Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Имплантация краниального окна для повторной визуализации In Vivo у бодрствующих мышей

8.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62633

⸱

22 июня 2021 г.

 ,  , 
1Department of Neurological Sciences, University of Nebraska Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

Здесь представлен протокол имплантации хронического черепного окна для продольной визуализации клеток мозга у бодрствующих мышей с ограничением головы.

Аннотация

Чтобы полностью понять клеточную физиологию нейронов и глии у ведущих себя животных, необходимо визуализировать их морфологию и записать их активность in vivo у ведущих себя мышей. В этой статье описывается метод имплантации хронического черепного окна, позволяющий проводить продольную визуализацию клеток мозга у бодрствующих мышей с ограничением головы. В сочетании с генетическими стратегиями и вирусными инъекциями можно маркировать конкретные клетки и области, представляющие интерес, структурными или физиологическими маркерами. Этот протокол демонстрирует, как комбинировать вирусные инъекции для маркировки нейронов в непосредственной близости от GCaMP6-экспрессирующих астроцитов в коре для одновременной визуализации обеих клеток через краниальное окно. Многофотонная визуализация одних и тех же клеток может выполняться в течение нескольких дней, недель или месяцев у бодрствующих, ведущих себя животных. Этот подход предоставляет исследователям метод просмотра клеточной динамики в режиме реального времени и может быть применен для ответа на ряд вопросов в нейробиологии.

Введение

Способность выполнять in vivo многофотонную флуоресцентную микроскопию в коре мышей имеет первостепенное значение для изучения клеточной сигнализации и структуры 1,2,3,4,5,6,7,8,9, патологии заболевания 10,11 и клеточного развития 12,13 . При имплантации хронических черепных окон возможна продольная визуализация, позволяющая повторно визуализировать корковые области в течение дней, недель или месяцев13,14 у живых животных. Многофотонная микроскопия идеально подходит для повторной визуализации in vivo из-за улучшенного глубинного зондирования и уменьшения фотоповреждений, связанных с используемым инфракрасным лазером. Это позволяет изучать молекулярную и клеточную динамику специфических клеток в различных корковых областях.

Многофотонная микроскопия использовалась для визуализации in vivo нейронных и глиальных клеток у мышей 15,16,17,18,19,20. Различные стратегии могут быть реализованы для маркировки определенных типов клеток и областей интересов. Одним из распространенных подходов является управление экспрессией генетически закодированных флуоресцентных белков специфическим для клеток способом с использованием системы рекомбинации Cre-Lox. Это может быть выполнено с генетически модифицированными мышами, например, скрещивание tdTomato «флоксированной» мыши (Ai14) с мышью, экспрессирующей cre-recombinase под промотором, представляющим интерес21. В качестве альтернативы, маркировка клеток и участков может быть достигнута с помощью вирусных инъекций. Здесь вирус, кодирующий Cre-рекомбиназу под клеточным промотором, и вирус, кодирующий интересующий ген флоксированной, вводятся в определенную область. Соответствующие типы клеток, получающие оба вирусных вектора, затем будут экспрессировать желаемый ген (ы). Эти гены могут быть структурными маркерами, такими как tdTomato, для просмотра изменений в клеточной морфологии22 или генетически закодированными показателями кальция (GECI), такими как GCaMP и / или RCaMP, для изучения динамики кальция23. Методы генетической рекомбинации могут применяться индивидуально или в комбинации для маркировки одного или более типов клеток. Третий подход, не требующий трансгенных мышей или вирусных конструкций (которые имеют ограниченную упаковочную способность), заключается в внутриутробной электропорации конструкций ДНК24. В зависимости от времени электропорации, различные типы клеток могут быть нацеленына 25,26,27.

При выполнении многофотонной визуализации мыши могут быть изображены во время бодрствования или обезболены. Визуализация бодрствующих мышей может быть выполнена путем закрепления мыши с помощью прикрепленной головной пластины28. Этот подход становится менее стрессовым, позволяя относительно свободно передвигаться животному с использованием методов, таких как свободно плавающие, поддерживаемые воздухом шарики из пенополистирола29, свободно плавающие беговые дорожки1 или система домашних клеток с воздушным подъемом, где мыши скрепляются прикрепленной головной пластиной и могут перемещаться в открытой камере30. Для каждого из этих условий визуализации сначала необходимо будет приучить мышей к настройке визуализации. В этой статье описывается процедура привыкания и визуализации с использованием системы домашних клеток с воздушным подъемом.

