Методическая статья

Пространственно-временная визуализация in vivo систем доставки глазных лекарств с использованием волоконно-оптической конфокальной лазерной микроскопии

2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62685

⸱

27 сентября 2021 г.

 ,  ,  , 
1Laboratory for Translational and Molecular Imaging, Cancer and Stem Cell Biology Programme, Duke-NUS Medical School, 2School of Materials Science and Engineering, Nanyang Technological University, 3Singapore National Eye Centre, 4Singapore Eye Research Institute, 5Material Science & Engineering, National University of Singapore

В этой статье

Краткое содержание

Представлен протокол применения фиброоптической конфокальной лазерной микроскопии (КМЛМ) для неинвазивного изучения пространственно-временного распределения липосом в глазу после субконъюнктивальной инъекции.

Аннотация

Субконъюнктивальная инъекция является привлекательным способом введения глазных препаратов из-за легкого транссклерального доступа, который обходит передние глазные барьеры, такие как роговица и конъюнктива. В то время как терапевтические эффекты и фармакокинетика лекарств при субконъюнктивальной инъекции были описаны в некоторых исследованиях, очень немногие оценивают глазное распределение лекарств или системы доставки лекарств (DDS). Последнее имеет решающее значение для оптимизации внутриглазной конструкции DDS и биодоступности препарата для достижения желаемой глазной локализации и продолжительности действия (например, острого и пролонгированного). Данное исследование устанавливает использование волоконно-оптической конфокальной лазерной микроэндоскопии (CLM) для качественного изучения глазного распределения флуоресцентных липосом в режиме реального времени у живых мышей после субконъюнктивальной инъекции. Будучи разработанным для визуального осмотра тканей in vivo на микроскопическом уровне, это также первое полное описание метода визуализации CLM для изучения пространственно-временного распределения инъекционных препаратов в глазу после субконъюнктивальной инъекции.

Введение

Очищение крови, распределение тканей и целевое заполнение лекарств в живых системах являются столпами для понимания диспозиции лекарств in vivo. В доклинических моделях на животных эти параметры обычно оцениваются путем частого забора крови и тканей в определенные моменты времени после введения препарата. Тем не менее, эти процедуры, как правило, являются инвазивными, часто включают измерения невыявляемости и требуют больших когорт животных для статистического питания. Могут возникнуть дополнительные расходы и время, а также этические проблемы чрезмерного использования животных. В результате неинвазивная визуализация быстро становится неотъемлемым шагом в исследованиях биораспределения. Конфокальная лазерная микроэндоскопия (CLM1,2) хорошо подходит для глазных применений для неинвазивного изображения пространственно-временного распределения терапевтических средств в глазах живых животных с высокой чувствительностью и высоким разрешением1,3,4.

CLM обладает потенциалом для облегчения надежного скрининга систем доставки глазных лекарств (DDS), таких как липосомы, до всесторонней количественной оценки DDS и биодоступности лекарств. Липосомы привлекательны своей гибкостью в настройке своих физико-химических и биофизических свойств5,6,7,8,9,10,11 для инкапсуляции большого разнообразия терапевтического груза и контроля тканевого места высвобождения лекарственного средства и продолжительности действия. Липосомы использовались в глазных приложениях для доставки больших молекул, таких как моноклональное антитело бевацизумаб12, и малых молекул, таких как циклоспорин13 и ганцикловир14. Липосомы, нагруженные лекарственными средствами, имеют более длительные биологические периоды полураспада и длительные терапевтические эффекты по сравнению с нелипосомными составами «свободных лекарств». Однако распределение лекарственного средства в глазной ткани обычно экстраполируется из концентраций лекарственного средства в жидких компонентах глаза (т.е. крови, водной влаге и стекловидном теле15,16,17). Поскольку первоначальная судьба in vivo загруженного лекарственного груза определяется свойствами самого нанонесущего, CLM-визуализация флуоресцентных липосом может служить суррогатом для лекарственного средства, чтобы выявить нацеливание на ткань и время пребывания ткани in situ. Кроме того, визуальные доказательства доставки с CLM могут направлять редизайн DDS, оценивать терапевтические преимущества препарата и, возможно, даже прогнозировать неблагоприятные биологические события (например, токсичность тканей из-за нежелательной локализации DDS в течение длительных периодов времени).

