 ± 20 нм и отражается дихроичным зеркалом с длинным проходом (DM) с длиной волны отсечки λDM = 685 нм.
    3. Используйте эмиссионный фильтр с λфильтром-кулачком = 775 ± 70 нм перед объективом камеры, чтобы записывать только флуоресцентное излучение сердечной деятельности. Используйте быстрый объектив, который хорошо подходит для приложений при слабом освещении.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Частота фибрилляции сердца мыши колеблется от 20 до 35 Гц; поэтому используйте достаточно быструю камеру для записи с частотой от 1 до 2 кГц или даже выше.
  2. Микро-светодиодный массив
    ПРИМЕЧАНИЕ: Микро-светодиодные массивы, применяемые здесь, реализованы с использованием обработки микросистем, как более подробно описано в другом месте16,17.
    1. Спиновое покрытие полиимидным слоем (PI) толщиной 5 мкм на 4-дюймовые кремниевые подложки (односторонние полированные, толщиной 525 мкм).
    2. Отвержьте этот слой PI при максимальной температуре 450 °C под атмосферой азота. Держите максимальную температуру постоянной в течение 10 минут.
    3. Нанесение и нанесение рисунка фоторезиста разворота изображения (PR) с использованием ультрафиолетовой (УФ) литографии и напыления 250-нм тонкого платинового слоя (Pt).
    4. Утолщите эту металлизацию на основе Pt путем гальванического покрытия золотого слоя (Au) толщиной 1 мкм с узорчатым PR, служащим маскирующим слоем.
    5. Перед спин-покрытием второго слоя PI подвергайте пластину с ее первым слоем PI и металлизацией Au-гальваническим покрытием кислородной плазме, которая химически активирует поверхность слоя PI.
    6. Отвержьте второй слой PI снова при 450 °C, примените УФ-литографию для создания слоя PR и откройте контактные площадки массива для микро-светодиодных чипов и сопряженной печатной платы (PCB) путем реактивного ионного травления (RIE), используя узорчатый PR в качестве маскирующего слоя.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе процесса RIE рекомендуется применять 200 Вт и 100 Вт в течение 10 и 30 минут соответственно, чтобы определить отверстия контактной площадки, а также внешнюю форму двумерной (2D) микро-светодиодной решетки.
    7. Очистите ПР с помощью растворителей и плазменного травления. Дополнительно утолщайте контактные прокладки путем гальванического покрытия дополнительным слоем золота толщиной 6 мкм.
    8. Прикрепите микро-светодиодные чипы к контактным площадкам с помощью откидного чип-бондера.
    9. Активируйте поверхность PI в кислородной плазме и наполните микро-светодиодные чипы клеем без растворителя. Затем отверждают клей в течение 12 ч при 120 °C.
    10. Чтобы инкапсулировать микро-светодиодные чипы, выполните еще одну плазменную обработку аргоном и нанесите тонкий фторполимерный слой вручную. Предварительно отверждайте этот слой при 80 °C в течение 1 ч.
    11. Вручную нанесите силикон в качестве конечного слоя инкапсуляции после воздействия микро-светодиодного массива на кислородную плазму, используемую для улучшения адгезии кремния к нижележащему фторполимерному слою. Отвержьте силиконовый слой при 80 °C и 180 °C в течение 1 ч каждый. Эти заключительные этапы отверждения также полностью отверждают слой фторполимера.
    12. Припаяйте контактные подушечки подложки PI к печатной плате, которая несет ленточные разъемы для соединения массива с внешними приборами. Накройте паяльные прокладки на печатной плате с помощью клея.
  3. Электрическая установка
    1. Используйте электроды, подходящие для записи электрокардиограммы (ЭКГ), например, электроды серебра / серебра или монофазные электроды с потенциалом действия (MAP) и усилитель ЭКГ для непрерывного мониторинга электрической активности сердца. Кроме того, используйте соответствующее устройство сбора (AD) для записи всех полученных электрических сигналов.