Этот протокол описывает имплантацию хронического черепного окна для продольной визуализации in vivo в коре головного мозга. Здесь мы будем использовать мышей, которые условно экспрессируют GCaMP6f в астроцитах, для мониторинга динамики передачи сигналов кальция. Далее в данной работе описывается процедура вирусных инъекций с использованием tdTomato в качестве метки для нейронов. Это позволяет определить изменения в нейрональной синаптической структуре и/или доступность в качестве структурного маркера, который позволяет повторно визуализировать один и тот же астроцит. На протяжении всего протокола будут выделены важные шаги для обеспечения наилучшего качества изображений, полученных с помощью многофотонной микроскопии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с руководящими принципами, утвержденными IACUC в Медицинском центре Университета Небраски.

1. Перед операцией

  1. Подготовьте пипетки для вирусных инъекций. Потяните боросиликатные стеклянные капилляры с помощью съемника пипетки и скосите пипетку под углом 20°. Стерилизуйте пипетки на ночь.
  2. Приготовьте свежие кусочки стерильной гелевой пены, разрезав их на небольшие квадратики. Погрузите гелевую пену в стерильную микрофьюжную трубку, содержащую 0,5 мл физиологического раствора. Замочите гелевую пену в физиологическом растворе не менее чем на 30 минут перед использованием.
  3. Приготовьте свежие кусочки полосок губки, разрезав их на тонкие полоски.
  4. За двадцать минут до операции вводят 4-6-недельным мышам GLAST-CreER/GCaMP6f внутрибрюшинно 0,2 мг/кг дексаметазона для предотвращения отека мозга и 5 мг/кг карпрофена для уменьшения воспаления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы индуцировать рекомбинацию и экспрессию GCaMP6f примерно в 40% астроцитов, мышам GLAST-CreER/GCaMP6f вводили 100 мг/кг тамоксифена через 3 недели в течение 5 дней подряд.

2. Начало операции

  1. Через 20 мин обезболивают мышей 3% изофлураном кислородом со скоростью потока 1 л/мин в течение примерно 1,5 мин.
  2. После анестезии поместите мышь на стереотаксическую рамку, которая сидит на водоциркуляющем одеяле, чтобы поддерживать температуру тела 37 ° C на протяжении всей операции. Прикрепите мышь к раме с помощью зажима морды и ушных вкладышей. Убедитесь, что зажим морды и ушные вкладыши достаточно устойчивы, чтобы голова не двигалась во время процедуры, но не настолько плотно, чтобы череп был поврежден.
  3. Поддерживают анестезию 1-1,5% изофлураном с кислородом со скоростью потока 1-2 л/мин. Обратите внимание, что некоторым животным может потребоваться больше или меньше изофлунана для поддержания седации. Следите за дыханием животного, а также его рефлексами на щипки пальцев ног и хвоста и соответствующим образом регулируйте изофлуран.
  4. Нанесите глазную мазь на каждый глаз с помощью хлопкового аппликатора, чтобы предотвратить пересыхание глаз во время процедуры.
  5. Используя триммеры для грызунов, сбривайте волосы от шеи до самых глаз. Соблюдайте осторожность, чтобы убедиться, что усы животного не были случайно подстрижены.
  6. Очистите выбритую область одной прокладкой для приготовления йода, а затем одной прокладкой для приготовления спирта.
  7. Используя стерильные тканевые щипцы и хирургические ножницы, вырежьте и удалите кожу с лобных швов перед брегмой вплоть до лямбды.
  8. После удаления кожи добавьте примерно 0,1 мл 1% ксилокаина (лидокаина с адреналином 1:200 000) в череп, чтобы свести к минимуму кровотечение черепа.
  9. Используя стерильный хирургический клинок из углеродистой стали 11, прикрепленный к рукоятке, аккуратно соскоблите соединительную ткань с черепа. Будьте особенно осторожны при удалении соединительной ткани вблизи края черепа, так как любая оставшаяся ткань может предотвратить сильную адгезию стекла или головной пластины в дальнейшем.
  10. Используйте стерильные тканевые щипцы для удаления рыхлой соединительной ткани из черепа.
  11. Используя стерильные аппликаторы для хлопчатобумажных наконечников, очистите череп от любого оставшегося ксилокаина.
  12. После завершения тщательно обезжирьте череп с помощью стерильного хлопкового наконечника, смоченного в ацетоне. Используйте сжатый воздух, чтобы немедленно высушить череп феном.

