Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Создание двух мешковидных эластаз-переваренных аневризм с разной гемодинамикой у одного кролика

2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62518

⸱

15 апреля 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Experimental Surgery Facility, Department for Biomedical Research, Faculty of Medicine, University of Bern

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает этапы создания модели кролика с двумя переваренными эластазой аневризмами с различной гемодинамикой (пень и бифуркационное созвездие). Это позволяет тестировать новые эндоваскулярные устройства при аневризмах с различной ангиоархитектурой и гемодинамическими условиями в пределах одного животного.

Аннотация

Доклинические модели животных с гемодинамическими, морфологическими и гистологическими характеристиками, близкими к внутричерепным аневризмам человека, играют ключевую роль в понимании патофизиологических процессов, разработке и тестировании новых терапевтических стратегий. Это исследование направлено на описание новой модели аневризмы кролика, которая позволяет создавать две переваренные эластазой мешковидные аневризмы с различными гемодинамическими условиями у одного и того же животного.

Пять самок новозеландских белых кроликов со средним весом 4,0 (± 0,3) кг и средним возрастом 25 (±5) недель подверглись микрохирургическому образованию культи и бифуркации аневризмы. Одна аневризма (культя) была создана воздействием правой общей сонной артерии (CCA) в ее начале в брахиоцефальном стволе. Временный зажим был применен в начале ОАС, а другой - на 2 см выше. Этот сегмент обрабатывали местной инъекцией 100 Ед эластазы в течение 20 мин. Вторая аневризма (бифуркация) была создана путем зашивания обработанного эластазой артериального мешочка в сквозной анастомоз правого CCA к левому CCA. Проходимость контролировалась флуоресцентной ангиографией сразу после создания.

Средняя продолжительность операции составила 221 мин. Создание двух аневризм у одного и того же животного было успешным у всех кроликов без осложнений. Все аневризмы были запатентованы сразу после операции, за исключением одной бифуркационной аневризмы, которая показала экстремальную тканевую реакцию из-за инкубации эластазы и немедленного внутрипросветного тромбоза. Во время операции не наблюдалось никакой смертности и до одного месяца наблюдения. Заболеваемость ограничивалась транзиторным вестибулярным синдромом (один кролик), который выздоравливал спонтанно в течение одного дня.

Здесь впервые продемонстрирована целесообразность создания двуханевризмной модели кролика с гемодинамическими характеристиками культи и бифуркации и сильно дегенерированными условиями стенки. Данная модель позволяет изучать естественное течение и потенциальные стратегии лечения на основе биологии аневризмы в различных условиях течения.

Введение

Внутричерепная аневризма – тяжелое состояние с летальностью после разрыва, достигающей 50% и длительной инвалидностью у 10-20% больных1. В последнее десятилетие наблюдается быстрое развитие вариантов эндоваскулярного лечения, но в то же время увеличивается частота рецидивов с повторным сканированием до 33% аневризмы после свертывания 2,3. Для лучшего понимания патофизиологии, лежащей в основе окклюзии и реканализации аневризмы, а также для разработки и тестирования новых эндоваскулярных устройств, в настоящее время существует потребность в надежных доклинических моделях, гемодинамические, морфологические и гистологические характеристики которых имитируют характеристики внутричерепных аневризм человека 4,5,6 . На сегодняшний день не существует определенной модели в качестве стандарта для доклинических испытаний, и исследователям доступен большой спектр видов и методов 7,8.

Тем не менее, кролик представляет особый интерес из-за размера и гемодинамического сходства между его шейными артериями и сосудами головного мозга человека, а также его сходных профилей свертывания и тромболиза. Несколько моделей с переваренными эластазой мешковидными аневризмами на общих сонных артериях (CCA) показали качественное и количественное сходство с внутричерепными аневризмами человека с точки зрения условий потока, геометрических особенностей и характеристик стенок 9,10,11,12. Это исследование направлено на описание метода создания новой модели аневризмы кролика как с культей, так и с бифуркационными аневризмами, переваренными эластазой, у одного и того же животного. Хирургические методы вдохновлены методами Hoh et al.13 и Wanderer et al.14 с небольшими изменениями, чтобы обеспечить хорошую стандартизацию и воспроизводимость и обеспечить низкую смертность и заболеваемость.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Эксперимент был одобрен Местным комитетом по уходу за животными кантона Берн, Швейцария (номер заявки BE108/16), и все процедуры по уходу за животными были выполнены в соответствии с институциональными руководящими принципами и принципами 3R15,16. Данные сообщаются в соответствии с руководящими принципами ARRIVE. Периоперационное лечение проводил сертифицированный ветеринарный анестезиолог. Для исследования самки новозеландских белых кроликов со средним весом 4,0 (± 0,3) кг и средним возрастом 25 (±5) недель были размещены при комнатной температуре 22-24 ° C с 12-часовым циклом света / темноты со свободным доступом к воде, гранулам и сену.