    2. Выберите хорошо подходящий драйвер для мощных светодиодов (LED 1, LED 2 и LED 3), который может управлять максимальным током, подаваемым на каждое устройство. Используйте генератор произвольных функций (AFG) для точного управления выходом светодиодных драйверов.
    3. Используйте многоканальный светодиодный драйвер для управления током, протекающим через массив микро-светодиодов. AFG с несколькими выходами также подходит для этой задачи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Желательно выбирать светодиодные драйверы, ограничивающие ток до максимального тока микро-светодиода, иначе диоды могут быть повреждены. Один из примеров многоканального микро-светодиодного драйвера описан в другой работе18. При необходимости AFG или любой другой светодиодный драйвер может быть подключен к компьютеру для удаленного управления настройками микро-светодиодов. В этом случае подключите светодиодный драйвер к компьютеру с помощью выбранного вами протокола связи, например, шины интерфейса общего назначения (GPIB) или последовательного подключения.

   

2. Экспериментальные процедуры

  1. Приготовление раствора
    1. Приготовьте раствор Тирода: 130 мМ NaCl, 4 мМ KCl, 1 мМ MgCl2, 24 мМ NaHCO3, 1,8 мМ CaCl2, 1,2 мМ KH2PO4, 5,6 мМ глюкозы, 0,1% BSA/Альбумина.
    2. Приготовьте раствор Low-K+ Tyrode: Low-K+ Tyrode производится так же, как и раствор обычного Тирода, за исключением того, что добавляется только половина количества KCl (2 мМ вместо 4 мМ KCl).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для эксперимента продолжительностью 3 ч обычно достаточно 2-3 л Тирода Low-K+ (дополнительно смешанного с Блеббистатином (Шаг 2.1.5), если выполняется оптическое отображение) и 1-2 л обычных Тиродов.
    3. Добавьте Пинацидил в раствор тирода Low-K+ , чтобы облегчить процесс индукции аритмии, как описано в22, для получения концентрации 100 мМ. Надевайте защитные лабораторные перчатки при обращении с Пинацидилом.
    4. Приготовьте 1 мл 50 мкМ DI-4-ANBDQPQ с обычным раствором Тирода. Защитите краситель от света, чтобы предотвратить фотоотбеливание.
    5. Сделайте 10 мМ раствора Блеббистатина. Для оптического картирования смешайте Блеббистатин с раствором Пинацидила-Тирода 100 мМ (этап 2.1.3) для получения раствора 5 мкМ. Надевайте защитные лабораторные перчатки при обращении с Блеббистатином.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Держите краситель и раствор Блеббистатина в стороне до начала оптического картирования.
  2. Перфузия Лангендорфа
    ПРИМЕЧАНИЕ: Установка состоит из двух резервуаров для двух решений Tyrode. Они соединены с пузырьковой ловушкой через трубки с трехсторонними петухами. Позже сердце прикрепляется к пузырьковой ловушке с помощью разъема замка Luer, а затем подвешивается на шестиугольной водяной бане. Водяная баня, в свою очередь, соединена с контейнером для отходов для сбора использованного раствора Tyrode.
    1. Очищайте все трубки перед каждым экспериментом полностью деминерализованной водой.
    2. Аэрировать оба раствора Тирода карбогеном (5%СО2 и 95%О2) в течение 30 мин при комнатной температуре до начала эксперимента. Отрегулируйте значение pH растворов Tyrode до 7,4 с naOH.
    3. Заполните 500 мл раствора каждого тирода в соответствующий резервуар и деаэрируйте трубки, а также пузырьковую ловушку, пропуская раствор Тирода через перфузионную систему до тех пор, пока в трубках или в пузырьковой ловушке больше не будут видны захваченные пузырьки воздуха.
    4. Продолжайте аэрировать растворы Тирода в течение всего эксперимента в резервуарах карбогеном, чтобы гарантировать, что рН перфусата остается стабильным позже во время перфузии.
