Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Масштабируемая модель для изучения последствий травмы тупой силой у взрослых рыбок данио

3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62709

⸱

31 мая 2021 г.

 ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Notre Dame, 2Center for Zebrafish Research, University of Notre Dame, 3Center for Stem Cells and Regenerative Medicine, University of Notre Dame

В этой статье

Краткое содержание

Мы модифицировали модель снижения веса Мармару для взрослых рыбок данио, чтобы изучить широту патологий после черепно-мозговой травмы тупой силы (ЧМТ) и механизмы, лежащие в основе последующей регенерации нейронов. Эта модель ЧМТ с тупой силой является масштабируемой, индуцирует легкую, умеренную или тяжелую ЧМТ и повторяет гетерогенность травмы, наблюдаемую при ЧМТ человека.

Аннотация

Черепно-мозговые травмы тупой силы (ЧМТ) являются наиболее распространенной формой травмы головы, которая охватывает диапазон тяжестей и приводит к сложным и гетерогенным вторичным эффектам. Хотя нет механизма для замены или регенерации потерянных нейронов после ЧМТ у людей, рыбки данио обладают способностью регенерировать нейроны по всему телу, включая мозг. Чтобы изучить широту патологий, проявляющихся у рыбок данио после тупой ЧМТ, и изучить механизмы, лежащие в основе последующего регенеративного ответа нейронов, мы модифицировали обычно используемое падение веса грызунов Мармару для использования у взрослых рыбок данио. Наша простая модель тупой ЧМТ является масштабируемой, вызывая легкую, умеренную или тяжелую ЧМТ, и повторяет многие фенотипы, наблюдаемые после ЧМТ человека, такие как контактные и посттравматические судороги, отеки, субдуральные и внутримозговые гематомы и когнитивные нарушения, каждый из которых проявляется в зависимости от тяжести травмы. Последствия ЧМТ, которые начинают появляться в течение нескольких минут после травмы, стихают и возвращаются к почти неповрежденным контрольным уровням в течение 7 дней после травмы. Регенеративный процесс начинается уже через 48 часов после травмы (hpi), с пиком пролиферации клеток, наблюдаемым при 60 hpi. Таким образом, наша модель тупой ЧМТ рыбок данио производит характерные патологии ЧМТ первичного и вторичного повреждения, аналогичные ЧМТ человека, что позволяет исследовать начало и прогрессирование заболевания, а также механизмы регенерации нейронов, которые являются уникальными для рыбок данио.

Введение

Черепно-мозговые травмы (ЧМТ) являются глобальным кризисом в области здравоохранения и основной причиной смерти и инвалидности. В Соединенных Штатах примерно 2,9 миллиона человек испытывают ЧМТ каждый год, а в период с 2006 по 2014 год смертность из-за ЧМТ или последствий ЧМТ увеличилась более чем на 50%1. Тем не менее, ЧМТ различаются по своей этиологии, патологии и клинической картине в значительной степени из-за механизма травмы (MOI), который также влияет на стратегии лечения и прогнозируемый прогноз2. Хотя ЧМТ могут быть результатом различных MOI, они преимущественно являются результатом либо проникающей, либо тупой травмы. Проникающие травмы составляют небольшой процент ЧМТ и порождают тяжелую и очаговую травму, которая локализуется в ближайших и окружающих пронзенных областях мозга3. Напротив, ЧМТ тупой силы чаще встречаются в общей популяции, охватывают диапазон тяжестей (легкая, умеренная и тяжелая) и вызывают диффузную, гетерогенную и глобальную травму, затрагивающую несколько областей мозга1,4,5.

