Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Получение данных функциональной магнитно-резонансной томографии в состоянии покоя у крысы

4.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62596

⸱

28 августа 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Dartmouth-Hitchcock Medical Center, 2Geisel School of Medicine at Dartmouth, 3National Institute on Drug Abuse, National Institutes of Health, 4University of Guelph

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Данный протокол описывает способ получения данных функциональной магнитно-резонансной томографии (rs-fMRI) в состоянии покоя от крысы с использованием низкой дозы изофлурана в сочетании с низкой дозой дексмедетомидина.

Аннотация

Функциональная магнитно-резонансная томография в состоянии покоя (rs-fMRI) становится все более популярным методом изучения функции мозга в состоянии покоя, без задачи. Этот протокол описывает доклинический метод выживания для получения данных rs-fMRI. Сочетание низких доз изофлурана с непрерывной инфузией агониста адренергических рецепторов α2 дексмедетомидина обеспечивает надежный вариант для стабильного, высококачественного сбора данных при сохранении функции сети мозга. Кроме того, эта процедура позволяет спонтанно дышать и почти нормальную физиологию у крыс. Дополнительные последовательности визуализации могут быть объединены с получением состояния покоя, создавая экспериментальные протоколы с анестезирующей стабильностью до 5 ч с использованием этого метода. Этот протокол описывает настройку оборудования, мониторинг физиологии крыс во время четырех различных фаз анестезии, получение сканов состояния покоя, оценку качества данных, восстановление животного и краткое обсуждение анализа данных после обработки. Этот протокол может быть использован в широком спектре доклинических моделей грызунов, чтобы помочь выявить результирующие изменения сети мозга, которые происходят в состоянии покоя.

Введение

Функциональная магнитно-резонансная томография в состоянии покоя (rs-fMRI) является мерой сигнала, зависящего от уровня кислорода в крови (BOLD), когда мозг находится в состоянии покоя и не занимается какой-либо конкретной задачей. Эти сигналы могут быть использованы для измерения корреляций между областями мозга для определения функциональной связности в нейронных сетях. rs-fMRI широко используется в клинических исследованиях из-за ее неинвазивности и низкого количества усилий, требуемых от пациентов (по сравнению с фМРТ на основе задач), что делает ее оптимальной для различных групп пациентов1.

Технологические достижения позволили адаптировать rs-fMRI для использования в моделях грызунов для выявления механизмов, лежащих в основе болезненных состояний (см. ссылку2 для обзора). Доклинические модели на животных, включая модели болезней или нокаутов, допускают широкий спектр экспериментальных манипуляций, не применимых к людям, и исследования могут также использовать посмертные образцы для дальнейшего улучшения экспериментов2. Тем не менее, из-за сложности как в ограничении движения, так и в смягчении стресса, МРТ-сбор у грызунов традиционно выполняется под наркозом. Анестетики, в зависимости от их фармакокинетики, фармакодинамики и молекулярных мишеней, влияют на мозговой кровоток, метаболизм мозга и потенциально влияют на пути нервно-сосудистой связи.

Были предприняты многочисленные усилия по разработке анестезирующих протоколов, которые сохраняют нейрососудистую связь и функцию сети мозга3,4,5,6,7,8. Ранее мы сообщали об анестезирующей схеме, в котором применялась низкая доза изофлурана вместе с низкой дозой агониста адренергических рецепторовα 2 дексмедетомидина9. Крысы при этом методе анестезии демонстрировали устойчивые bold-ответы на стимуляцию усов в областях, согласующихся с установленными проекционными путями (вентролатеральные и вентромедиальные таламические ядра, первичная и вторичная соматосенсорная кора); также последовательно обнаруживали крупномасштабные сети мозга с состоянием покоя, включая сети10,11 режима по умолчанию и сеть12 в режиме покоя. Кроме того, этот протокол анестетика позволяет проводить повторную визуализацию на одном и том же животном, что важно для мониторинга прогрессирования заболевания и эффекта экспериментальных манипуляций продольно.