    5. Нагрейте перфузионную систему до 37 °C с помощью водяного теплового насоса. Поддерживайте постоянную температуру перфузата в пределах водяной бани, используя дополнительный нагревательный элемент, такой как водонепроницаемый нагревательный кабель.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время эксперимента крайне важно пополнить резервуары Тирода, прежде чем они опустеют. В противном случае пузырьки воздуха могут попасть в сердце, что может закупорить сосуды и привести к ишемии.
  3. Подготовка мыши
    1. Вводят подкожно 0,1 мл 500 т.е. гепарина за 30 мин до процедуры изоляции сердца.
    2. Наполните чашку Петри размером 6 см и шприц объемом 2 мл ледяным раствором Тирода. Поместите под стереоскопический микроскоп.
    3. Выполняют кратковременную анестезию мышей насыщенной изофлурановой средой в течение 2 мин и немедленный вывих шейки матки после этого.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для проверки достаточной анестезии абсолютно необходима проверка отрицательного межпалого рефлекса.
    4. Откройте грудную клетку, извлеките сердце, как описано в другом месте23, и поместите его в чашку Петри 6 см с ледяным раствором Тирода. Сердцебиение будет уменьшено из-за перепада температуры.
    5. Делайте тонкую подготовку под стереоскопическим микроскопом, как описано в другом месте23. Прикрепите аорту к тупой игле и зафиксируйте сосуд шовным материалом.
    6. В качестве контроля введите ледяной раствор Тирода через иглу в сердце и проверьте, что сердце плотно установлено. Этот шаг также смывает оставшуюся кровь из сердца.
    7. Перенесите установленное сердце в перфузионную систему. Убедитесь, что перфусат течет, чтобы предотвратить попадание воздуха в сердце, соединяя иглу с пузырьковой ловушкой. Убедитесь, что сердце покрыто раствором Тирода на водяной бане. Этапы 2.3.4, 2.3.5 и 2.3.7 проиллюстрированы на рисунке 2.
    8. Убедитесь, что сердце начинает биться в течение нескольких минут. Дайте сердцу адаптироваться к перфузионной установке в течение 15-20 минут, затем переключитесь на раствор Тирода с низким K+ с Пинацидилом (Шаг 2.1.3) соответственно раствор с низким K+ Тиродом с Пинацидилом и Блеббистатином (Шаг 2.1.5), если необходимо выполнить оптическое картирование.
  4. Индукция аритмии и оптическая дефибрилляция
    1. Поместите один из электродов ЭКГ как можно ближе к поверхности сердца, чтобы обеспечить хорошее качество сигнала. Приостановить второй электрод ЭКГ в растворе тирода. Убедитесь, что приобретенная ЭКГ регистрируется АД по выбору.
    2. Поместите микро-светодиодный массив на область, представляющую интерес для исследования, например, на левый желудочек.
    3. Замените перфузию на низкокризисную тирод с пинацидилом и перфузируйте сердце в течение 15-30 минут.
    4. Чтобы вызвать аритмию, освещают сердце светодиодами 1 и светодиодами 2 поездом от 20 до 50 световых импульсов с частотой find от 25 до 35 Гц, длительностью импульса Wind от 2 до 15 мс и интенсивностью света LIopt_ind 2,8 мВт мм-2.
    5. Повторяйте процесс до тех пор, пока не будет вызвана аритмия.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Аритмии легко идентифицировать в сигнале ЭКГ, поскольку частота и морфология сигнала отличаются от нормального синусового ритма. Если аритмия закончится в течение следующих 5 с, классифицируйте ее как самозавершенную и начните новую попытку индукции.
    6. После визуального обнаружения устойчивой аритмии применяют всплеск импульсов с разной шириной Wdef и частотами fdef, используя три, шесть или девять микросветодиодов массива при пульсирующем токе Iимпульс 15 мА, уступая интенсивности света LIμLED = 33,31 ± 2,05 мВт мм-2.