Рыбки данио (Danio rerio) были использованы для изучения широкого спектра неврологических повреждений, охватывающих центральную нервную систему (ЦНС)6,7,8,9. Рыбки данио также обладают, в отличие от млекопитающих, врожденной и надежной регенеративной реакцией для восстановления повреждений ЦНС10. Современные модели травм рыбок данио используют различные методы травм, включая проникновение, иссечение, химическое оскорбление или волны давления11,12,13,14,15,16. Тем не менее, каждый из этих методов использует MOI, который редко испытывается человеческой популяцией, не масштабируется в диапазоне тяжести травм и не учитывает гетерогенность или тяжесть зависимых от осложнений ЧМТ, о которых сообщалось после тупой ЧМТ. Эти факторы ограничивают использование модели рыбок данио для понимания основных механизмов патологий, связанных с наиболее распространенной формой ЧМТ в человеческой популяции (легкие тупые травмы).

Мы стремились разработать быструю и масштабируемую модель тупой ЧМТ данио, которая предоставляет возможности для исследования патологии травмы, прогрессирования осложнений ЧМТ и врожденной регенеративной реакции. Мы модифицировали обычно используемое падение веса грызунов Marmarou17 и применили его к взрослым рыбкам данио. Эта модель дает воспроизводимый диапазон тяжестей, варьирующихся от легкой, умеренной до тяжелой. Эта модель также повторяет несколько аспектов патологии ЧМТ человека в зависимости от тяжести, включая судороги, отеки, субдуральные и внутримозговые гематомы, гибель нейронных клеток и когнитивные дефициты, такие как ухудшение обучения и памяти. Через несколько дней после травмы патологии и дефициты рассеиваются, возвращаясь к уровням, напоминающим неповрежденные контрольные группы. Кроме того, эта модель рыбок данио демонстрирует надежную реакцию пролиферации и регенерации нейронов по всей нейрооси в отношении тяжести травмы.

Здесь мы предоставляем подробную информацию о настройке и индукции травмы тупой силы, оценке посттравматических судорог, оценке сосудистых повреждений, инструкциях по подготовке участков мозга, подходах к количественной оценке отека и понимании пролиферативной реакции после травмы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Рыбки данио выращивались и содержались на объекте Нотр-Дам Даниофиш в Центре наук о жизни Фраймана. Методы, описанные в этой рукописи, были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Университета Нотр-Дам.