3. Краниотомия

  1. Используя маркер тонкой точки и линейку, измерьте соответствующий размер отверстия в нужном месте. Подтвердите размер отверстия, сравнив его с размером покровного стекла (3 или 5 мм в диаметре); убедитесь, что отверстие немного меньше размера защитного стекла.
  2. С помощью бормашины постепенно прослеживайте контур отверстия, истончая кость. Медленно сверлите, чтобы предотвратить сверление кости, и сверлите в концентрических кругах, чтобы облегчить равномерное истончение кости.
  3. После каждого концентрического прохода добавляйте каплю или две стерильного физиологического раствора в пробуренную область. Дайте физиологическому раствору постоять не менее 10 с, чтобы предотвратить перегрев кости и повреждение основной твердой мозговой оболочки.
  4. Используйте стерильный аппликатор хлопкового наконечника, чтобы впитать оставшийся физиологический раствор. Выдувайте сжатый воздух над областью, чтобы убедиться, что весь оставшийся физиологический раствор испарился перед возобновлением бурения. Сделайте это, чтобы сдуть остатки кости.
  5. Повторяйте шаги 3.2-3.4 до тех пор, пока кость не истончится для удаления.
  6. Убедитесь, что кость достаточно истончена для удаления, осторожно надавливая на центральную область кости тонкими щипцами, чтобы проверить, что истонченный череп движется. Подлежащая сосудистая система должна быть видна там, где произошло сверление. Обратите внимание, что кость может выглядеть так, как будто она треснет там, где произошло истончение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тренировка на этом этапе имеет решающее значение для определения того, когда кость была истончена соответствующим образом.
  7. Прежде чем пытаться удалить кость, проверьте мышь, чтобы убедиться, что она полностью седативна. Если нет, постепенно увеличивайте содержание изофлурана, чтобы предотвратить отек мозга при удалении кости.
  8. Добавьте небольшой кусочек гелевой пены, насыщенной физиологическим раствором, к истонченному черепу. Добавьте одну или две дополнительные капли физиологического раствора в истонченный череп.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Наличие большого количества физиологического раствора над истонченным черепом помогает уменьшить кровотечение и защитить твердую мозговую оболочку при удалении костного лоскута.
  9. Используя миниатюрное заостренное лезвие на 15°, аккуратно вставьте лезвие в истонченную кость и разрезайте вдоль истонченной кости. Держите гелевую пену смоченной в физиологическом растворе, готовой остановить любые кровотечения, которые могут возникнуть.
  10. Используя щипцы, осторожно поднимите и удалите кость. Будьте максимально щадны, чтобы избежать повреждения подлежащей ткани и сосудистой системы. Будьте предельно осторожны, чтобы не повредить твердую мозговую оболочку.
  11. После того, как костный лоскут удален, добавьте свежий кусочек гелевой пены, насыщенной физиологическим раствором, в кору. Добавьте несколько капель физиологического раствора, чтобы предотвратить высыхание гелевой пены, так как это приведет к повреждению подлежащей ткани.

4. Вирусные инъекции

  1. Выполняют вирусные инъекции с помощью стереотаксического аппарата.
    1. Подготовьте AAV1. CaMKII.0.4.Cre (титр 3 × 1013 копий генома (GC)/мл) при 1:5000 путем последовательных разведений в физиологическом растворе.
    2. Приготовьте смесь AAV1. CaMKII.0.4.Cre (1:5,000) и AAV1. ЦАГ. FLEX.tdTomato (титр 5 × 1012 ГК/мл) на небольшом кусочке парапленки.
    3. Наполните стерильную скошенную стеклянную пипетку с наконечником размером 20 мкм вирусной смесью, аккуратно положив пипетку на раствор.
    4. Опустите пипетку так, чтобы она просто коснулась поверхности мозга и продолжайте опускаться в течение дополнительных 200-300 мкм для инъекций L2/3. Используя внутриклеточную микроинъекционную дозирующую систему (см. Таблицу материалов), вводят давление 12-15 раз в течение 2 мин (20 psi, длительность импульса 9 мс). Наблюдайте, как мениск в пипетке падает с каждой инъекцией, чтобы убедиться, что пипетка не заблокирована.
    5. После инъекции оставьте пипетку в мозге на 4-5 минут, чтобы предотвратить обратный поток. Медленно втягивайте пипетку.
    6. Повторите инъекции в 2-3 местах (приблизительно на расстоянии 500 мкм друг от друга).
    7. Выбросьте использованные стеклянные пипетки, парапленки, наконечники пипеток и микрофьюжировочные трубки, используемые для последовательного разведения вируса Cre, в 10% отбеливатель.