1. Предоперационная фаза и анестезия

  1. Проведите клиническое обследование в соответствии с рекомендациями Ассоциации ветеринарных анестезиологов и Европейского и Американского колледжа ветеринарной анестезии и обезболивания, чтобы подтвердить, что кролики здоровы, взвесив каждое животное, оценив слизистую оболочку, задокументировав время пополнения капилляров и качество пульса, а также выполнив легочную и сердечную аускультацию, а также пальпацию брюшной полости.
  2. Основываясь на клинических выводах, припишите классификацию Американского общества анестезиологов (ASA) каждому кролику17. Выполняйте операции только на животных с баллом ASA I.
  3. Побрить оба наружных уха, а также нанести прилокаин-лидокаиновый крем на ушные артерии и вены. Достигайте глубокой седации с комбинацией кетамина 20 мг/кг, дексмедетомидина 0,1 мг/кг и метадона 0,3 мг/кг, вводимого подкожно (SC). Оставьте животных нетронутыми в течение 15 минут. Дайте дополнительную оксигенацию (3 л / мин) через ослабленную маску для лица и контролируйте с помощью пульсоксиметра.
  4. Поместите канюлю 22 G в левую ушную центральную артерию, а также в ушную вену. Индуцируют общую анестезию пропофолом 1-2 мг/кг внутривенно (в/в) до эффекта (потеря глотательного рефлекса). Приступайте к эндотрахеальной интубации через силиконовую трубку (внутренний диаметр 3 мм).
  5. Побрить лоб, чтобы разместить детские электроэнцефалографические (ЭЭГ) датчики. Побрить хирургическое поле и ввести ропивакаина гидрохлорид 0,75 % внутрикожно.
  6. Поместите кролика на операционный стол в дорсальную кондицию, установите полный мониторинг и подключите эндотрахеальную трубку к системе педиатрического круга с низким сопротивлением. Поддерживать анестезию с введением изофлурана в кислороде, нацеливаясь на максимальную конечную приливную (Et) концентрацию 1,3 %.
  7. Обеспечивают непрерывную инфузию лактата рингера 5 мл/кг/ч через венозный доступ. Обеспечить клинический и инструментальный мониторинг до экстубации с помощью пульсоксиметрии, допплерографии и инвазивного артериального давления, 3-выводной электрокардиограммы, ЭЭГ, ректальной температуры, а также вдыхаемых и выдыхаемых газов.
  8. Продезинфицируйте хирургическое поле повидон-йодом от манубриума стерны до углов челюсти и нанесите стерильную драпировку. Во время операции обеспечивают обезболивание лидокаином (постоянная скорость инфузии (CRI) 50 мкг/кг/мин) и фентанилом (CRI 3-10 мкг/кг/ч). Выполняют спонтанную или вспомогательную вентиляцию. Допускают разрешительную гиперкапнию.
  9. Выполните хотя бы один анализ газов артериальной крови во время операции. При гипотензии (среднее артериальное давление ниже 60 мм рт.ст.) обработайте его норадреналином, титруя до эффекта. Используйте грелку или систему подогрева с принудительным воздухом для предотвращения переохлаждения (цель: ректальная температура 37,5-38,5 °C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку инвазивное артериальное давление измеряется в левой артерии уха, обрезание левого CCA остановит кровоток и подавит кривую. Затем артериальное давление должно быть измерено с помощью метода допплерографии до повторного открытия сосуда.