1. Парадигма черепно-мозговой травмы

  1. Добавьте 1 мл 2-феноксиэтанола к 1 л системной воды (60 мг Instant Ocean в 1 л деионизированной воды RO).
  2. Подготовьте аэрированный резервуар для восстановления, содержащий 2 л системной воды комнатной температуры.
  3. Выберите желаемый вес шарикоподшипника и желаемую длину и диаметр стальных/пластиковых труб и определите энергию и силу удара.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Трубки должны иметь внутренний диаметр, который позволяет шарикоподшипнику проходить без изменения его траектории или скорости движения.
    1. Определите кинетическую энергию при ударе:
      figure-protocol-1
      Где, KE = кинетическая энергия, m = масса (в кг), g = гравитационная сила, h = высота (в м) от точки падения рыбы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это обеспечивает кинетическую энергию в J. Умножьте значение на 1000, чтобы определить мДж. KE основан на ускоряющемся объекте, который возникает при падении шарикоподшипника из неподвижного положения.
    2. Создайте мягкую ЧМТ (miTBI), используя стальную / пластиковую трубку длиной 7,62 см, которая заканчивается на 1,5 см выше пластины на черепе рыбки данио (общее расстояние 9,1 см) и шарикоподшипник весом 1,5 г (диаметр 6,4 мм). Они производят кинетическую энергию 1,33 мДж. Это повреждение было эмпирически решено быть эквивалентным миТМТ на основе ключевых патофизиологических маркеров ЧМТ, таких как сосудистое повреждение, образование субдуральной / внутримозговой гематомы, гибель нейрональных клеток и когнитивные нарушения, которые в значительной степени повторяли то, что было зарегистрировано в человеческой популяции в зависимости от тяжести.
    3. Рассчитать кинетическую энергию miTBI = figure-protocol-2
    4. Генерируйте умеренную ЧМТ (moTBI), используя стальную / пластиковую трубку длиной 12,7 см, которая заканчивается на 1,5 см выше пластины на черепе рыбки данио (общее расстояние 14,2 см) и шарикоподшипник весом 1,5 г (диаметр 6,4 мм), который производит кинетическую энергию 2,08 мДж.
    5. Рассчитать кинетическую энергию moTBI = figure-protocol-3
    6. Генерируйте тяжелую ЧМТ (sTBI), используя стальную / пластиковую трубку длиной 7,62 см, которая заканчивается на 1,5 см выше пластины на черепе рыбки данио (общее расстояние 9,1 см) и шарикоподшипник весом 3,3 г (диаметр 8,38 мм), который производит кинетическую энергию 2,94 мДж.
    7. Рассчитать кинетическую энергию sTBI = figure-protocol-4
  4. Наполните чашку Петри моделирующей глиной (рисунок 1, шаг 1) и используйте тупой инструмент (т.е. заднюю часть пары щипцов) для создания приподнятой платформы (5 см х 1,5 см) с дополнительной моделирующей глиной (рисунок 1, шаг 2).
    1. Используйте лезвие бритвы, чтобы разделить поднятую платформу вдоль на две примерно равные половины (рисунок 1, шаг 3, красная пунктирная линия). Сформируйте две половинки в канал, который вмещает длину взрослой рыбы (рисунок 1, шаг 4). Используйте дополнительную глину для строительства стен, которые закрепят ~ 2/3 тела рыбы, оставляя голову открытой.
    2. Заформуйте небольшую опору в открытой области головы перпендикулярно стенкам, чтобы поддержать голову, чтобы избежать вращения или отдачи головы при травме (рисунок 1, шаг 4).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Канал должен быть достаточно глубоким, чтобы поддерживать рыбу в спинном положении, но все же должен позволять голове лежать над окружающей глиной. Кроме того, опора головы должна следовать естественному искривлению рыбы, поддерживая нижнюю челюсть и жабры.
    3. Убедитесь, что сброшенный вес не затруднен боковыми сторонами канала (рисунок 1, шаг 4).
  5. Создайте стальной диск диаметром 3 мм, используя мини-дырокол и мигание стали весом 22 г. Каждый диск может быть использован несколько раз.
  6. Обезболить одну рыбу, поместив ее в стакан с 50-100 мл 1:1000 (1 мл / 1 л, 0,1%) 2-феноксиэтанола, пока он не перестанет реагировать на защемление хвоста.
  7. Поместите рыбу, спинную сторону вверх, на глиняную форму в пределах канала так, чтобы тело было закреплено по бокам, и поместите стальной диск размером 3 мм 22 г на голову, центрированный над желаемой точкой удара (рисунок 1, шаг 5).
    1. Убедитесь, что рыба выровнена как можно более перпендикулярно, чтобы ее голова не наклонялась в одну сторону, что может привести к неравномерному удару.
  8. Закрепите стальную/пластиковую трубку, используя стандартную кольцевую подставку и зажим для рук, чтобы дно трубки находилось на 1,5 см выше головы рыбки данио (рисунок 1, шаг 6). Убедитесь, что трубка прямая.
    1. Посмотрите вниз на трубку и убедитесь, что трубка выровнена над стальной пластиной.
  9. Опустите шарикоподшипник (1,5 г для легкой и умеренной ЧМТ и 3,3 г для тяжелой ЧМТ) с заданной высоты (описанной в шагах 1.3.3-1.3.5) вниз по трубке на стальную пластину, расположенную над желаемой нейроанатомической областью интереса (например, мозжечок, рисунок 1, этап 5), чтобы получить ЧМТ тупой силы для желаемой тяжести травмы. Поместите раненую рыбу в резервуар для восстановления, за которым нужно следить.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от тяжести травмы может возникнуть смертность или тонико-клонические судороги. Если рыба не реагирует в течение длительного периода времени после ЧМТ, используйте переносную пипетку или щипцы для введения защемления хвоста и оценки реакции на боль.