5. Имплантация краниального окна

  1. Удалите любую гелевую пену и используйте небольшую полоску губчатых полосок, чтобы впитать оставшийся физиологический раствор.
  2. Добавьте несколько капель антибиотика энрофлоксацина (22,7 мкг/мл) в отверстие и дайте ему остаться там в течение 1 мин. Через 1 мин используйте свежий кусочек губчатой полоски, чтобы впитать оставшийся энрофлоксацин. Повторите этот процесс еще два раза.
  3. После третьей промывки добавьте в отверстие несколько капель физиологического раствора и дайте ему остаться там в течение 1 мин. Через 1 мин используйте свежий кусочек губчатой полоски, чтобы впитать оставшийся физиологический раствор. Повторите этот процесс промывки еще два раза и после третьей стирки добавьте небольшую каплю физиологического раствора в отверстие.
  4. Поместите покровное стекло над отверстием. Используйте щипцы, чтобы убедиться, что стекло находится заподлицо над отверстием для получения изображений хорошего качества.
  5. Осторожно удерживая стекло на месте, нанесите цианоакрилатный клейкий гель (Таблица материалов) по периметру стекла, чтобы запечатать края окна на черепе. Убедитесь, что клей не просачивается под покровное стекло, и держите как можно больше клея с поверхности покровного стекла.
  6. Нанесите слой суперклея поверх клеевого геля. Добавьте слой зубной цементной жидкости поверх клея, чтобы он затвердел.
  7. Возьмите головную пластину вертолетного типа соответствующего размера и нанесите тонкий слой клея вокруг центрального отверстия. Поместите головную пластину поверх покровного стекла и дайте клею ненадолго высохнуть.
  8. В микрофрагменную трубку объемом 1,5 мл добавьте порошок зубного цемента к отметке 0,1 мл на трубке. Добавьте 7-8 капель быстроотверждающегося, мгновенного клея и перемешайте. Втяните в шприц объемом 1 мл с помощью иглы 19 г, которая была разрезана, чтобы создать большее отверстие.
  9. Впрыскивайте смесь через боковые отверстия вертолетного стержня до тех пор, пока она не просочится с обеих сторон. Нанесите зубную цементно-клеевую смесь на остальную часть открытого черепа, чтобы закрепить головную пластину на черепе, что уменьшит артефакты движения во время визуализации.
  10. Дайте смеси высохнуть на воздухе не менее 15 минут.
  11. Введите мышам 0,5 мл физиологического раствора подкожно, чтобы помочь в выздоровлении.

6. После операции

  1. Извлеките мышь из стереотаксической рамки и верните ее в клетку.
  2. Поместите часть клетки на водоциркуляционное одеяло, прокладки с космическим гелем или изотермические прокладки, чтобы помочь с восстановлением.
  3. Обеспечьте животному небольшую помощь пищевыми гранулами и влажным кормом, в дополнение к их обычному рациону, чтобы еще больше помочь в выздоровлении. Добавляйте новые пищевые гранулы и влажный корм каждый день после операции на время восстановления.
  4. На следующий день после операции мышам однократно вводят 5 мг/кг карпрофена и 5 мг/кг энрофлоксацина.
  5. На 2-6 день вводите мышам один раз с 5 мг / кг карпрофена и два раза с 5 мг / кг энрофлоксацина, в ожидании одобрения местным IACUC. Отделяют инъекции энрофлоксацина не менее чем на 8 ч.
  6. В дни 7-20 ежедневно вводят мышам 5 мг/кг карпрофена.