    7. Если аритмия продолжится после пяти испытаний дефибрилляции на основе микро-светодиодных массивов, классифицируйте попытку как неудачную и начните резервную дефибрилляцию.
    8. Для резервной дефибрилляции используйте светодиоды 1 и 2, используя те же параметры синхронизации, что и для массива микро-светодиодов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку сердце подвергается ишемическому и метаболическому стрессу в течение всего экспериментального периода, возможно, что попытки прекращения аритмии не увенчались успехом даже при резервной дефибрилляции. Всякий раз, когда это происходит, замените перфузионный раствор на обычный тирод и дайте сердцу восстановиться в течение 5-10 минут. Когда ЭКГ вернется к синусовому ритму, повторите протокол из Шага 2.4.3 еще раз.
  5. Оптическое картографирование
    1. Наполните сердце раствором Блеббистатина, приготовленным на этапе 2.1.5, и подождите, пока не произойдет механическое разъединение. Это достигается, когда сердце перестает биться, но сигнал ЭКГ все еще измерим.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Смешивание раствора Блеббистатина с указанной концентрацией и поддержание сердца перфузированным этим раствором поддерживает механическую активность сердца, не связанную с электрической активностью в течение всего эксперимента.
    2. Дайте краситель напряжения 1 мл DI-4-ANBDQPQ (полученный на этапе 2.1.4) в качестве болюса в пузырьковой ловушке перфузии Лангендорфа. Подождите от 5 до 10 минут, чтобы краситель равномерно перфузировал в сердце.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте фотоотбеливания красителя, выключая красный свет всякий раз, когда запись не производится. Если отношение сигнал/шум записи становится слишком малым (полученный сигнал слишком шумный), повторите шаги 2.1.4 и 2.5.2.
    3. Сфокусируйте камеру на поверхности сердца, включите светодиод 3 и примените оптическую мощность 1,27 мВт мм-2 .
    4. Выключите лабораторный свет и начните запись. Убедитесь, что оптический сигнал получен путем сравнения частоты полученного сигнала с частотой регистрируемой ЭКГ. Это гарантирует, что полученный оптический сигнал связан исключительно с электрической активностью сердца.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку флуоресцентный свет, излучаемый красителем, составляет очень много недель, оптическое картирование выполняется в темной комнате. Это позволяет избежать помех сигналу от любых других источников света.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол допускает индукцию желудочковых аритмий в неповрежденных мышиных сердцах с помощью импульсов фотостимуляции, генерируемых светодиодами 1 и СВЕТОДИОДАМИ 2 (рисунок 1) с частотой find от 25 Гц до 35 Гц и длительностью импульса Wind от 2 мс до 10 мс. Обратите внимание, что цель таких быстрых световых импульсов заключается не в том, чтобы захватить сердечный ритм, а в том, чтобы разбалансировать сердечную деятельность, чтобы можно было генерировать неустойчивые эле...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Успешное лечение сердечных тахиаритмий является ключом к сердечной терапии. Однако биофизические механизмы, лежащие в основе инициирования, увековечения и прекращения аритмии, до конца не изучены. Поэтому кардиологические исследования направлены на оптимизацию электрошоковой терапии в сторону более щадящего прекращения аритмий, тем самым повышая качество жизни пациентовна 28,29,30,31. Низкоэнер...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не заявляют о каком-либо конфликте интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы хотели бы поблагодарить Марион Кунце и Тину Альтхаус за отличную техническую поддержку во время экспериментов. Исследования, приведшие к результатам, получили финансирование от Седьмой рамочной программы Европейского сообщества FP7/2007-2013 под номером грантового соглашения HEALTH-F2-2009-241526. Поддержку также оказали Немецкий центр сердечно-сосудистых исследований, DZHK e.V. (проект MD28), партнерский сайт Goettingen, Немецкий исследовательский фонд CRC 1002 (проект C03) и Общество Макса Планка. Эта работа была частично поддержана BrainLinks-BrainTools, кластером передового опыта, финансируемым Немецким исследовательским фондом (DFG, номер гранта EXC 1086).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Химические компоненты