2. Оценка судорог после ЧМТ у взрослых рыбок данио

  1. Обезболить и ранить рыбу в соответствии с протоколом травм, изложенным в разделе 1, и поместить поврежденную рыбу в аэрированный резервуар для восстановления 2 л системной воды.
  2. Наблюдайте за рыбой на предмет любых признаков посттравматических припадков, начинающихся сразу после помещения в реабилитационный резервуар. Установите время наблюдения (т.е. 1 ч) и запишите всю судорожную активность, включая оценку судорог (описанную ниже), продолжительность каждого приступа и процент рыб, которые испытали судороги (рисунок 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Судороги могут возникнуть сразу после травмы, а также через несколько часов или дней после ЧМТ. Судороги могут сохраняться в течение длительного времени, и у одной рыбы может быть несколько приступов. Установка времени наблюдения в 1 ч или более даст хорошее представление об общей тенденции частоты изъятий.
  3. Оцените рыбу, используя рекомендации Mussulini18 для фенотипов захвата взрослых рыбок данио.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Без использования программного обеспечения для отслеживания трудно объективно оценить оценки судорог ниже 3. Поэтому при проведении оценки без программного обеспечения следует регистрировать только оценку изъятий 3 или более.

3. Рассечение мозга

  1. Усыпляют рыб в 1:500 (2 мл/1 л, 0,2%) растворе 2-феноксиэтанола, пока не прекратятся движения жабр, и они не будут реагировать на защемление плавников в нужной конечной точке.
  2. Наполните чашку Петри моделирующей глиной и создайте небольшую полость для поддержки тела во время рассечения.
  3. Поместите рыбу спинной стороной вверх в глиняную форму. Поместите один рассеченный штифт через среднюю линию на полпути вниз по телу рыбы и второй штифт ~ 5 мм за основанием головы.
  4. Под рассекающим световым микроскопом тупо отрежьте зрительный нерв парой щипцов Дюмона No5 и удалите глаза (рисунок 2А).
  5. Ориентируйте рыбу так, чтобы ростральный конец был самым дальним при взгляде через микроскоп (рисунок 2В).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие шаги предназначены для правшей. Левши могут предпочесть выполнить следующие шаги в зеркальной ориентации.
  6. Используйте щипцы No 5, чтобы медленно поместить один конец щипцов под правую теменную пластину, сделав преднамеренное ножничное действие, двигаясь к ростральному концу, и удалите правые теменные и лобные пластины (рисунок 2C).
    1. Держите щипцы под углом 45° или ниже, чтобы избежать проникновения в мозг во время рассечения.
  7. Поверните рыбу на 90° по часовой стрелке. Поместите один конец щипцов No 5 под левую теменную пластину и используйте то же движение ножницами, чтобы удалить левую теменную и фронтальную пластины, обнажая весь дорсальный аспект мозга (рисунок 2D, E).
  8. Тупо перечеркните верхнюю челюсть с помощью #5 щипцов. Сохраните обонятельные луковицы и не повредите их, если это интересующий регион.
  9. Удалите правую оперкул, преоперкул, интероперкул и субоперкулу с помощью #5 щипцов (рисунок 2F).
  10. Тупо резецируют мускулатуру на каудальном конце отверстия кальвария с помощью щипцов No5, обнажая спинной мозг.
  11. Тупо трансецировать спинной мозг щипцами No5. Осторожно поместите щипцы под мозг и аккуратно удалите мозг из кальвария.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Никогда не щипайте мозг. Используйте щипцы, чтобы «колыбель» головного мозга или резецировать каудально и использовать открытый спинной мозг в качестве точки защемления для маневрирования мозгом.
  12. Зафиксируйте удаленный мозг в 9 частях 100% этанола до 1 части 37% формальдегида на ночь при 4°C на коромысле.