7. Привыкание животных к визуализации

  1. На 14-й день после операции осмотрите краниальное окно на предмет оптической прозрачности. Не используйте мышей с неясными или иным образом поврежденными окнами (т.е. чрезмерным ангиогенезом).
  2. Проверьте экспрессию tdTomato под флуоресцентным микроскопом. Если меченые клетки могут быть идентифицированы, приступайте к привыканию животных.
  3. Первый день привыкания (обращения)
    1. Подержите мышь в течение нескольких минут и верните ее в клетку после обработки. Повторите обработку три раза с интервалом в 15 минут между сеансами.
    2. После третьего испытания приучите мышь, завернув животное в небольшой кусочек ткани.
    3. Держите мышь завернутой в ткань примерно 1 минуту.
    4. После испытания верните мышь в клетку. Повторите этот процесс еще два раза, обеспечивая 15-минутный интервал между каждым испытанием.
  4. Второй день привыкания
    1. Взвесьте и запишите вес мыши.
    2. Заверните мышь в ткань и закрепите ее через головную пластину к рычагу фиксации головы поднятой по воздуху домашней клетки.
    3. Оставьте домашнюю клетку открытой для света.
    4. Дайте мыши оставаться в клетке мобильного дома в течение 15 минут.
    5. После привыкания выньте мышь из домашней клетки и выключите воздушный поток.
    6. Взвесьте мышь и верните ее в клетку. Позаботьтесь о том, чтобы включить только мышей, которые не теряют более 10% своей массы тела. Исключите мышей, которые теряют более 10% своего веса в течение любого дня привыкания из экспериментов по визуализации.
  5. Третий день привыкания и далее
    1. Взвесьте и запишите вес мыши, прежде чем закрепить ее в домашней клетке, поднятой по воздуху.
    2. Закрепите мышь в домашней клетке, поднятой по воздуху.
    3. Накройте домашнюю клетку чем-то, что обеспечит темную внутреннюю часть, например, коробкой, и позвольте мыши оставаться защищенной в течение 30 минут.
    4. Через 30 минут раскройте домашнюю клетку, извлеките мышь и выключите воздушный поток.
    5. Взвешивайте и записывайте вес мыши после привыкания.
    6. Повторяйте этот процесс каждый день, увеличивая продолжительность закрепления мыши в домашней клетке на 15 минут. Продолжайте этот процесс до тех пор, пока мышь не будет закреплена в домашней клетке в течение 1,5 ч, так как это приблизительная продолжительность сеанса двухфотонной визуализации.
    7. Чтобы приучить мышь к шуму, выполните некоторые сеансы привыкания на микроскопе, чтобы акклиматизировать мышь к звукам лазерных сканирующих зеркал. Исключите мышей, которые не привыкают в достаточной степени (т. Е. Вокализации и дефекация, вызванная стрессом).