2. Хирургия

  1. Подход
    1. Сделайте срединный разрез кожи от подъязычной кости до точки 1,5 см каудальной до манубриум стерни скальпелем. Подготовьте подкожную и жировую клетчатку из медиального разреза при выполнении тщательного гемостаза.
    2. Освободите грудино-головную мышцу от прилипшей соединительной ткани и примените лидокаин местно (2-4 мг/кг, предпочитаю лидокаин 1%), чтобы избежать миоклонуса. Обнажите правую CCA medially грудино-цефальной мышцы и держите ее влажной с помощью влажных тампонов.
    3. Теперь подготовьте боковую и проксимальную части грудино-цефальной мышцы и втягивайте ее медиально с помощью сосудистой петли, чтобы обнажить ОАС. Определите наружную яремную вену и защитите ее влажным микрокроватом.
    4. Тщательно рассекают соединительную ткань вдоль проксимального КЦА до бифуркации брахиоцефального ствола, чтобы обнажить артерию. При наличии мелких ветвей, идущих от артерии, свертывают их с прижигателем.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Позаботьтесь о том, чтобы избежать повреждения нервов.
  2. Создание аневризмы культи и сбор тканей для бифуркационной аневризмы
    1. Прежде чем отсечь правый CCA, измерьте время антисвертываемости (ACT) и введите гепарин натрия (80 EI / кг) системно через ушную вену (выполняется командой анестезиологов), чтобы избежать тромбоэмболических событий.
    2. Теперь применяют 2 временных клипса: первый в начале КЦА, а второй в 2 см дистальнее от него (рисунок 1А). Поместите резиновую прокладку под сосуд и промойте папаверином HCL (40 мг/мл; 1:1 растворено в 0,9% физиологического раствора) для расширения сосудов.
    3. Удалите адвентицию осторожно с помощью микросублиц. Выполните артериотомию ниже дистального зажима с помощью 22 G IV-катетера и вставьте катетер каудально до проксимального зажима (рисунок 1A, B).
    4. Промывайте сегмент внутрипросветно гепаринизированным NaCl (500 ЕД/100 мл в 0,9% физиологического раствора) до тех пор, пока не будет видно крови, и, наконец, зафиксируйте катетер лигатурой (4-0). Теперь через катетер вводят 0,1-0,2 мл эластазы (100 МЕ, ранее растворенных в 5 мл Трис-буфера) в сегмент артерии и инкубируют в течение 20 мин (Рисунок 1В).
    5. Начните с рассечения с левой стороны, чтобы обнажить левый CCA (см. раздел 2.3). Через 20 мин инкубации с эластазой очистите раствор эластазы и замените шприц, чтобы промыть сегмент артерии примерно 10 раз с 0,9% NaCl.
    6. Применяют 2 лигатуры (6-0): первая 5 мм дистально проксимального зажима, а вторая просто проксимально, под артериотомию (рисунок 1С). Отрежьте сосуд ~3 мм выше первой лигатуры и еще раз между второй лигатурой и дистальным зажимом. Хранят этот аутологичный трансплантат в гепаринизированном растворе (500 ЕД/100 мл в 0,9% физиологическом растворе) до создания бифуркационной аневризмы (рисунок 1D). Наконец, осторожно откройте первый проксимальный зажим и измерьте аневризму (длину, ширину и глубину).
  3. Создание бифуркационной аневризмы
    1. Подготовьте левую сторону, рассекнув грудино-головную мышцу медиально, чтобы обнажить ~ 2 см левого CCA. Наносите лидокаин местно на мышцы, чтобы избежать миоклонуса.
    2. Подложите сонную артерию марлевым шариком и небольшим тампоном с кусочком перчатки. Нанесите немного папаверина. HCl местно (40 мг/мл; 1:1 растворен в 0,9% физиологического раствора). Продолжайте работу под микроскопическим видом: подготовьте мешочек аневризмы и удалите адвентицию. Измерьте мешочек аневризмы (длина, ширина, глубина).
    3. Промойте открытую часть правого CCA гепаринизированным NaCl и при необходимости замените зажим на ~1 см, чтобы обеспечить свободные манипуляции для шва. Аккуратно удалите адвентицию и сделайте продольный разрез ~2 мм сбоку в культе правого КЦА.
    4. Теперь примените два временных зажима на левом CCA, чтобы разграничить сегмент ~ 1 см и удалить адвентицию между ними. Выполните артериотомию иглой 23 Г. Промыть сегмент гепаринизированным NaCl (500 Ед/100 мл в 0,9% физиологическом растворе). Увеличьте артериотомию с помощью микроциссоров до ~4-5 мм, чтобы обеспечить наложение швов на правый CCA и мешочек аневризмы (рисунок 1E). Орошайте сосуды в течение всей процедуры наложения швов и защищайте их влажными микросменами.
    5. Выполняют анастомоз 9-0 нерассасывающимся швом.
      1. Зашить проксимальную заднюю стенку правой сонной тупости 5 швами, начиная с проксимального края артериотомии на левом КЦА. Затем зашить заднюю сторону мешочка аневризмы 4-5 швами, начиная с дистального края артериотомии на левом КЦА.
      2. Продолжить с дистальной тыльной стороны на уровне разреза рта рыбы до шва вертикальной тыльной стороной трансплантата аневризмы с 3 швами. Зашить переднюю сторону рыбьего рта разрезом с помощью 3 швов, начиная вверх и двигаясь вниз.
      3. Закончите передним швом между левым CCA и передней стороной трансплантата аневризмы и правой CCA с ~6 швами. Перед окончанием анастомоза промыть сосуды гепаринизированным 0,9% физиологическим раствором внутрипросветно.
    6. Перед снятием зажима измерьте антисвертывающее время (ACT) еще раз и введите адаптированную дозу гепарина системно (цель: 2-3 раза больше исходного ACT).
    7. Удалите зажим справа CCA, оказывая некоторое давление на анастомоз микрокроватами для гемостаза. Затем продолжите, удалив дистальный зажим из левого CCA. Если нет сильного кровотечения, продолжайте вынимать проксимальный зажим на левом CCA, чтобы обеспечить кровоток. Если есть какое-то кровотечение из анастомоза, приложите некоторое давление марлевым шариком и тампоном; подождите пару минут. Если она сохраняется, замените клипсы и выполните повторные сшивания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Кровопотеря более 20-30 мл может поставить под угрозу фазу восстановления.
  4. Контроль проходимости и документирование
    1. После вскрытия всех сосудов задокументируйте результаты фотографически и измерьте их (рисунок 1F и рисунок 2A, B).
    2. Подтверждают восстановление кровотока в дистальной части КЦА через инвазивную кривую артериального давления (измеряется на ушной артерии, прямой ветви наружной сонной артерии), которая также должна прийти в норму.
    3. Выполняйте флуоресцентную ангиографию, вводя 1 мл флуоресцеина IV, используя 2 полосовых фильтра, видеокамеру и велосипедный прожектор. Описание всей процедуры см. в предыдущих публикациях18,19.
  5. Замыкание
    1. Повторно приспособите жировую прокладку к анастомозу и зашить ее рассасывающимся швом 4-0. Наконец нанесите подкожный шов и кожу одиночными швами с помощью 4-0 рассасывающегося шва.