BlebbistatinTargetMolT603810 мМ стоковый раствор
BSA/АльбуминSigma-AldrichA4919
Хлорид кальцияSigma-AldrichC1016CaCl2
CarbogenWestfalen50 л бутылка
DI-4-ANBDQPQAAT Bioquest21499Краситель для оптического картирования
глюкозыSigma-AldrichD9434C6H12O6
гепариномLEO PharmaHeparin-Natrium Leo 25.000 I.E./5 мл, доступен только по рецепту
Hydrochlorid AcidMerck1.09057.1000HCl, 1 М стоковый раствор
IsofluraneCP Pharma1 мл/мл, доступен только по рецепту
Магний ХлоридMerck8.14733.0500MgCl2
Монокалия фосфатSigma-Aldrich30407KH2PO4
Пинацидил моногидратSigma-AldrichP154-500mg10 мМ стоковый раствор
Калия хлоридSigma-AldrichP5405KCl
Бикарбонат натрияSigma-AldrichS5761NaHCO3
Sodium ХлоридSigma-AldrichS5886NaCl
гидроксид натрияMerck1.09137.1000NaOH, 1 М стоковый раствор
Электрическая установка
Biopac MP150Biopac SystemsMP150WSWсистема сбора и анализа данных
Изготовленная на заказ ЭКГ, альтернативные ECG100CBiopac SystemsECG100Cусилитель электрокардиограммы
Изготовленный на заказ нагреватель водяной бани с использованием нагревательного кабеляRMS Система нагреваHK-5,0-12Нагревательный кабель 120 Вт
Шестиугольная водяная баня
Светодиодный драйвер Источник питанияThorlabsKPS10115 В, 2,4 А Блок питания с разъемом 3,5 мм для одного K- или T-куба.
Светодиодный драйвер LEDD1BThorlabsLEDD1BСветодиодный драйвер T-Cube, максимальный ток привода 1200 мА
MAP, электрод ЭКГHugo Sachs ElektronikBS4  73-0200Мини-ЭКГ Электрод для изоальтированных сердец
микро-LED Драйвер, например, AFGAgilent InstrumentsA-2230Генератор
сигналовAgilent InstrumentsA-2230AFG
микро-LED Массив
Эпоксидный клейЭпоксидная технологияEPO-TEK 353NDДвухкомпонентная эпоксидная смола
Фторполимер  Асахи Гласс Ко. Лтд.Cytop 809MФторполимер с высокой прозрачностью
Фоторезист с обращением изображенияMerck KGaAAZ 5214EРезист для
светодиодного чипа  Кри Инк.C460TR2227-S2100Синий микро-светодиодный
фоторезистMerck KGaAAZ 9260Толстый позитивный фоторезист
полиимидUBE Industries Ltd.U-Лак SПолиимидный раствор
СиликонNuSil Technology LLCMED-6215Силиконовый эластомер низкой вязкости
Клей без растворителейJohn P. Kummer GmbHEpo-Tek 301-2Эпоксидная смола с низкой вязкостью
Оптическое картирование
Синий фильтрChroma Technology CorporationET470/40xСиний фильтр
ФотометрическаякамераКаскад 128+Высокопроизводительная камера EMCCD
Объектив камерыNavitarDO-5095Navitar высокоскоростные объективы с фиксированным фокусным расстоянием работают с ПЗС- и CMOS камерами
Дихроичное зеркалоSemrockFF685-Di02-25x36685 нм фронт BrightLine® однолезвийный стандартный эпифлуоресцентный дихроичный светоделитель
Эммисионный фильтрSemrockFF01-775/140-25775/140 нм BrightLine® однополосный полосовой фильтр
Радиатор Advanced Thermal SolutionsATSEU-077A-C3-R0Радиаторы - светодиодный радиатор LED STAR, ДИАМЕТР 45 мм, 68 мм, Черный/Серебристый, Безрезьбовая базовая пластина Фурнитура LED
1 и LED 2LED Engin OsramLZ4-00B208Светодиоды высокой мощности - Одноцветные Синий, 460 нм 130 лм, 700 мА
LED 3ThorlabsM625L3625 нм, 700 мВт (мин) Установленный светодиод, 1000 мА
ЛинзыLED Engin OsramLLNF-2T06-HСветодиодные осветительные линзы в сборе LZ4 ОБЪЕКТИВ УЗКИЙ ПРОЖЕКТОРНЫЙ ЛУЧ
Фотодиод для измерителя мощностиThorlabsS120VCСтандартный фотодиодный датчик
мощности Измеритель мощностиThorlabsPM100DКомпактный измеритель мощности и электроэнергии
Красный фильтрSemrockFF02-628/40-25BrightLine® однополосный полосовой фильтр
компонентов высокого разрешениявозбуждения

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Davidenko, J. M., Pertsov, A. V., Salamonsz, R. Stationary and drifting spiral waves of excitation in isolated cardiac muscle. Nature. 355, 349-351 (1992).