Здесь подробно описана пошаговая процедура изучения глазного биораспределения липосом у живых мышей с двухдиапазонной системой CLM. Эта специальная система CLM может обнаруживать двухцветную флуоресценцию (с зелеными и красными лазерами возбуждения при 488 нм и 660 нм) в режиме реального времени с частотой 8 кадров / с. Физически помещая зонд обнаружения на глаз, протокол демонстрирует получение и анализ изображений зелено-флуоресцентных липосом при субконъюнктивальном введении у мышей, предварительно введенных внутривенно (IV) с 2% красителем Evans Blue (EB). Краситель EB помогает визуализировать васкуляризованные структуры в красном флуоресцентном канале. Мы показываем репрезентативные результаты исследования, оценивающего 100 нм нейтральных липосом, состоящих из фосфолипида POPC (т.е. 1-пальмитоил-2-олеоил-глицеро-3-фосфохолина) и легированных флуоресцеин-меченым фосфолипидом Fl-DHPE (т.е. N-(флуоресцеин-5-тиокарбамоил)-1,2-дигекса-деканоилсн-глицеро-3-фосфоэтаноламин) в соотношении 95% POPC: 5% Fl-DHPE (Рисунок 1B ). CLM способен захватывать зеленые флуоресцеин-меченые липосомы с осевым разрешением 15 мкм и боковым разрешением 3,30 мкм путем очерчивания границ глазной ткани, окрашенной EB.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в SingHealth (Сингапур). Самки мышей C57BL/6 J (6-8 недель; 18-20 г) были получены из InVivos, Сингапур, и размещены в варии с контролируемой температурой и светом Медицинской школы Duke-NUS, Сингапур. Животные лечились в соответствии с руководящими принципами Ассоциации исследований в области зрения и офтальмологии (ARVO) для использования животных в офтальмологических и зрительных исследованиях.

ПРИМЕЧАНИЕ: Блок-схема, выделяющая основные процедуры, показана на рисунке 2.

1. Приготовление контрастных веществ: Evans Blue (EB) и липосом

  1. Для 2% раствора красителя EB растворить 1 г EB в 50 мл стерильного физиологического раствора. Фильтруйте раствор с помощью фильтров 0,22 мкм в стерильные трубки объемом 1,5 мл и храните их при комнатной температуре для последующего использования.
  2. Для зелено-флуоресцентных липосом добавьте POPC/Fl-DHPE (95:5), хлороформ/метанол (2:1) в колбу с круглым дном объемом 100 мл. Используйте роторный испаритель при 150 об/мин при 40 °C в течение 1 ч, при этом вакуум поддерживается при 0 мбар1 для создания тонкой липидной пленки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При сравнении влияния липосомальных свойств (например, размер, заряд, насыщение липидов, длина липидной цепи) на распределение, поддерживайте фиксированный процент Fl-DHPE или других флуоресцентных липидов, чтобы подтвердить, что наблюдаемые результаты обусловлены эффектом тестируемых свойств, а не переменной нагрузкой крупных гидрофобных красителей.
  3. Увлажняют липидную пленку фосфатно-буферным физиологическим раствором (для достижения 26,3 мМ флуоресцентных липосом) при 40 °C с образованием многоламеллярных везикул (MLV). Загрузите MLV в стеклянный шприц для ручной экструзии (30 раз с использованием поликарбонатного фильтра размером пор 0,08 мкм) для достижения желаемого размера 100 нм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Температура для гидратации должна быть выше, чем температура перехода липидов.
  4. Фильтруйте липосомы, пропуская их через 0,22 мкм стерильный шприцевой фильтр. Подтвердите гидродинамический диаметр (DH) липосом с помощью динамической системы рассеяния света.