3. Послеоперационная фаза

  1. В конце операции прекратить прием изофлурана и системной анальгезии без реверсии с целью сохранения обезболивающего эффекта. Убедитесь, что контроль рефлекса глотания вернулся перед выполнением экстубации трахеи.
  2. Вводят мелоксикам 0,5 мг/кг IV для обеспечения анальгезии, аспирин (ASS) 10 мг/кг IV для предотвращения немедленных тромботических событий, витамин B12 100 мкг SC и кламоксил 20 мг/кг IV в качестве антибиотикотерапии.
  3. Обеспечьте дополнительную оксигенацию и согревание до тех пор, пока кролик самопроизвольно не восстановит стернальную ложбину. Выполните спасательное обезболивание метадоном, если наблюдаются какие-либо признаки боли. Осуществлять послеоперационное наблюдение и уход 4 раза в день в течение первых 3 предоперационных дней, в соответствии с методическими рекомендациями по оценке и управлению болью у грызунов и кроликов23,24.
  4. Обеспечьте послеоперационное обезболивание фентаниловым пластырем (12 мкг / ч), нанесенным на наружное ухо, мелоксикамом 1x / SC в течение 3 дней и метадоном в качестве спасательной терапии, а также оценочным листом для оценки боли (дополнительный файл).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Создание культи и бифуркационной аневризмы было успешным у всех 5 новозеландских белых кроликов без интраоперационных осложнений. Во время операции или в течение периода наблюдения 24 ± 2 дня не наблюдалось смертности. Один кролик испытал послеоперационные осложнения с вестибулярным синдромом и слепотой правой стороны. Животное выздоровело полностью и спонтанно через 24 ч. Это осложнение не мешало его нормальной деятельности (свободным движениям, приему воды и пищи, взаимодействию с другими животными) и не требовало како...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Наиболее распространенная методика создания аневризмы предполагает создание аневризмы культи в начале правого ОАС, либо открытым, либо эндоваскулярным методом. Модель была подтверждена как стабильная нерастущая аневризма, которая остается открытой со временем20,21. Вторая возможная методика предполагает микрохирургическое создание аневризмы артериальной бифуркации путем анастомозирования правого ОАС на левом и наложения швов мешочку аневризмы на бифуркацию