В настоящем исследовании мы подробно описываем экспериментальную установку, подготовку животных и процедуры физиологического мониторинга. В частности, мы описываем конкретные фазы анестезии и получение сканов во время каждой фазы. Качество данных оценивается после каждого сканирования состояния покоя. Краткое резюме анализа после сканирования также включено в обсуждение. Лаборатории, заинтересованные в раскрытии потенциала использования rs-fMRI у крыс, сочтят этот протокол полезным.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты проводились на 9,4-тотном МРТ-сканере и были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию в Дартмутском колледже. Было получено дополнительное разрешение на запись и показ животных, используемых на видео и рисунках ниже.

1. Подготовка перед сканированием

  1. Линия подкожной инфузии
    1. Частично извлеките иглу 23 г из упаковки, чтобы точка иглы оставалось стерильной.
    2. Надежно удерживайте ступицу иглы и используйте лезвие бритвы, чтобы забить вал иглы там, где он встречается со ступицей.
    3. Зажмите держатель иглы вокруг вала непосредственно под забивкой и осторожно отломить вал от ступицы.
    4. Вставьте 1/3 вала иглы (тупой конец) в ранее стерилизованную линию PE50 с достаточной длиной линии, чтобы простираться от насоса для лекарств до животного внутри магнитного отверстия.
  2. Разведение дексмедетомидина и атипамезола
    1. Готовят раствор разбавленного дексмедетомидина гидрохлорида, используя 0,5 мл 0,5 мг/мл бульона, смешанного с 9,5 мл стерильного физиологического раствора в прозрачном стерильном стеклянном флаконе (разбавленная концентрация = 0,025 мг/мл).
    2. Готовят раствор разбавленного атипамезола, используя 0,1 мл 5 мг/мл бульона, смешанного с 9,9 мл стерильного физиологического раствора в прозрачном стерильном стеклянном флаконе (разбавленная концентрация = 0,05 мг/мл).
  3. Параметры сканирования
    1. Используйте параметры, представленные в таблице 1, для подготовки последовательностей сканирования.

2. Фаза 1 анестезии: Индукция и подготовка животных

  1. Настройка
    1. Убедитесь, что все оборудование включено и работает должным образом, включая смеситель кислорода и воздуха, грелку и активную систему мусора (см. Рисунок 1).
    2. Установите температуру системы отопления на 37,5 °C.
  2. Индукция животных
    1. Поместите животное (90-дневная, самец крысы Sprague Dawley) в индукционную камеру и индуцировать анестезию с 2,5% изофлурана в 30% обогащенном кислородом воздухе.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Может быть использован широкий диапазон возрастов животных и обоих полов.
    2. После того, как животное обезболивается, извлеките его из камеры, взвесьте животное и поместите в носовой конус (на 2,5% изофлурана) на грелку в помещении для приготовления.
  3. Подготовка животных
    1. Нанесите офтальмологическую смазочную мазь на каждый глаз, чтобы предотвратить пересыхание.
    2. Подтвердите глубину анестезии отсутствием реакции на ущемление ногой.
    3. Используйте кусачки, чтобы сбрить квадратную область 2 на 2 дюйма в нижней поясничной области спины животного (то есть непосредственно над хвостом).
    4. Вводят 0,015 мг/кг раствора дексмедетомидина внутрибрюшинной (т.п.) инъекцией (например, крыса 300 г получит 0,18 мл) в нижний правый квадрант живота с помощью иглы 25 г.
    5. Выключите поток изофлурана из подготовительного пространства в колыбель животного.
    6. Переместите животное в колыбель для животных. Надежно поместите передние зубы крысы в перекладиной. Нажмите носовой конус на нос, чтобы обеспечить плотное прилегать.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если носовой конус не покрывает нижнюю челюсть, используйте парафиновую пленку, чтобы осторожно удерживать челюсть закрытой, а также запечатывать вокруг носового конуса.
    7. Расположите дыхательную прокладку под брюшком крысы ниже грудной клетки и переместите ее до тех пор, пока форма сигнала дыхания не покажет глубокую впадину, центрированную на каждом вдохе (см. форму волны дыхания на рисунке 2).
    8. Следите за дыханием животного с помощью программного обеспечения для мониторинга физиологии. Переход к следующей фазе анестезии при дыхании менее 40 вдохов/мин (ут/мин; примерно через 5 мин после инъекции дексмедетомидина).