2. Введение ЭБ и липосом живым мышам

  1. Вводят мышам EB IV (внутривенно) через хвостовую вену (2,5 мг/кг) за 2 ч до субконъюнктивальной инъекции.
  2. Для субконъюнктивальной инъекции, во-первых, успокойте мышь, используя 5% изофлурана путем ингаляции в индукционной камере для достижения адекватной плоскости анестезии. Переведите мышь на носовой конус и поддерживайте седацию на уровне 2%-2,5% изофлурана, находясь на грелке на протяжении всей процедуры.
  3. Обрежьте усы возле глаза для инъекций и закапывайте каплю местного анестетика 0,5% раствора проксиметакаина гидрохлорида непосредственно в глаз.
  4. Загрузите стеклянный шприц объемом 10 мкл (с иглой 32 г) флуоресцентными липосомами (Fl-DHPE: 0,78 мг/ кг) и рассейте все пузырьки воздуха в шприце перед инъекцией.
    ПРИМЕЧАНИЕ: До 20 мкл инъекционного вещества может быть размещено в субконъюнктивальном пространстве мышей18,19.
  5. С помощью пинцета слегка приподнимите конъюнктиву и медленно введите в субконъюнктивальное пространство (рисунок 1А). Медленно вынимайте иглу, чтобы предотвратить обратный поток. Убедитесь, что образовалась видимая блеб, заполненная флуоресцентными липосомами (рисунок 1С).
  6. Вводят каплю антибиотика 1% фузидовой кислоты в глаз после инъекции и контролируют мышь до тех пор, пока она не придет в сознание.

3. Настройка CLM

  1. Включите систему CLM и убедитесь, что разъем и дистальный наконечник сканирующего зонда чисты.
  2. Очистите разъем сканирующего зонда с помощью очистителя оптических разъемов, следуя инструкциям производителя.
    1. Нажмите на рейет (часто цветной) очистителя оптического разъема, чтобы открыть ленту очистки.
    2. Расположите разъем в контакте с лентой очистки и сдвиньте разъем вдоль ленты, сохраняя контакт.
  3. Очистите дистальный наконечник (также известный как сканирующий наконечник) зонда, окунув его в очищающий раствор, а затем раствор для полоскания, предоставленный производителем. Аппликатор хлопкового наконечника также можно использовать для более тщательной очистки, если наконечник очень грязный.
  4. Подключите зонд к системе CLM. Выберите поле зрения (FOV) и расположение файлов сбора на этом этапе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте интенсивность лазера на этом шаге, чтобы убедиться, что обнаружение флуоресценции для Fl-DHPE находится в линейном диапазоне. Интенсивность лазера должна быть постоянной для сравнения между изображениями, сделанными в разные моменты времени.
  5. Дайте системе прогреться в течение 15 минут в соответствии с инструкциями и используйте калибровочный комплект для калибровки системы в соответствии с инструкциями производителя.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В калибровочном комплекте имеется три флакона для каждого лазера, содержащих следующие растворы: очищающий раствор, раствор для полоскания и раствор флуорофора 488/660 нм для внутренней калибровки. Этапы калибровки запрашиваются системой и должны соблюдаться соответствующим образом.
    1. Погрузите наконечник в очищающий флакон с последующим промывочным флаконом (по 5 с в каждом флаконе). Оставьте его в эфире для фоновой записи для обоих каналов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг очень важен, так как он нормализует фоновые значения из разных волокон зонда и обеспечивает однородность изображения.
    2. Погрузите наконечник в очищающий флакон с последующим промывочным флаконом (по 5 с в каждом флаконе). Погружайте наконечник во флакон флуорофор 488 нм на 5 секунд для нормализации значений сигнала от разных волокон в зонде.
    3. Погрузите наконечник в очищающий флакон с последующим промывочным флаконом (по 5 с в каждом флаконе). Погружайте наконечник в промывочный флакон до флуоресцентного сигнала, зафиксированного в разделе 3.5.2. Исчезает. Погружайте наконечник во флакон флуорофор 660 нм для нормализации значений сигнала от разных волокон в зонде.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните все этапы калибровки для достижения правильной калибровки и оптимального качества изображения.
  6. После калибровки зонда убедитесь, что фоновые значения для зондов как можно ниже. Для используемой системы CLM сохраняйте фоновые значения ниже 100. Выполните повторную очистку зонда с помощью хлопкового наконечника и калибровку, если значения превышают 100 / определенное пользовательское значение или если зонд кажется грязным. Это делается для того, чтобы фоновый шум сохранялся примерно на том же значении.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно определить максимальное фоновое значение (например, 100, как указано на шаге 3.6), чтобы убедиться, что условия зонда схожи. Это позволит правильно проводить количественное сравнение между изображениями, сделанными в разные моменты времени. Значение может отличаться в разных системах и условиях зонда.
  7. Включите регулятор температуры животных (ATC). Отрегулируйте ATC до 37 °C. Накройте грелку хирургической драпировкой и закрепите носовой конус на грелке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: ATC с прикрепленной грелкой требуется для обеспечения того, чтобы животное оставалось в тепле в течение всего периода визуализации.
  8. Прижмите подставку рассекающего микроскопа к столешнице, чтобы закрепить ее. Поверните и отрегулируйте окуляр микроскопа, чтобы эргономично просматривать глаз мыши через окуляр, когда пользователь сидит (внесите коррективы после размещения животного).
  9. Успокоить мышь, используя 5% изофлурана в индукционной камере. Перенесите мышь на носовой конус, как только животное не реагирует, и поддерживайте седацию на уровне 2-2,5% изофлурана, находясь на грелке на протяжении всей процедуры.
  10. Обрежьте усы мыши и закапывайте в глаз каплю анестетика 0,5% раствора проксиметакаина гидрохлорида.
  11. Чтобы убедиться, что глаза чистые, опустите несколько капель физиологического раствора, чтобы промыть глазную поверхность.
  12. Отрегулируйте микроскоп так, чтобы глаз мыши находился в прямом фокусе при увеличении 0,67x.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обязательно смажьте глаза физиологическим раствором. Если глаза не смазаны в течение всего сеанса визуализации, они могут стать сухими, в результате чего хрусталик кристаллизуется. В результате во время CLM-визуализации объектив может излучать фоновую красную флуоресценцию.