8. Многофотонная визуализация

  1. Начните визуализацию через 3 недели после операции, чтобы окно очистилось.
  2. Выполняйте визуализацию на специально изготовленном или коммерчески доступном многофотонном микроскопе, оснащенном Ti:Sapphire лазером. Получайте изображения с помощью объектива с высокой числовой диафрагмой (NA).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Двухканальная визуализация достигается с помощью 565 нм дихроичного зеркала и двух внешних фотоумноживателей. Полосовой фильтр 535/50 используется для обнаружения излучения GCaMP6f, а для обнаружения tdTomato используется полосовой фильтр 610/75. Для получения изображений, показанных на рисунках 1 и 2, использовались 25-кратный объектив погружения в воду (1,05 NA) и резонансные сканеры. Каждая интересующая область состояла из стопки изображений, разделенных в осевом направлении на 1 мкм. Каждая оптическая секция была собрана в 512 x 512 пикселей, 0,18 мкм / пиксель. Изображения были получены из передней области первичной моторной коры, определяемой стереотаксическими координатами.
  3. Установите длину волны лазера на 920 нм (990 нм, если используется GECI с красным смещением).
  4. Поместите мышь в клетку мобильного дома и прижмите головную панель к рычагу фиксации головы.
  5. Добавьте несколько капель воды в центр окна.
  6. Используя широкоугольный режим микроскопа, выберите 2-3 положения легко идентифицируемой сосудистой системы. Сохраните изображения этих кровеносных сосудов и запишите координаты X и Y, которые появляются на контроллере двигателя, чтобы переместить дендриты, меченые tdTomato, для последующих сеансов визуализации. Каждый раз корректируйте координаты X и Y, чтобы перестроиться с сохраненными изображениями кровеносных сосудов.
  7. После того, как сосудистая система была визуализирована и позиции записаны, найдите области с нейронами, экспрессирующими tdTomato (рисунок 1). Изображение синаптических структур (дендритов и аксонов) нейронов и активности GCaMP6f в астроцитах.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дендриты будут служить ориентирами для надежного возвращения в одни и те же области и изображения одних и тех же дендритов и астроцитов в течение нескольких дней. Не наблюдалось заметного сдвига в плоскости визуализации при стабильной фиксации головы и после привыкания к фиксации головы. Смещение, происходящее в направлениях X и Y, корректируется движением.
  8. После визуализации верните мышь в клетку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мышей обычно держат на прицеле максимум 2 ч. Когда визуализация длится в течение длительного времени, вода под объективом может высохнуть. Воду следует добавлять во время экспериментов. В качестве альтернативы вместо воды можно использовать ультразвуковой гель.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Качество черепного окна можно оценить по тому, насколько четкими выглядят нейронные структуры. В хорошем окне хорошо видны дендритные шипы (рисунок 1). При сохранении структурных и позиционных данных одно и то же животное может быть изображено многократно в течение нескольких дней, недель или месяцев для изучения одних и тех же клеток (рисунок 1). Изображения на рисунке 1 были получены из передней области первичной моторной коры (в ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Здесь мы представили протокол имплантации хронических черепных окон для визуализации in vivo корковых астроцитов и нейронов у бодрствующих, с задержкой головы мышей в воздушной домашней клетке. Были приведены конкретные примеры применения краниального окна для визуализации астроцитов, которые экспрессируют GECI и нейрональные синаптические структуры. С использованием многофотонной микроскопии астроцитарная динамика передачи сигналов кальция и структурная синаптическая динамика могут регистрироваться многократно ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