4. Исследования отеков в мозге рыбок данио

  1. Обезболивайте и повреждайте рыб в соответствии с протоколом травм, изложенным в разделе 1, и позволяйте рыбам восстанавливаться в резервуаре для восстановления, пока они не начнут свободно плавать.
  2. Поместите рыбу обратно в нормальные условия содержания после травмы на 1 день.
  3. Усыпить рыбу в 1:500 2-феноксиэтанол, по прошествии времени.
  4. Рассекните весь мозг или интересующую область в соответствии с протоколом, изложенным в разделе 3, и поместите мозг немедленно на небольшую весовую лодку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Соблюдайте осторожность при переносе мозга, используя тонкие щипцы, чтобы аккуратно поместить его на весовую лодку без колющих или соскобленных мозгов, что может привести к потере ткани.
  5. Этикетка (с группой травмы и номером мозга) и тара дополнительной небольшой сушильной весовой лодки на весах. Используйте шкалу с возможностью измерения минимум 0,001 г, чтобы получить точное измерение.
  6. Перенесите мозг на смоляную сушильную весовую лодку и запишите влажный вес мозга. Сориентируйте мозг так, чтобы они лежали ровно на весовой лодке спинной стороной вверх.
  7. Поместите сушильную весовую лодку и мозг в гибридизационную печь, установленную на 60 °C в течение 8 ч.
  8. После высыхания мозг может прилипнуть к сушильной весовой лодке и может быть трудно удалить и перенести на новую смолистую небольшую весовую лодку. Избегайте защемления мозга щипцами, так как это может привести к повреждению сухого мозга и потере ткани. Вместо этого сжимайте тонкие щипцы вместе и, начиная с вентральной стороны мозга, зачерпывайте движение вверх.
  9. Определите содержание воды в каждом мозге с помощью формулы (рисунок 4):
    figure-protocol-5

5. Маркировка клеточной пролиферации по нейрооси и подготовка фиксированной ткани.