4. Живая визуализация глаз мыши с помощью CLM и сбора

  1. Включите лазер, поместите зонд на глаз и начните запись захвата, чтобы наблюдать флуоресценцию в глазу в областях, указанных на карте глаза на рисунке 3.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Держите зонд, как ручку, дистальным концом зонда непосредственно на области, подлежащей изображению.
  2. Остановите запись, когда все регионы будут помечены и помечены. Файлы получения будут сохранены автоматически в расположении файлов, выбранном на шаге 3.4.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Файл будет сохранен в виде видеофайла, который может быть экспортирован в отдельные изображения. Пометьте флаг в соответствии с картой глаз, чтобы точно знать местоположение зонда в точном кадре, в котором была сделана запись.

5. Анализ изображений

  1. Используя то же программное обеспечение для сбора CLM, экспортируйте файлы сбора изображений для дальнейшего анализа. Нажмите на файл | Экспортируйте и выберите формат для экспорта. Файлы формата Mkt позволят корректировать таблицу поиска (LUT) и дальнейшую экспорт в форматы файлов изображений с помощью программного обеспечения CLM Viewer.
  2. Для точного сравнения интенсивности флуоресценции используйте один и тот же LUT, настроенный для каждого канала при экспорте всех файлов изображений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выберите минимальный и максимальный порог LUT по отношению к пороговым значениям контрольной мыши (без введения липосом), чтобы свести к минимуму показания фоновой флуоресценции.
  3. Откройте изображение в соответствующем программном обеспечении для обработки изображений / бесплатной программе (например, ImageJ). Нарисуйте интересующую область (ROI).
    ПРИМЕЧАНИЕ: ROI здесь относится к региону, представляющему интерес в программе обработки. В большинстве случаев ROI будет представлять собой все отсканированное изображение. Однако в случае визуализации лимбуса зонд не может просто получить изображение лимбуса отдельно. Таким образом, ROI должен быть использован для «количественной оценки» флуоресценции в области лимбуса, как показано на рисунке 4. Чтобы обеспечить согласованность окупаемости инвестиций, используйте одинаковую рентабельность инвестиций для всех изображений.
  4. Измерьте и запишите значения ROI для зеленой флуоресценции. Введите значения в электронную таблицу. Сведите в таблицу значения средней интенсивности и интенсивности флуоресценции (a.u.) ROI.