  2. Fenton, F. H., et al. Termination of atrial fibrillation using pulsed low-energy far-field stimulation. Circulation. 120 (6), 467-476 (2009).
  3. Luther, S., et al. Low-energy control of electrical turbulence in the heart. Nature. 475, 235-239 (2011).
  4. Pumir, A., et al. Wave emission from heterogeneities opens a way to controlling chaos in the heart. Physical Review Letters. 99, 208101(2007).
  5. Deisseroth, K. Optogenetics. Nature Methods. 8, 26-29 (2011).
  6. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).
  7. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  8. Bruegmann, T., et al. Optogenetic control of heart muscle in vitro and in vivo. Nature Methods. 7, 897-900 (2010).
  9. Natasha, G., et al. et al.Channelrhodopsins: visual regeneration and neural activation by a light switch. New Biotechnology. 30 (5), 461-474 (2013).
  10. Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446, 633-639 (2007).
  11. Alilain, W. J., et al. Light-induced rescue of breathing after spinal cord injury. Journal of Neuroscience. 28 (46), 11862-11870 (2008).
  12. Ahmad, A., Ashraf, S., Komai, S. Optogenetics applications for treating spinal cord injury. Asian Spine Journal. 9 (2), 299-305 (2015).
  13. Dieter, A., Keppeler, D., Moser, T. Towards the optical cochlear implant: Optogenetic approaches for hearing restoration. EMBO Molecular Medicine. 12 (4), e11618(2020).
  14. Keppeler, D., et al. Multichannel optogenetic stimulation of the auditory pathway using microfabricated LED cochlear implants in rodents. Science Translational Medicine. 12 (553), eabb8086(2020).
  15. Verhoefen, M. K., Bamann, C., Blöcher, R., Förster, U., Bamberg, E. The photocycle of channelrhodopsin-2: ultrafast reaction dynamics and subsequent reaction steps. ChemPhysChem. 11 (14), 3113-3122 (2010).
  16. Schwaerzle, M., Elmlinger, P., Paul, O., Ruther, P. Miniaturized tool for optogenetics based on an LED and an optical fiber interfaced by a silicon housing. 36th Annual Internation Conference IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, Chicago, IL, , 5252-5255 (2014).
  17. Schwaerzle, M., Elmlinger, P., Paul, O., Ruther, P. Miniaturized 3 x 3 optical fiber array for optogenetics with integrated 460 nm light sources and flexible electrical interconnection. 28th IEEE Proceedigns. MEMS, Estoril, , 162-165 (2015).
  18. Diaz-Maue, L., Schwaerzle, M., Ruther, P., Luther, S., Richter, C. Follow the light - From low-energy defibrillation to multi-site photostimulation. 40thAnnual International Conference of IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, Honolulu, HI, , 4832-4835 (2018).
  19. Zgierski-Johnston, C., et al. Cardiac pacing using transmural multi-LED probes in channelrhodopsin-expressing mouse hearts. Progress in Biophysics and Molecular Biology. , 51-61 (2020).