15o Остроконечный клинокSurgistar6500Хирургические инструменты
19 г ИглыBD305186Хирургический расход
AAV1-CAG-FLEX-tdTomatoAddgene28306-AAV1Вирусный вектор
AAV1-CaMKII-0-4-CREAddgene105558-AAV1Вирусный вектор
ActeoneFisher ScientificA16P4Реагент
Спиртовые подготовочные подушечкиFisher ScientificCovidien 5750Хирургический расход
СкосНаришигеоборудование
Боросиликатное стеклоWorld Precision InstrumentsTW100F-4Хирургический расход
Карбид БорыSS белый стоматологический14717Хирургические инструменты
карпрофен (Римадил), 50 мг/млZoetis Mylan Institutional, LLC.Drug
Сжатый воздухFisher Scientific23-022-523Хирургия Поставка
Ватный наконечник АппликаторыPuritan836-WC NO BINDERХирургия
Поставка Защитное стекло, No 1 толщина, 3 мм/5 ммWarner Instruments64-0720, 64-0700Хирургия Расходная Стоматологическая
ДрельAsepticoОборудование
Дексаметазон, 4 мг/млMylan Institutional, LLC.Микроскоп
препарированияNikonEquipment
Duralay Liquid  (жидкость для стоматологического цемента)Patterson Dental602-8518Реагент
Дуралай Порошок  (порошок стоматологического цемента)Patterson Dental602-7932Реагент
Энрофлоксацин, 2,27%BayerDrug
Глазная мазьDechra17033-211-38Surgery Supply
Fiber Lite Высокоинтенсивный осветительDolan-Jenner IndustriesОборудование
Щипцы (большие)World Precision Instruments14099Хирургические инструменты
Щипцы ( Small)World Precision Instruments501764Surgery Tools
GCaMP6f b6; 129S-GT(ROSA)26Sortm95.1(CAGGCaMP6f)Hze/JЛаборатория ДжексонаАртикул No: 024105Мышиная линия
GerminatorFisher ScientificEquipment
GLAST-CreER Tg(Slc1a3-cre/ERT) 1Nat/JЛаборатория ДжексонаАртикул No: 012586Mouse Line
Налобная пластинаNeurotarModel 1, Model 3Принадлежности для хирургии
Гемостатические щипцыWorld Precision Instruments501705Хирургические инструменты
Держатель для 15o Point BladePrecision Instruments501247Хирургические инструменты
Держатель для скальпелевых лезвийWorld Precision Instruments500236Хирургические инструменты
Йодные прокладкиAvantor15648-926Хирургический расход
ИзофлуранПирамалХирургический расход
Изофлуран Настольная система с индукционным боксомГарвардский аппарат
Изофлуран ВапорайзерSurgiVetОборудование
Крейзи КлейОфисный складKG517Реагент
Локтит 401Henkel40140быстроотверждаемый быстродействующий клей
Loctite 454Fisher ScientificNC9194415цианоакрилатный адгезивный гель
микропипетка ПуллерSutter InstrumentsОборудование
Мультифотонный микроскоп
АзотMathesonNI M200Газ
КислородMathesonOX M250Gas
Picospritzerдозирования внутриклеточных микроинъекцийParker
Наконечники для пипетокRainin17014340Surgery Supply
Триммер для волос грызуновWahlEquipment Физиологический
раствор (0,9% хлорида натрия)Med Vet InternationalRX0,9NACL-30BACХирургический расход Лезвия
скальпеля, размер 11Integra4-111Хирургические инструменты
НожницыWorld Precision Instruments503667Хирургические инструменты
Стереотаксические инструменты Оборудованиеукладки
губок Sugi Sponge Strips (губчатые полоски)Kettenbach Dental31002Surgery Supply
SURGIFOAM (гелевая пена)Ethicon1972Surgery Supply
Шприц с иглой 26 GBD309625Surgery Supply
TamoxifenSigma AldrichT5648-1GРеагент
Ti:Сапфировый лазерКогерентноеоборудование
Перенос пипетокFisher Scientific13-711-9AMХирургическое водоснабжение
ОдеялоFisher ScientificОборудование
Ксилокаин MPF с эпинефрином (1:200,000), 10 мг/ mLFresenius Kabi СШАПрепарат
для лекарств World Система для для