  1. Готовят 10 мМ 5-этинил-2'-дезоксиуридина (ЭдУ) в 2 мл ddH2O.
  2. Обезболивать от 3 до 4 рыб за один раз в 50-100 мл 1:1000 (1 мл / 1 л, 0,1%) 2-феноксиэтанола до тех пор, пока рыба не перестанет реагировать на защемление хвоста, в желаемый момент времени после травмы (используя протокол, изложенный в разделе 1).
  3. Сделайте частичный разрез на влажной губке и поместите по одной рыбке за раз в отверстие, вентральной стороной вверх.
  4. Используйте иглу 30 г для введения ~ 40 мкл 10 мМ EdU в тело рыбы. Верните рыбу в резервуар для хранения, заполненный системной водой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Повторные инъекции могут быть выполнены в разные моменты времени для маркировки большего количества пролиферирующих клеток и могут потребоваться, если требуется период погони более 1 недели.
  5. Соберите мозги, как описано в разделе 3, и поместите их как группу в стеклянный флакон объемом 5 мл, содержащий 2 мл из 9 частей 100% этанола до 1 части 37% формальдегида. Зафиксируйте мозг при 4 °C на платформе коромысла.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Коромыслочка или шейкерная платформа запрещает мозгу отдыхать внизу, а теленцефалону целого мозга скручиваться.
  6. Регидратируйте мозги в том же стеклянном флаконе, который использовался для фиксации мозга, в промывках нисходящей серии этанола, 75%, 50% и 25%, в течение 15 минут каждый, с последующей промывкой 1,5 ч в 5% сахарозы / PBS на коромысле при комнатной температуре. Храните мозги в стеклянном флаконе на ночь в 30% сахарозы/PBS при 4°C на коромысле.
  7. Удалите мозг из 30% сахарозы/PBS и перенесите их щипцами в 12-луночную пластину (по одной группе обработки на лунку) с лунками, заполненными раствором 2:1, состоящим из 2 частей среды замораживания тканей и 1 части 30% сахарозы/PBS. Инкубируйте мозги в течение ночи при 4 °C на коромысле.
  8. Перенесите мозги в следующий ряд скважин в пределах 12-луночной пластины погружающих мозгов в 100% TFM в течение 2-24 ч при 4 °C.
  9. Используйте криостатный патрон, чтобы встроить мозг в TFM в нужной ориентации на сухом льду.
  10. Выполните криосечение (секции толщиной 16 мкм) и соберите секции на положительно заряженных слайдах. Сушите горки на горке грелкой в течение 1 ч, а затем хранят при -80 °C или продолжают иммуногистохимию.
  11. Подготовьте гидрофобный барьер на горке вокруг участков тканей и дайте высохнуть на горке грелкой в течение 20 минут.
  12. Кратковременно мойте слайды в PBS в течение 5 мин, а затем дважды в PBS-Tween 20 (0,05%) в течение 10 мин каждый.
  13. Выполните обнаружение EdU с помощью набора для пролиферации клеток EdU и инструкций производителя.
  14. Проанализируйте слайды и количественно оцените флуоресцентные клетки, меченые EdU, используя либо эпифлуоресцентный микроскоп, либо конфокальный микроскоп. Для четкого различения отдельных ячеек потребуется как минимум 40-кратный объектив.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Подготовка установки для индукции травм позволяет быстро и упрощенно доставить масштабируемую ЧМТ тупой силы взрослой рыбке данио. Градуированная тяжесть модели травмы обеспечивает несколько легко идентифицируемых показателей успешной травмы, хотя повреждение сосудов является одной из самых простых и наиболее заметных патологий (рисунок 3). Штамм рыбы, используемой во время травмы, может облегчить или затруднить идентификацию этого показателя. При использовании рыбы AB дикого типа <...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Исследования нейротравм и связанных с ними последствий уже давно сосредоточены на традиционных нерегенеративных моделях грызунов20. Только недавно исследования применили различные формы повреждения ЦНС к регенеративным моделям9,11,13,14,21. Несмотря на проницательность, эти модели ограничены либо использованием метода травмы, редко встр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить членов лаборатории Хайда за их вдумчивые дискуссии, техников Центра наук о жизни Фрайманна по уходу за рыбками данио и разведению рыбок данио и Университет Нотр-Дам Оптическая микроскопия Core / NDIIF за использование инструментов и их услуг. Эта работа была поддержана Центром исследований рыбок данио в Университете Нотр-Дам, Центром стволовых клеток и регенеративной медицины в Университете Нотр-Дам, а также грантами Национального института глаз NIH R01-EY018417 (DRH), Программы стипендий выпускников Национального научного фонда (JTH), LTC Neil Hyland Fellowship of Notre Dame (JTH), Стипендия Стражей Свободы (JTH) и Стипендия Пэта Тиллмана (JTH).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2-феноксиэтанолSigma Alderich77699
#00 картечьRemingtonRMS237703,3 г масса для sTBI
#3 картечьRemingtonRMS237761,5 г для miTBI/moTBI
#5 ПинцыDumont WPI14098
5-этинил-2'-дезоксиуридинLife TechnologiesA10044EdU
Стеклянный флакон 5 млVWR66011-063
Click-iT EdU Набор для пролиферации клетокLife TechnologiesC10340
CytoOne 12-луночный планшетСША ScientificCC7682-7512
Instant OceanInstant OceanSS15-10
Super frost положительно заряженные слайдыVWR48311-703
Super PAP Pen Блокатор жидкостиTed Pella22309
Среда для замораживания тканейVWR15148-031