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Авторы благодарят профессора Ханса Рудольфа Видмера, доктора Луку Ремонду и профессора Хавьера Фандино за их научную поддержку и технический вклад в эту работу. Отдельное спасибо Ольгице Беслак за ее советы во время процедур и Кей Неттельбек за его помощь. Кроме того, мы благодарим Даниэлу Касони DVM, доктора философии и ветеринара. Луизана Гарсия, д-р Алессандра Бергадано и д-р Карлотта Детто за их специализированную ветеринарную поддержку.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
4-0 рассасывающийся шовный материалEthicon Inc., СШАVCP292ZH
4-0 рассасывающийся шовный материалEthicon Inc., СШАVCP304H
6-0 нерассасывающийся шовный материалB. Braun, ГерманияC0766070
9-0 нерассасывающийся шовный материалB. Braun, ГерманияG1111140
AdrenalineAmino AG1445419любой дженерик
AmiodaroneHelvepharm AG5078567любой универсальный
наркозный аппаратDrä любой другой
AspirinSanofi-Aventis (Suisse) SA622693любой дженерик
AtropineLabatec Pharma SA6577083любой дженерик
Bandpass filter синийThorlabsFD1Bлюбой другой
Bandpass filter зеленыйThorlabsFGV9любой другой
Biemer сосуд зажим (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, ШвейцарияFD560Rлюбой другой
Биполярный щипцылюбой другой
Биспектральный индекс (неонатальный)любой другой
Манжета для измерения артериального давления (неонатальный)любой другой
Bycilces spotlightлюбой другой
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808любой дженерик
ДексмедетомидинЭвер Фарма136740-1любой дженерик
ЭластазаСигма ОлдричЕ7885
Электрокардиограмма
ЭфедринАмино AG1435734
ЭсмололOrPha Swiss GmbH3284044
Фентанил (внутривенное применение)Janssen-Cilag AG98683
Фентанил (трансдермальный)Mepha Pharma AG4008286
FluoresceineCuratis AG5030376
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725
Грелка или система
Изотонический раствор натрия хлорида (0,9%)Fresenius KABI336769
кетаминPfizer PFE Switzerland GmbH342261
втягивающееApproach
LidocaineStreuli Pharma AG747466
Longuettes
MetacamBoehringer IngelheimP7626406Лекарство
метадонStreuli Pharma AG1084546Sedaton
Микрощипцы  изогнутыйUlrich Swiss, ШвейцарияU52-015-15
Микрощипцы   прямой 2xUlrich Swiss, ШвейцарияU52-010-15
МикроножницыUlrich Швейцария, ШвейцарияU52-327-15
МидазоламAccord Healthcare AG7752484
игла 23 Gартериотомия
Иглодержатель
O2-лицевая маска
Операционный микроскопWild Heerbrugg
PapaverinBichselместное применение
Повидон йодMundipharma Medical Companyлюбой дженерик
Прилокаин-лидокаин кремEmla
ПропофолB. Braun Medical AG, ШвейцарияОбщая анестезия
Пульсоксиметр
Ректальный температурный зонд (неонатальный)
Ringer LactateBioren Sintetica SAИнфузия
РопивакаинAspen Pharma Schweiz GmbH1882249Местная анестезия
СкальпеллSwann-Morton210
Бритва
Щипцы
Разбрасыватель
Миски
Стерильные микротампоны
Стетоскоп
Хирургическая простыня
Хирургические
Шприцы 1 мл, 2 мл и 5 мл Трис-буфер
Sigma Aldrich93302Раствор эластазы
Аппликатор сосудистых зажимовB. Braun, ГерманияFT495T
Венный и артериальный катетер 22 G
сосудистая петляПодход
видеокамера или смартфон
VitarubinStreuli Pharma AG6847559
Yasargil titan standard clip (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFT242T
ger нагрева принудительным воздухом средство для век для мелких животныхдля мягких тканеймягких тканейдля губки из нержавеющей сталиножницы