Ссылки

  1. Cichon, J., Gan, W. B. Branch-specific dendritic Ca2+ spikes cause persistent synaptic plasticity. Nature. 520 (7546), 180-185 (2015).
  2. Goncalves, J. T., et al. Circuit level defects in the developing neocortex of Fragile X mice. Nature Neuroscience. 16 (7), 903-909 (2013).
  3. Padmashri, R., et al. Altered structural and functional synaptic plasticity with motor skill learning in a mouse model of fragile X syndrome. Journal of Neuroscience. 33 (50), 19715-19723 (2013).
  4. Peters, A. J., Chen, S. X., Komiyama, T. Emergence of reproducible spatiotemporal activity during motor learning. Nature. 510 (7504), 263-267 (2014).
  5. Poskanzer, K. E., Yuste, R. Astrocytes regulate cortical state switching in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (19), 2675-2684 (2016).
  6. Srinivasan, R., et al. Ca2+ signaling in astrocytes from Ip3r2(-/-) mice in brain slices and during startle responses in vivo. Nature Neuroscience. 18 (5), 708-717 (2015).
  7. Takata, N., et al. Astrocyte calcium signaling transforms cholinergic modulation to cortical plasticity in vivo. Journal of Neuroscience. 31 (49), 18155-18165 (2011).
  8. Yang, G., Pan, F., Gan, W. B. Stably maintained dendritic spines are associated with lifelong memories. Nature. 462 (7275), 920-924 (2009).
  9. Zuo, Y., et al. Development of long-term dendritic spine stability in diverse regions of cerebral cortex. Neuron. 46 (2), 181-189 (2005).
  10. Grutzendler, J., Gan, W. B. Two-photon imaging of synaptic plasticity and pathology in the living mouse brain. NeuroRx. 3 (4), 489-496 (2006).
  11. Isshiki, M., et al. Enhanced synapse remodelling as a common phenotype in mouse models of autism. Nature Communications. 5, 4742(2014).
  12. Cruz-Martin, A., Crespo, M., Portera-Cailliau, C. Delayed stabilization of dendritic spines in fragile X mice. Journal of Neuroscience. 30 (23), 7793-7803 (2010).
  13. Mostany, R., et al. Altered synaptic dynamics during normal brain aging. Journal of Neuroscience. 33 (9), 4094-4104 (2013).
  14. Trachtenberg, J. T., et al. Long-term in vivo imaging of experience-dependent synaptic plasticity in adult cortex. Nature. 420 (6917), 788-794 (2002).
  15. Agarwal, A., et al. Transient opening of the mitochondrial permeability transition pore induces microdomain calcium transients in astrocyte processes. Neuron. 93 (3), 587-605 (2017).
  16. Bindocci, E., et al. Three-dimensional Ca2+ imaging advances understanding of astrocyte biology. Science. 356 (6339), (2017).
  17. Dana, H., et al. High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments. Nature Methods. 16 (7), 649-657 (2019).
  18. Han, S., Yang, W., Yuste, R. Two-color volumetric imaging of neuronal activity of cortical columns. Cell Reports. 27 (7), 2229-2240 (2019).
  19. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. Resting microglial cells are highly dynamic surveillants of brain parenchyma in vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
  20. Stowell, R. D., et al. Noradrenergic signaling in the wakeful state inhibits microglial surveillance and synaptic plasticity in the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 22 (11), 1782-1792 (2019).
  21. Madisen, L., et al. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nature Neuroscience. 13 (1), 133-140 (2010).
  22. Chen, S. X., et al. Subtype-specific plasticity of inhibitory circuits in motor cortex during motor learning. Nature Neuroscience. 18 (8), 1109-1115 (2015).
  23. Stobart, J. L., et al. Cortical circuit activity evokes rapid astrocyte calcium signals on a similar timescale to neurons. Neuron. 98 (4), 726-735 (2018).
  24. Matsui, A., et al. Mouse in utero electroporation: controlled spatiotemporal gene transfection. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (54), e3024(2011).
  25. Roth, R. H., et al. Cortical synaptic AMPA receptor plasticity during motor learning. Neuron. 105 (5), 895-908 (2020).
  26. Stogsdill, J. A., et al. Astrocytic neuroligins control astrocyte morphogenesis and synaptogenesis. Nature. 551 (7679), 192-197 (2017).
  27. Suresh, A., Dunaevsky, A. Relationship between synaptic AMPAR and spine dynamics: impairments in the FXS mouse. Cerebral Cortex. 27 (8), 4244-4256 (2017).
  28. Yang, G., et al. Transcranial two-photon imaging of synaptic structures in the cortex of awake head-restrained mice. Methods in Molecular Biology. 1010, 35-43 (2013).
  29. Dombeck, D. A., et al. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  30. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (88), e51869(2014).
  31. Holtmaat, A., et al. high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nature Protocols. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  32. Hauglund, N. L., et al. Meningeal lymphangiogenesis and enhanced glymphatic activity in mice with chronically implanted EEG electrodes. Journal of Neuroscience. 40 (11), 2371-2380 (2020).
  33. De Paola, V., et al. Cell type-specific structural plasticity of axonal branches and boutons in the adult neocortex. Neuron. 49 (6), 861-875 (2006).
  34. Cheng, A., et al. Simultaneous two-photon calcium imaging at different depths with spatiotemporal multiplexing. Nature Methods. 8 (2), 139-142 (2011).
  35. Yang, G., et al. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nature Protocols. 5 (2), 201-208 (2010).
  36. Shih, A. Y., et al. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (61), e3742(2012).
  37. Helm, P. J., Ottersen, O. P., Nase, G. Analysis of optical properties of the mouse cranium--implications for in vivo multi photon laser scanning microscopy. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 316-322 (2009).
  38. Stobart, J. L., et al. Long-term in vivo calcium imaging of astrocytes reveals distinct cellular compartment responses to sensory stimulation. Cerebral Cortex. 28 (1), 184-198 (2018).
  39. Pryazhnikov, E., et al. Longitudinal two-photon imaging in somatosensory cortex of behaving mice reveals dendritic spine formation enhancement by subchronic administration of low-dose ketamine. Scientific Reports. 8 (1), 6464(2018).
  40. Thrane, A. S., et al. General anesthesia selectively disrupts astrocyte calcium signaling in the awake mouse cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (46), 18974-18979 (2012).
  41. Paukert, M., et al. Norepinephrine controls astroglial responsiveness to local circuit activity. Neuron. 82 (6), 1263-1270 (2014).
  42. Delekate, A., et al. Metabotropic P2Y1 receptor signalling mediates astrocytic hyperactivity in vivo in an Alzheimer's disease mouse model. Nature Communications. 5, 5422(2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Имплантация краниального окнавизуализация бодрствующих мышеймультифотонная визуализацияфиксация головывирусные инъекцииGCaMP6f-астроцитыструктура нейроновкальциевая визуализацияповеденческий анализ
Имплантация краниального окна для повторной визуализации In Vivo у бодрствующих мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.