Ссылки

  1. Centers for Disease Control and Prevention. Surveillance Report of Traumatic Brain Injury-related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths-United States, 2014. Centers for Disease Control and Prevention, U.S. Department of Health and Human Services. , (2019).
  2. Galgano, M., et al. Traumatic brain injury: current treatment strategies and future endeavors. Cell transplantation. 26 (7), 1118-1130 (2017).
  3. Santiago, L. A., Oh, B. C., Dash, P. K., Holcomb, J. B., Wade, C. E. A clinical comparison of penetrating and blunt traumatic brain injuries. Brain injury. 26 (2), 107-125 (2012).
  4. Korley, F. K., Kelen, G. D., Jones, C. M., Diaz-Arrastia, R. Emergency department evaluation of traumatic brain injury in the United States, 2009-2010. The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31 (6), 379-387 (2016).
  5. Faul, M., Xu, L., Wald, M., Coronado, V. Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths. , (2010).
  6. Campbell, L. J., et al. Notch3 and DeltaB maintain Müller glia quiescence and act as negative regulators of regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Glia. 69 (3), 546-566 (2021).
  7. Green, L. A., Nebiolo, J. C., Smith, C. J. Microglia exit the CNS in spinal root avulsion. PLoS Biology. 17 (2), 3000159(2019).
  8. Hentig, J., Byrd-Jacobs, C. Exposure to zinc sulfate results in differential effects on olfactory sensory neuron subtypes in the adult zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1445(2016).
  9. Ito, Y., Tanaka, H., Okamoto, H., Oshima, T. Characterization of neural stem cells and their progeny in the adult zebrafish optic tectum. Developmental Biology. 342 (1), 26-38 (2010).
  10. Becker, C., Becker, T. Adult zebrafish as a model for successful central nervous system regeneration. Restorative Neurology and Neuroscience. 26 (2-3), 71-80 (2008).
  11. Alyenbawwi, H., et al. Seizures are a druggable mechanistic link between TBI and subsequent tauopathy. eLife. 10, 58744(2021).
  12. Kaslin, J., Kroehne, V., Ganz, J., Hans, S., Brand, M. Distinct roles of neuroepithelia-like and radial glia-like progenitor cells in cerebellar regeneration. Development. 144 (8), 1462-1471 (2017).
  13. McCutcheon, V., et al. A novel model of traumatic brain injury in adult zebrafish demonstrates response to injury and treatment comparable with mammalian models. Journal of Neurotrauma. 34 (7), 1382-1393 (2017).
  14. Skaggs, K., Goldman, D., Parent, J. Excitotoxic brain injury in adult zebrafish stimulates neurogenesis and long-distance neuronal integration. Glia. 62 (12), 2061-2079 (2014).
  15. Kishimoto, N., Shimizu, K., Sawamoto, K. Neuronal regeneration in a zebrafish model of adult brain injury. Disease Models & Mechanisms. 5 (2), 200-209 (2012).
  16. Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors. Development. 138 (22), 4831-4841 (2011).
  17. Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).
  18. Mussulini, B. H., et al. Seizures induced by pentylenetetrazole in the adult zebrafish: a detailed behavioral characterization. PloS One. 8 (1), 54515(2013).
  19. Kalueff, A., et al. Towards a comprehensive catalog of zebrafish behavior 1.0 and beyond. Zebrafish. 10 (1), 70-86 (2013).
  20. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injuries. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  21. Amamoto, R., et al. Adult axolotls can regenerate original neuronal diversity in response to brain injury. eLife. 5, 13998(2016).
  22. Yamamoto, S., Levin, H., Prough, D. Mild, moderate and severe: terminology implications for clinical and experimental traumatic brain injury. Current Opinion in Neurology. 31 (6), 672-680 (2008).
  23. Lund, S., et al. Moderate traumatic brain injury, acute phase course and deviations in physiological variables: an observational study. Scandinavian Journal of Trauma Resuscitation and Emergency Medicine. 24, 77(2016).
  24. Levin, H., Arrastia, R. Diagnosis, prognosis, and clinical management of mild traumatic brain injury. The Lancet Neurology. 14 (5), 506-517 (2015).
  25. Ruff, R. M., et al. Recommendations for diagnosing a mild traumatic brain injury: a National Academy of Neuropsychology education paper. Archives of Clinical Neuropsychology: The Official Journal of the National Academy of Neuropsychologists. 24 (1), 3-10 (2009).
  26. Ganz, J., Brand, M. Adult neurogenesis in fish. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 8 (7), 019018(2016).
  27. Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration and cell fate. Developmental Biology. 295, 263-277 (2006).
  28. Lahne, M., Nagashima, M., Hyde, D. R., Hitchcock, P. F. Reprogramming Muller glia to regenerate retinal neurons. Annual Review of Visual Science. 6, 171-193 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Черепно-мозговая травмамодель ЧМТ на zebrafishрегенерация нейроновмодель падения грузапролиферация клетоксосудистое повреждениемечение EdUдиссекция головного мозга
Масштабируемая модель для изучения последствий травмы тупой силой у взрослых рыбок данио
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.