6. Оценка гистологии

  1. Усыплите мышь, используя метод, одобренный местным IACUC.
  2. Энуклеат глаза и фиксация глаза в 1 мл 4% формальдегида или 10% раствора формалина на ночь.
  3. Обрежьте лишние жиры и вставьте глаз в соединение оптимальной температуры резки (OCT) и храните его замороженным в морозильной камере при температуре -80 °C в течение по крайней мере одного дня.
  4. Разрезанные участки толщиной 5 мкм в криостате с температурой резания, поддерживаемой при 20 °C. Перенесите секцию на предметное стекло микроскопа с поли-L-лизином.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гистология может служить дополнительной проверкой распределения DDS. Тем не менее, это требует дополнительной оптимизации, технических знаний и жертвоприношения животных, которые исследование стремится уменьшить с помощью CLM.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Протокол демонстрирует полезность CLM для оценки пространственно-временного глазного распределения зеленых флуоресцентных липосом, вводимых через субконъюнктивальную инъекцию. Чтобы использовать двухцветную способность (длины волн возбуждения 488 нм и 660 нм) системы CLM, 100 нм нейтральные липосомы POPC, которые должны были быть введены, легировали 5% Fl-DHPE (данные состава и характеристик показаны на рисунке 1B), а EB вводили IV для выявления ориентиров в глазу. Наличие тонкого слоя эписк...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Как показано из результатов, CLM предоставляет простой и осуществимый метод для изображения глазного распределения липосом в глазу. Ранее мы продемонстрировали использование CLM для характеристики локализации различных липосомальных составов в глазу мыши с течением времени1. Для неинвазивных применений CLM позволяет в режиме реального времени визуализировать переднюю поверхность глаза для понимания того, как липосомы распределяются в глазу у одного и того же животного. Это делает CLM пригодным для...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование финансировалось грантом NTU-Северо-Западного института наномедицины (NNIN), присужденным (SV), и частично грантом Сингапурского национального исследовательского фонда AG / CIV / GC70-C / NRF / 2013/2 и грантом Сингапура по здравоохранению и биомедицинским наукам (HBMS) Industry Alignment Fund Pre-Positioning (IAF-PP) H18/01/a0/018, администрируемым Агентством по науке, технологиям и исследованиям (A*STAR) (для AMC). Спасибо членам Лаборатории трансляционной и молекулярной визуализации Duke-NUS (LTMI) за содействие логистике и проведению исследований и обучению на оборудовании. Особая благодарность г-же Висне Новере за ее редакционную помощь.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,08 & микро; м поликарбонатный фильтрВатман, США110604
0,22 &; m шприцевой фильтрFisherbrand, Ирландия09-720-3
0,5% Проксиметакаина гидрохлорид стерильный офтальмологический растворAlcon, Сингапур
10 &микро; L Стеклянный шприцHamilton, США65460-06
1-пальмитоил-2-олеоил-sn-глицеро-3-фосфохолин (POPC)Avanti, США850457
игла 32 г (Hamilton, 0,5" PT4)Гамильтон, США7803-04
Контроллер температуры животных с нагревательной пластиной (15 см x 20 см)WPI, СШАATC 2000 & 61800
Cellvizio Dual Band, зонд S1500 и Quantikit (калибровочный комплект на шаге 3.5)Mauna Kea Technologies, ФранцияДиаметр наконечника: 1,5 мм, поле зрения: 600 &; м х 500 & микро; m, осевое разрешение: 15 и микро; m, боковое разрешение: 3,3 & микро; m
ХлороформSigma Aldrich, США472476
Пинцет Dumont #5, DumostarWPI, США50023311 см, прямой, 0,1 мм x 0,06 мм Наконечники
Evans BlueSigma Aldrich, СШАглазные капли E2129
Фузидиевая кислотаLEO Pharma, Дания
ImageJНациональные институты здравоохранения, СШАhttps://imagej.nih.gov/ij/
Изофлуранпирамал, США
Malvern Zetasizer Nano ZSMalvern Panalytical, британский
метанолSigma Aldrich, США179337
мини-экструдерAvanti, США610020
N-(флуоресцеин-5-тиокарбамоил)-1,2-дигексадеканоилsn-глицеро-3-фосфоэтаноламин (соль триэтиламмония) (ФЛ-ДГПЭ)Invitrogen, СШАF362
фосфатно-солевой буферныйGibco, США10010023
Стереомикроскопическая система с настольной зажимной стойкойOlympus, Токио, ЯпонияSZ51 & СЗ2-СТУ3