3. Фаза 2 анестезии: Установка животных

  1. Вставьте ушные перекладиски в ушной канал, чтобы стабилизировать голову крысы в колыбели животного. После того, как вы расположились, потяните вперед на перекладине укуса и убедитесь, что голова не двигается. При необходимости отрегулируйте носовой конус и парафиновую пленку (см. Рисунок 3а).
  2. Вставьте датчик температуры в предварительно смазанный одноразовый чехол для зонда. Аккуратно вставьте температурный зонд примерно на 1/2 дюйма в прямую кишку и приклейте его к основанию хвоста медицинской лентой.
  3. Поместите зажим пульсоксиметра на плюсневую область задней ноги, убедив, что источник света находится на нижней части стопы (ладони).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вращение клипа может повлиять на сигнал; таким образом, создание держателя для удержания лапы и зажима в вертикальном положении приведет к большей стабильности. Также обратите внимание, что пока крыса не находится при нормальной температуре тела, насыщение кислородом может быть низким (<95%).
  4. Используйте вес крысы для расчета скорости инфузии для выброса 0,015 мг / кг / ч дексмедетомидина (крыса с 300 г получает 0,18 мл / ч).
  5. Установите насос препарата для извлечения расчетной скорости инфузии.
  6. Заполните шприц 3 мл стерильным, разбавленным раствором дексмедетомидина и вставьте кончик иглы в открытый конец стерилизованной инфузионной линии (простирающейся от насоса препарата до колыбели животного с предварительно прикрепленной подкожной иглой). Заполните линию и закрепите шприц в держателе шприца насоса для лекарств.
  7. Переместите блок толкателя вперед, пока он не коснется плунжера, и препарат будет выведен на иглу, гарантируя, что линия инфузии полностью заполнена.
  8. Используя спиртовую салфетку, очистите выбритую область, чтобы удалить любые блуждающих волос.
  9. Защемляем кожу примерно на два пальца шириной выше основания хвоста. Вставьте 1/3 иглы линии инфузии в шатровую кожу.
  10. Прикрепите иглу к коже с помощью 3-дюймового куска широкой медицинской ленты. Поместите второй кусок широкой медицинской ленты поверх первой, поперек крысы, и прикрепите к обеим сторонам колыбели животного (см. Рисунок 4).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Критически важно, чтобы ферромагнитная игла была хорошо закреплена для предотвращения движения во время сканирования.
  11. Начинают инфузию подкожного дексмедетомидина.
  12. Поместите кусок марли на переносицу крысы, чтобы создать ровную поверхность для катушки. Используйте бумажную ленту, которая не мешает сигналу МРТ, чтобы закрепить катушку на голове крысы, центрируя ее над мозгом (см. Рисунок 3b,c).
  13. Закрепите все линии и кабели в колыбели животного с помощью лабораторной ленты и проверьте, стабильны ли все физиологические сигналы (см. Рисунок 2).
  14. Положите бумажные полотенца поверх животного, прикрепив их к колыбели животного лабораторной лентой. Если используется система воздушного отопления, оберните пластиковый лист вокруг всей люльки, чтобы вместить теплый воздух.
  15. Переместите животное в отверстие и настройте магнит.

4. Анестезия фазы 3: получение анатомического сканирования

  1. Снижают изофлуран до 1,5%, в результате чего происходит устойчивое увеличение дыхания примерно до 45-50 ут/мин. Оставайтесь на этом уровне в течение всего времени анатомического сканирования.
  2. Используйте сканирование локализатора FLASH, чтобы убедиться, что мозг выровнен с изоцентроммагнита (рисунок 5a). Перепозиционирование животного и повторите при необходимости.
  3. Запустите сканирование ЛОКАЛИЗАТОРА RARE с более высоким разрешением и используйте этот результат сканирования, чтобы выровнять 15 сагиттальных срезов, центрированных по всему мозгу (слева направо, рисунок 5b).
  4. Используя средний сагиттальный срез, выровняйте центральный осевой срез до декуссации передней комиссуры, которая выглядит как темное пятно(рисунок 5c). Обратите внимание на смещение фрагмента, которое будет использоваться позже при сканировании состояния покоя.
  5. Приобретите 23 среза, используя осевые протоколы FLASH и RARE, чтобы помочь в регистрации в общем пространстве во время анализа после сканирования.
  6. Прокладка по всему мозгу с помощью последовательности PRESS.

5. Этап 4: Получение сканирования в состоянии покоя

  1. После завершения анатомического сканирования уменьшают изофлуран до 0,5-0,75%, корректируя так, чтобы дыхание животного было 60-65 вдохов в минуту. Оставайтесь на этом уровне не менее 10 минут, прежде чем начать сканирование в состоянии покоя, чтобы обеспечить стабильность.
  2. Когда физиология стабильна (диапазон дыхания составляет 60-75 бр/мин без задыхания или неровностей, температура тела ядра составляет 37,5 ± 1,0 °C, а насыщение кислородом составляет 95% или более), приобретите 15-срезовое сканирование EPI, используя то же смещение среза, что и анатомический осевой ряд.
  3. После завершения каждого сканирования состояния покоя проверяйте качество с помощью независимого компонентного анализа (ICA) для разложения данных на пространственные и временные компоненты.
  4. Получите не менее трех высококачественных сканирований состояния покоя.

6. Восстановление после сканирования

  1. Когда сканирование завершено, увеличивают изофлуран до 2% и прекращают подкожную инфузию дексмедетомидина.
  2. Снимите колыбель животного из магнитного отверстия, разверните животное и снимите ушные перекладинки, датчик температуры, зажим пульсоксиметра и иглу дексмедетомидина.
  3. Ввести 0,015 мг/кг разбавленного раствора атипамезола в мышцу задней ноги крысы с помощью шприца 1 мл с иглой 25 г (т.е. крыса с 300 г получит 0,09 мл).
  4. Поместите крысу обратно в домашнюю клетку поверх грелки и следите за тем, пока животное не будет амбулаторным.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

После каждого сканирования состояния покоя стабильность оценивается с помощью независимого анализа компонентов (ICA; пример сценария, включенного в дополнительные файлы). На рисунке 6 показаны примеры выходных данных компонентов сканирования в состоянии покоя. На рисунке 6a показан сигнальный компонент сканирования с высокой стабильностью. Обратите внимание, что пространственно компонент имеет высокую региональность. В течение времени ниже прост...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Стабильность животного, как физически, так и физиологически, является ключом к получению высококачественных данных о состоянии покоя. Этот протокол достигает стабильности, проходя через четыре различные фазы анестезии. Крайне важно, чтобы животное соответствовало установленным физиологическим порогам, прежде чем перейти к следующей фазе анестезии; Поскольку этот метод опирается на физиологические ауторегуляторные механизмы, отдельным животным может потребоваться немного разное количество времени на каждой фазе анестезии....

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана финансированием Национального института здравоохранения (NIH) Национального института здравоохранения (NIH) по борьбе со злоупотреблением наркотиками (NIDA) [DJW, EDKS и EMB были поддержаны грантом R21DA044501, присужденным Алану И. Грину, а DJW был поддержан грантом T32DA037202 Алану Дж. Дополнительная поддержка была оказана через фонд Алана И. Грина в качестве профессора психиатрии Раймонда Собеля в Дартмуте.

Hanbing Lu поддерживается Национальным институтом по борьбе со злоупотреблением наркотиками Intramural Research Program, NIH.

Авторы хотели бы выразить признательность и благодарность покойному Алану И. Грину. Его непоколебимая преданность области сопутствующих расстройств помогла наладить сотрудничество между авторами. Мы благодарим его за наставничество и руководство, которых будет очень не хватать.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
9.4T MRIVarian/BrukerVarian обновлен с консолью Bruker под управлением программного обеспечения Paravision 6.0.1
Air-Oxygen MixerSechristModel 3500CP-G
Analysis of Functional NeuroImages (AFNI)NIMH/NIHVersion AFNI_18.3.03В свободном доступе по адресу: https://afni.nimh.nih.gov/
Animal CradleRAPID BiomedicalLHRXGS-00563держатель для крыс с прикусочной планкой, носовым конусом и ушными планками
Мониторинг физиологии животных и Система стробированияSAIIModel 1025МРТ-совместимая система, включая насыщение кислородом, температуру, дыхание и оптоволоконную пульсоксиметрию дополнение
Антиседан (атипамезола гидрохлорид)Patterson Veterinary07-867-7097Zoetis, Артикул производителя #10000449
Керамические ножницы для МРТMRIequip.comMT-6003
Машинки для стрижкиPatterson Veterinary07-882-1032Комбинированный набор триммеров Wahl, артикул производителя #09990-1201
Dexmedesed (дексмедетомидина гидрохлорид)Patterson Veterinary07-893-1801Dechra Veterinary Products, Артикул производителя #17033-005-10
Чехол для цифрового ректального термометраMedlineMDS9608
Библиотека программного обеспеченияFMRIBMELODIC версия 3.15В свободном доступе по адресу: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki
ГрелкаCara Inc.Модель 50
Щипцы для гемостата, прямыеKent ScientificINS750451-2
IsofluranePatterson Veterinary07-893-1389Patterson Private Label, Производитель Артикул #14043-0704-06
Изофлуран ВапорайзерVetEquip Inc.
Лабораторная лента, 3/4"VWR International89097-990
Иглы, 23 калибрBD305145пластиковая ступица удалена
Парапленка Лабораторная пленкаPatterson Veterinary07-893-0260Medline Industries Inc., Артикул производителя #HSFHS234526A
плоская поверхность катушкиBrukerT126092см
Полиэтилен ТрубкаBraintree ScientificPE50 50FT0,023" (внутренний диаметр), 0,038" (внешний диаметр)
Puralube Ophthalmic Ophthalmicment OphintmentPatterson Veterinary07-888-2572Dechra Veterinary Products, производитель Артикул #211-38
Sprague Dawley RatsCharles River400 SAS SD
Стерильный 0,9% физиологический растворPatterson Veterinary07-892-4348Aspen Vet, Артикул производителя #14208186
Стерильные спиртовые салфеткиMedlineMDS090735
хирургическая лента, 1" (3M Durapore)MedlineMMM15381Z3M Healthcare, "широкая медицинская лента"
Хирургическая белая бумажная лента, 1/2" (3M Micropore)MedlineMMM153003M Healthcare
Шприцы, 1 мл с иглой 25 калибраBD309626
Шприцы, 3 млBD309657
вентилируемой индукционной и продувочной системойVetEquip Inc.942102Индукционная камера объемом 2 литра с активной продувкой
411724омега флоуметром
931600Продувочный куб, "вакуумный"
921616носовой обтекатель, без повторного дыхания
911103

Ссылки

  1. Smitha, K. A., et al. Resting state fMRI: A review on methods in resting state connectivity analysis and resting state networks. The Neuroradiology Journal. 30 (4), 305-317 (2017).
  2. Gorges, M., et al. Functional connectivity mapping in the animal model: Principles and applications of resting-state fMRI. Frontiers in Neurology. 8, (2017).
  3. Paasonen, J., Stenroos, P., Salo, R. A., Kiviniemi, V., Gröhn, O. Functional connectivity under six anesthesia protocols and the awake condition in rat brain. NeuroImage. 172, 9-20 (2018).
  4. Pawela, C. P., et al. A protocol for use of medetomidine anesthesia in rats for extended studies using task-induced BOLD contrast and resting-state functional connectivity. NeuroImage. 46 (4), 1137-1147 (2009).
  5. Jonckers, E., et al. Different anesthesia regimes modulate the functional connectivity outcome in mice. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (4), 1103-1112 (2014).
  6. Williams, K. A., et al. Comparison of alpha-chloralose, medetomidine and isoflurane anesthesia for functional connectivity mapping in the rat. Magnetic Resonance Imaging. 28 (7), 995-1003 (2010).
  7. Zhurakovskaya, E., et al. Global functional connectivity differences between sleep-like states in urethane anesthetized rats measured by fMRI. PloS One. 11 (5), 0155343(2016).
  8. Fukuda, M., Vazquez, A. L., Zong, X., Kim, S. -G. Effects of the α2-adrenergic receptor agonist dexmedetomidine on neural, vascular and BOLD fMRI responses in the somatosensory cortex. The European Journal of Neuroscience. 37 (1), 80-95 (2013).
  9. Brynildsen, J. K., et al. Physiological characterization of a robust survival rodent fMRI method. Magnetic Resonance Imaging. 35, 54-60 (2017).
  10. Lu, H., et al. Rat brains also have a default mode network. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3979-3984 (2012).
  11. Lu, H., et al. Low- but not high-frequency LFP correlates with spontaneous BOLD fluctuations in rat whisker barrel cortex. Cerebral Cortex. 26 (2), 683-694 (2016).
  12. Tsai, P. -J., et al. Converging structural and functional evidence for a rat salience network. Biological Psychiatry. 88 (11), 867-878 (2020).
  13. Murphy, K., Bodurka, J., Bandettini, P. A. How long to scan? The relationship between fMRI temporal signal to noise ratio and necessary scan duration. NeuroImage. 34 (2), 565-574 (2007).
  14. Birn, R. M., et al. The effect of scan length on the reliability of resting-state fMRI connectivity estimates. NeuroImage. 83, 550-558 (2013).
  15. Lu, H., et al. Synchronized delta oscillations correlate with the resting-state functional MRI signal. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (46), 18265-18269 (2007).
  16. Lu, H., et al. Registering and analyzing rat fMRI data in the stereotaxic framework by exploiting intrinsic anatomical features. Magnetic Resonance Imaging. 28 (1), 146-152 (2010).
  17. Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
  18. Ash, J. A., et al. Functional connectivity with the retrosplenial cortex predicts cognitive aging in rats. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (43), 12286-12291 (2016).
  19. Hsu, L. -M., et al. Intrinsic insular-frontal networks predict future nicotine dependence severity. The Journal of Neuroscience. 39 (25), 5028-5037 (2019).
  20. Li, Q., et al. Resting-state functional MRI reveals altered brain connectivity and its correlation with motor dysfunction in a mouse model of Huntington's disease. Scientific Reports. 7, (2017).
  21. Lu, H., et al. Abstinence from cocaine and sucrose self-administration reveals altered mesocorticolimbic circuit connectivity by resting state MRI. Brain Connectivity. 4 (7), 499-510 (2014).
  22. Seewoo, B. J., Joos, A. C., Feindel, K. W. An analytical workflow for seed-based correlation and independent component analysis in interventional resting-state fMRI studies. Neuroscience Research. 165, 26-37 (2021).
  23. Broadwater, M. A., et al. Adolescent alcohol exposure decreases frontostriatal resting-state functional connectivity in adulthood. Addiction Biology. 23 (2), 810-823 (2018).
  24. Jaime, S., Cavazos, J. E., Yang, Y., Lu, H. Longitudinal observations using simultaneous fMRI, multiple channel electrophysiology recording, and chemical microiontophoresis in the rat brain. Journal of Neuroscience Methods. 306, 68-76 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

фМРТ в состоянии покоявизуализация мозга крысыфМРТ грызунованестезия дексмедетомидиноманестезия изофлураномфункции сетей мозгапротокол визуализации при выживаниифизиологический мониторинганализ независимых компонентов
Получение данных функциональной магнитно-резонансной томографии в состоянии покоя у крысы
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.