  20. mouser.de, LED Engin, [Online]. , Available: https://www.mouser.de/datasheet/2/228/5412893-LED_2520Engin_Datasheet_LuxiGen_LZ4-00B208- 1531969.pdf (2020).
  21. thorlabs.com, thorlabs, [Online]. , Available: https://www.thorlabs.com/_sd.cfm?fileName=25135-S01.pdf&partNumber=M625L3 (2020).
  22. Bruegmann, T., et al. Optogenetic defibrillation terminates ventricular arrhythmia in mouse hearts and human simulations. Journal of Clinical Investigation. 126 (10), 3894-3904 (2016).
  23. Richter, C., Christoph, J., Lehnart, S. E., Luther, S. Optogenetic light crafting tools for the control of cardiac arrhythmias. Methods in Molecular Biology. 1408, 293-302 (2016).
  24. Quiñonez Uribe, R. A., Luther, S., Diaz-Maue, L., Richter, C. Energy-reduced arrhythmia termination using global photostimulation in optogenetic murine hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1651), (2018).
  25. Moreno, I. LED irradiance pattern at short distances. Applied Optics. 59 (1), 190-195 (2020).
  26. Predicting unpinning success rates for a pinned spiral in an excitable medium. Behrend, A., Bittihn, P., Luther, S. Computing in Cardiology, Belfast, , 345-348 (2010).
  27. Kappadan, V., et al. High-resolution optical measurement of cardiac restitution, contraction, and fibrillation dynamics in beating vs. blebbistatin-uncoupled isolated rabbit hearts. Frontiers in Physiology. 11 (464), (2020).
  28. Christoph, J., et al. Electromechanical vortex filaments during cardiac fibrillation. Nature. 555, 667-672 (2018).
  29. O'Shea, C. Cardiac optogenetics and optical mapping - Overcoming spectral congestion in all-optical cardiac electrophysiology. Frontiers in Physiology. 10 (182), (2019).
  30. Aras, K. K., Faye, N. R., Cathey, B., Efimov, I. R. Critical volume of human myocardium necessary to maintain ventricular fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 11 (11), e006692(2018).
  31. Trayanova, N., Doshi, A. N., Prakosa, A. How personalized heart modeling can help treatment of lethal arrhythmias: A focus on ventricular tachycardia ablation strategies in post-infarction patients. Wiley Interdisciplinary Reviews in System Biology and Medicine. 12 (3), 1477(2020).
  32. Bingen, B., et al. Light-induced termination of spiral wave arrhythmias by optogenetic engineering of atrial cardiomyocytes. Cardiovascular Research. 104 (1), 194-205 (2014).
  33. Burton, R. A. B., et al. Optical control of excitation waves in cardiac tissue. Nature Photonics. 9 (12), 813-816 (2015).
  34. Dura, M., Schröder-Schetelig, J., Luther, S., Lehnart, S. E. Toward panoramic in situ mapping of action potential propagation in transgenic hearts to investigate initiation and therapeutic control of arrhythmias. Frontiers in Physiology. 5, 337(2014).
  35. Crocini, C., et al. Optogenetics design of mechanistically-based stimulation patterns for cardiac defibrillation. Science Reports. 6 (35628), (2016).
  36. Nyns, E. C. A., et al. Optogenetic termination of ventricular arrhythmias in the whole heart: towards biological cardiac rhythm management. European Heart Journal. 38 (27), 2132-2136 (2017).
  37. Wilde, A. A. K+atp channel opening and arrhythmogenesis. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 24 (4), 35-40 (1994).
  38. Christoph, J., Luther, S. Marker-free tracking for motion artifact compensation and deformation measurements in optical mapping videos of contracting hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1483), (2018).
  39. Christoph, J., Schröder-Schetelig, J., Luther, S. Electromechanical optical mapping. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 130(B), 150-169 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

LED

Похожие статьи