Ссылки

  1. Grasso, G., Alafaci, C., Macdonald, R. L. Management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: State of the art and future perspectives. Surgical Neurology International. 8, 11(2017).
  2. Raymond, J., et al. Long-term angiographic recurrences after selective endovascular treatment of aneurysms with detachable coils. Stroke. 34 (6), 1398-1403 (2003).
  3. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  4. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  5. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: a systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  8. Fahed, R., et al. Testing flow diversion in animal models: a systematic review. Neuroradiology. 58 (4), 375-382 (2016).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 32 (3), 595-601 (2011).
  10. Ding, Y. H., et al. Long-term patency of elastase-induced aneurysm model in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 27 (1), 139-141 (2006).
  11. Short, J. G., et al. Elastase-induced saccular aneurysms in rabbits: comparison of geometric features with those of human aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 22 (10), 1833-1837 (2001).
  12. Andereggen, L., et al. Three-dimensional visualization of aneurysm wall calcification by cerebral angiography: Technical case report. Journal of Clinical Neuroscience. 73, 290-293 (2020).
  13. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica. 146 (7), 705-711 (2004).
  14. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).
  15. Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biology. 18 (7), 3000411(2020).
  16. Prescott, M. J., Lidster, K. Improving quality of science through better animal welfare: the NC3Rs strategy. Lab Animal. 46 (4), 152-156 (2017).
  17. Portier, K., Ida, K. K. The ASA Physical Status Classification: What is the evidence for recommending its use in veterinary anesthesia?-A systematic review. Frontiers in Veterinary Science. 5, 204(2018).
  18. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  19. Strange, F., et al. Fluorescence angiography for evaluation of aneurysm perfusion and parent artery patency in rat and rabbit aneurysm models. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59782(2019).
  20. Altes, T. A., et al. 1999 ARRS Executive Council Award. Creation of saccular aneurysms in the rabbit: a model suitable for testing endovascular devices. American Journal of Roentgenology. 174 (2), 349-354 (2000).
  21. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of NeuroInterventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  22. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  23. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimally Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  24. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  25. Wang, K., et al. Neck injury is critical to elastase-induced aneurysm model. American Journal of Neuroradiology. 30 (9), 1685-1687 (2009).
  26. Cesar, L., et al. Neurological deficits associated with the elastase-induced aneurysm model in rabbits. Neurological Research. 31 (4), 414-419 (2009).
  27. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 535921(2011).
  28. Frosen, J., Cebral, J., Robertson, A. M., Aoki, T. Flow-induced, inflammation-mediated arterial wall remodeling in the formation and progression of intracranial aneurysms. Neurosurgical Focus. 47 (1), 21(2019).
  29. Gruter, B. E., et al. Comparison of aneurysm patency and mural inflammation in an arterial rabbit sidewall and bifurcation aneurysm model under consideration of different wall conditions. Brain Sciences. 10 (4), 197(2020).
  30. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  31. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  32. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  33. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  34. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rat model - Introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  35. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  36. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of NeuroInterventional Surgery. , (2021).
  37. Lyu, Y., et al. An effective and simple way to establish eastase-induced middle carotid artery fusiform aneurysms in rabbits. Biomed Research International. 2020 (10), 1-12 (2020).
  38. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (4), 411-415 (2018).
  39. Kang, W., et al. A modified technique improved histology similarity to human intracranial aneurysm in rabbit aneurysm model. Neuroradiology Journal. 23 (5), 616-621 (2010).
  40. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  41. Frosen, J., et al. Growth factor receptor expression and remodeling of saccular cerebral artery aneurysm walls: implications for biological therapy preventing rupture. Neurosurgery. 58 (3), 534-541 (2006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Модель аневризмы у кроликааневризмаиндуцированная эластазойсоздание мешотчатой аневризмыгемодинамика бифуркациикультя аневризмымикрохирургическая техникаобщая сонная артериятестирование эндоваскулярных устройствмагнитно-резонансная ангиографиягистологический анализ
Создание двух мешковидных эластаз-переваренных аневризм с разной гемодинамикой у одного кролика
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.