Ссылки

  1. Chaw, S. Y., Novera, W., Chacko, A. -M., Wong, T. T. L., Venkatraman, S. In vivo fate of liposomes after subconjunctival ocular delivery. Journal of Controlled Release. 329, 162-174 (2021).
  2. Kuo, J. C. -H., et al. Detection of colorectal dysplasia using fluorescently labelled lectins. Scientific Reports. 6 (1), 24231(2016).
  3. Wu, Y. -F., et al. A custom multiphoton microscopy platform for live imaging of mouse cornea and conjunctiva. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e60944(2020).
  4. Zhivov, A., Stachs, O., Kraak, R., Stave, J., Guthoff, R. F. In vivo confocal microscopy of the ocular surface. The Ocular Surface. 4 (2), 81-93 (2006).
  5. Bassyouni, F., ElHalwany, N., Ab del Rehim, M., Neyfeh, M. Advances and new technologies applied in controlled drug delivery system. Research on Chemical Intermediates. 41 (4), 2165-2200 (2015).
  6. Sercombe, L., et al. Advances and challenges of liposome assisted drug delivery. Frontiers in Pharmacology. 6, (2015).
  7. Koning, G. A., Storm, G. Targeted drug delivery systems for the intracellular delivery of macromolecular drugs. Drug Discovery Today. 8 (11), 482-483 (2003).
  8. Metselaar, J. M., Storm, G. Liposomes in the treatment of inflammatory disorders. Expert Opinion on Drug Delivery. 2 (3), 465-476 (2005).
  9. Ding, B. S., Dziubla, T., Shuvaev, V. V., Muro, S., Muzykantov, V. R. Advanced drug delivery systems that target the vascular endothelium. Molecular Interventions. 6 (2), 98-112 (2006).
  10. Hua, S., Wu, S. Y. The use of lipid-based nanocarriers for targeted pain therapies. Frontiers in Pharmacology. 4, 143(2013).
  11. Sharma, A., Sharma, U. S. Liposomes in drug delivery: Progress and limitations. International Journal of Pharmaceutics. 154 (2), 123-140 (1997).
  12. Abrishami, M. M., et al. Preparation, characterization, and in vivo evaluation of nanoliposomes-encapsulated Bevacizumab (Avastin) for intravitreal administration. Retina. 29 (5), 699-703 (2009).
  13. Pleyer, U., et al. Ocular absorption of cyclosporine A from liposomes incorporated into collagen shields. Current Eye Research. 13 (3), 177-181 (1994).
  14. Shen, Y., Tu, J. Preparation and ocular pharmacokinetics of ganciclovir liposomes. The AAPS Journal. 9 (3), 371-377 (2007).
  15. Weijtens, O., et al. High concentration of dexamethasone in aqueous and vitreous after subconjunctival injection. American Journal of Ophthalmology. 128 (2), 192-197 (1999).
  16. Voss, K., et al. Development of a novel injectable drug delivery system for subconjunctival glaucoma treatment. Journal of Controlled Release. 214, 1-11 (2015).
  17. Giarmoukakis, A., et al. Biodegradable nanoparticles for controlled subconjunctival delivery of latanoprost acid: In vitro and in vivo evaluation. Preliminary results. Experimental Eye Research. 112, 29-36 (2013).
  18. Shah, N. V., et al. Intravitreal and subconjunctival melphalan for retinoblastoma in transgenic mice. Journal of Ophthalmology. 2014, 829879(2014).
  19. Dastjerdi, M. H., Sadrai, Z., Saban, D. R., Zhang, Q., Dana, R. Corneal Penetration of Topical and Subconjunctival Bevacizumab. Investigative ophthalmology & visual science. 52 (12), 8718-8723 (2011).
  20. Ezra-Elia, R., et al. Can an in vivo imaging system be used to determine localization and biodistribution of AAV5-mediated gene expression following subretinal and intravitreal delivery in mice. Experimental Eye Research. 176, 227-234 (2018).
  21. Movila, A., et al. Intravital endoscopic technology for real-time monitoring of inflammation caused in experimental periodontitis. Journal of Immunological Methods. 457, 26-29 (2018).
  22. Vanherp, L., et al. Bronchoscopic fibered confocal fluorescence microscopy for longitudinal in vivo assessment of pulmonary fungal infections in free-breathing mice. Scientific Reports. 8 (1), 3009(2018).
  23. Chagnon, F., et al. In vivo intravital endoscopic confocal fluorescence microscopy of normal and acutely injured rat lungs. Laboratory Investigation. 90 (6), 824-834 (2010).
  24. Yun, J. Y., et al. The effect of near-infrared fluorescence conjugation on the anti-cancer potential of cetuximab. Laboratory Animal Research. 34 (1), 30-36 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи