Методическая статья

Два метода пилинга для выделения компартментов фоторецепторных клеток в сетчатке мыши для анализа белка

DOI:

10.3791/62977

⸱

7 декабря 2021 г.

 ,  , 
1Zilkha Neurogenetic Institute, Keck School of Medicine, University of Southern California, 2Department of Cell & Neurobiology, Keck School of Medicine, University of Southern California

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом протоколе представлены два метода выделения субклеточных компартментов фоторецепторов мышечных стержней для анализа белка. Первый способ использует живую сетчатку и целлюлозную фильтровальную бумагу для разделения наружных сегментов стержня, в то время как второй использует лиофилизированные сетчатки и клейкую ленту для удаления слоев внутреннего и наружного сегментов стержня.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Палочковые фоторецепторы представляют собой высокополяризованные сенсорные нейроны с отчетливыми отсеками. Мышиные стержни длинные (~80 мкм) и тонкие (~2 мкм) и сбоку упакованы в самый внешний слой сетчатки, слой фоторецепторов, что приводит к выравниванию аналогичных субклеточных компартментов. Традиционно тангенциальное сечение замороженной плоской сетчатки использовалось для изучения движения и локализации белков в разных стержневых отсеках. Однако высокая кривизна стержневой доминантной сетчатки мыши затрудняет тангенциальное сечение. Мотивированные изучением транспорта белка между компартментами, мы разработали два метода пилинга, которые надежно изолируют стержневой внешний сегмент (АФК) и другие субклеточные компартменты для вестерн-блотов. Наши относительно быстрые и простые методы обеспечивают обогащенные и субклеточные специфические фракции для количественного измерения распределения и перераспределения важных белков фоторецепторов в нормальных палочках. Кроме того, эти методы изоляции также могут быть легко адаптированы для выделения и количественного исследования белкового состава других клеточных слоев как в здоровых, так и в дегенеративных сетчатках.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Палочковые фоторецепторные клетки, плотно упакованные в самый внешний слой нервной сетчатки, являются неотъемлемой частью зрения тусклого света. Чтобы функционировать как верные счетчики фотонов, палочки используют сигнальный путь на основе G-белка, называемый фототрансдукцией, для генерации быстрых, усиленных и воспроизводимых реакций на захват одного фотона. Эта реакция на свет в конечном итоге вызывает изменение тока на плазматической мембране и впоследствии сигнализируется остальной части зрительной системы1. Как следует из названия, каждая палочковая клетка имеет отличную палочковидную форму и демонстрирует высокополяризованную клеточную морфологию, состоящую из внешнего сегмента (OS), внутреннего сегмента (IS), тела клетки (CB) и синаптической терминали (ST). Каждый субклеточный компартмент имеет специфический белковый механизм (связанный с мембраной и растворимый), биомолекулярные особенности и белковые комплексы, которые играют решающую роль, такие как визуальная фототрансдукция, общее ведение хозяйства и синтез белка, а также синаптическая передача2,3.

Более 30 лет назад впервые наблюдалось светозависимое реципрокное движение субклеточных белков, в частности трансдуцина (от ОС) и арестина (к ОС), 4,5,6,7. Вначале это наблюдаемое явление было воспринято скептически, отчасти из-за уязвимости иммуногистохимии к эпитопной маскировке8. В начале 2000-х годов транслокация белка, зависящая от стимула, была подтверждена с помощью строгой и трудной техники физического сечения9. Последовательное тангенциальное сечение замороженной плоской сетчатки грызунов с последующим иммуноблоттингом показало, что трансдуцин9,10, арестин11,12 и восстановление13 подвергаются субклеточному перераспределению в ответ на свет. Считается, что световая транслокация этих ключевых сигнальных белков не только регулирует чувствительность каскада фототрансдукции9,14,15, но также может быть нейропротекторной против повреждения светом16,17,18. Поскольку легкий транспорт белка в палочках, по-видимому, очень важен для биологии и физиологии стержневых клеток, методы, которые позволяют выделять различные субклеточные компартменты для определения распределения белка, являются ценными инструментами исследования.

В настоящее время существует несколько методов, направленных на изоляцию стержневых субклеточных компартментов. Однако эти методы могут быть длительными и трудными для воспроизведения или требуют значительного количества изолята сетчатки. Например, препараты внешнего сегмента стержня (АФК) посредством центрифугирования градиента плотности19 обычно используются для отделения АФК от гомогената сетчатки. Этот метод широко используется для вестерн-блоттинга, но процедура очень трудоемкая и требует минимум 8-12 мышиных сетчаток20. С другой стороны, последовательное тангенциальное сечение замороженных мышей и сетчатки крыс было успешно реализовано в изоляции OS, IS, CB и ST9,11,13. Однако этот метод является технически сложным из-за необходимости полного сглаживания маленькой и сильно изогнутой мышиной сетчатки для выравнивания слоев сетчатки перед тангенциальным сечением. Поскольку существует множество мышиных моделей и трансгенных мышей, повторяющих заболевания зрительной системы, создание техники, которая надежно, быстро и легко разделяет отдельные стержневые отсеки, имеет перспективы в выявлении физиологических процессов, которые происходят в каждом специализированном отсеке, и механизмов, лежащих в основе зрительных процессов в здоровье и болезни.

Чтобы облегчить эти исследования, мы описываем два метода пилинга, которые изолируют стержневые субклеточные компартменты легче, чем современные протоколы. Первый метод пилинга, адаптированный из метода воздействия флуоресцентно меченых биполярных клеток для записи зажима пластыря21, использует целлюлозную фильтровальную бумагу для последовательного удаления АФК из живой, изолированной мышиной сетчатки (рисунок 1). Второй метод, адаптированный из процедуры, которая изолирует три первичных слоя клеток сетчатки от сетчатки chick22 и frog23, использует клейкую ленту для удаления внутреннего сегмента АФК и палочки (РИС) из лиофилизированной сетчатки (рисунок 2). Обе процедуры могут быть выполнены за 1 час и значительно удобны для пользователя. Мы обеспечиваем проверку эффективности этих двух протоколов разделения для вестерн-блоттинга путем использования адаптированной к темноте и подверженной воздействию света сетчатки от мышей C57BL / 6J для демонстрации светоиндуцированной транслокации стержневого трансдуцина (GNAT1) и арестина (ARR1). Кроме того, используя метод ленточного пилинга, мы предоставляем дополнительные доказательства того, что наша методика может быть использована для изучения и устранения несоответствий между данными локализации белка, полученными иммуноцитохимией (ICC), и западными пятнами. В частности, наша методика показала, что: 1) изоформа протеинкиназы С-альфа (PKCα) присутствует не только в биполярных клетках, но и в мышиных АФК и РИС, хотя и в низких концентрациях24,25, и 2) родопсинкиназа (GRK1) присутствует преимущественно в изолированном образце ОС. Эти данные демонстрируют эффективность наших двух методов пилинга для разделения и количественной оценки конкретных стержневых и сетчаточных белков.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты проводились в соответствии с местными институциональными руководящими принципами комитета по уходу за животными из Университета Южной Калифорнии (USC).

1. Метод пилинга сетчатки живыми клетками

  1. Приготовление буферов Эймса, пилинг бумаги и тарелки для вскрытия
    1. Используя ножницы с тупым наконечником радужной оболочки (или эквивалентные ножницы), разрежьте целлюлозную фильтровальную бумагу (марка 413) на прямоугольники размером примерно 5 мм х 2,5 мм. Храните черенки для будущего использования.
    2. Приготовьте 1 л буфера HEPES Эймса, соединив одну бутылку среды Эймса, 2,38 г HEPES и 0,877 г NaCl. Растворите реагенты в стерильной стеклянной бутылке с дистиллированной сверхчистой водой и отрегулируйте осмолярность и рН до 280 мОсм и 7,4 соответственно. Фильтровать для стерилизации (размер пор 0,2 мкм), запечатывать крышку парафиновой пленкой и хранить при 4 °C.
    3. Приготовьте 1 л бикарбонатного буфера Эймса, соединив одну бутылку среды Эймса и 1,9 г NaHCO3. Растворите реагенты в стерильной стеклянной бутылке с дистиллированной сверхчистой водой и отрегулируйте осмолярность и рН до 280 мОсм и 7,4 соответственно. Фильтровать для стерилизации (размер пор 0,2 мкм), запечатывать крышку парафиновой пленкой и хранить при 4 °C.
      ПРИМЕЧАНИЕ: HePES Эймса и бикарбонатные буферы Эймса могут быть приготовлены заранее и храниться в течение 1 недели при 4 °C.
    4. На дне чашки Петри размером 35 х 10 мм создайте решетчатый или шахматный узор скальпелем (лезвие No 11, 40 мм).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Текстурированное дно чашки Петри удерживает изолированный, свободно плавающий глаз на месте во время рассечения сетчатки.
  2. Рассечение сетчатки
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для этой процедуры буфер следует подносить и хранить при комнатной температуре (RT). Обновляйте бикарбонатный буфер Эймса каждые 15 минут свежим карбогенированным бикарбонатным буфером Эймса во время рассечения. Это поддерживает необходимый физиологический рН.
    1. Примерно за 15-20 мин до рассечения насыщают кислородом буфер HEPES Эймса в лабораторной или медиа-бутылке объемом 100 мл, оснащенной адаптером колпачка трубки, и пузырьковый буфер бикарбоната Эймса с 95% O2 и 5% CO2 в инкубационной камере ткани и в лабораторном или медиа-баллоне объемом 100 мл, оснащенном адаптером колпачка трубки.
    2. Усыплите равное количество обоих полов мышей C57BL/6J (2-3 месяца) либо путем вдыхания изофлурана, либо углекислого газа (CO2) с последующим вывихом шейки матки. Энуклеируйте глаза изогнутыми ножницами и поместите глаза в текстурированную чашку Петри размером 35 х 10 мм, наполненную пузырьковым бикарбонатным буфером Эймса.
    3. Создайте глазную чашку (рисунок 1А), проткнув отверстие в соединении роговицы и лимбуса иглой 18 G. Разрезать по периметру этого соединения с помощью микродиссекции ножницами радужной оболочки для удаления роговицы каждого глаза. Отделите хрусталик и стекловидное тело от каждого глаза с помощью пинцета и выбросьте.
    4. Изолируйте сетчатку от глазной чашки, тщательно отшелушивая пигментированный эпителий сетчатки (RPE)-склера-сосудистой оболочки от нервной сетчатки. Откажитесь от комплекса RPE-склера-сосудистой оболочки. Убедитесь, что сетчатка не повреждена во время рассечения, обрабатывая только края.
    5. Перенесите изолированную сетчатку с помощью широкой передаточной пипетки в крышку тарелки размером 60 x 15 мм, заполненную пузырьковым бикарбонатным буфером Эймса.
    6. Ориентируйте полусферообразную сетчатку вверх (фоторецепторы обращены вниз к нижней части тарелки) и разделяйте каждую сетчатку пополам (через зрительный нерв) с помощью ножниц радужной оболочки или скальпеля (лезвие No 10, 40 мм). Обрежьте изогнутые края каждой половины сетчатки, чтобы получить два прямоугольника (рисунок 1A).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Минимизация кривизны каждой половинчатой сетчатки позволяет сетчатке лучше сплющиваться на последующих этапах пилинга и производит точный отслаивание слоя наружного сегмента палочки (АФК).
    7. Храните половинчатую сетчатку в тканевой инкубационной камере, которая непрерывно пузырится с 95% O2 и 5% CO2.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Изолированную сетчатку можно держать в карбогенированном бикарбонатном буфере Эймса в течение ~24 ч.
  3. Сбор наружного сегмента стержня (ROS) методом очистки фильтровальной бумаги
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обновляйте насыщенный кислородом буфер HEPES Эймса каждые 15-20 минут во время процесса пилинга для поддержания необходимого физиологического рН.
    1. Переместите один прямоугольник сетчатки из камеры ткани с помощью переносной пипетки с широким отверстием и листа фильтровальной бумаги размером 5 мм x 2,5 мм в чашку Петри размером 35 x 10 мм, заполненную буфером HEPES Эймса, наполненным 100% O2.
    2. Ориентируйте разделенную сетчатку вверх и убедитесь, что фоторецепторы обращены вниз к нижней части чашки. Слегка обхватите пинцетом по бокам половинчатую сетчатку и переместите ее поверх фильтровальной бумаги. Как только сетчатка будет центрирована на фильтровальной бумаге, переместите фильтровальную бумагу вверх, чтобы половинчатая сетчатка коснулась фильтровальной бумаги, чтобы создать адгезию ROS к фильтрующей бумаге (рисунок 1B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что слой фоторецептора вступает в непосредственный контакт с фильтровальной бумагой.
    3. Осторожно поднимите фильтровальную бумагу с прикрепленной сетчаткой из буфера HEPES Эймса. Положите нижнюю сторону фильтровальной бумаги (сторону без сетчатки) на бумажное полотенце и смажьте 2-3 раза для высыхания (рисунок 1B).
    4. Добавьте каплю HEPES Эймса на боковую сторону фильтровальной бумаги с сетчаткой. Снова положите фильтровальную бумагу на бумажное полотенце, чтобы высохнуть, как только что описано. Повторите этот процесс еще два раза.
    5. Поместите фильтровальную бумагу с сетчаткой обратно в чашку Петри. С помощью пинцета осторожно отодвиньте все края половинчатой сетчатки вверх и прочь от фильтровальной бумаги со всех сторон.
    6. Деликатно отклейте сетчатку от фильтровальной бумаги. Прикасайтесь только к крайнему периметру сетчатки во время процесса шелушения, чтобы сохранить структурную целостность сетчатки.
    7. Поднимите фильтровальную бумагу с чашки Петри и удалите лишнюю жидкость на бумажном полотенце. Убедитесь, что сторона, которая соприкасалась с сетчаткой, не контактирует с бумажным полотенцем.
    8. Поместите фильтровальную бумагу с частичным слоем ROS в маркированную трубку на льду (рисунок 1B). Держите очищенную сетчатку погруженной в буфер HEPES Эймса.
    9. Повторите процесс пилинга для этой половинки сетчатки примерно 7-8 раз, чтобы удалить весь слой ROS. После каждого пилинга поместите фильтровальную бумагу в ту же трубку, которая будет содержать изолированный АФК из одной половинки сетчатки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Позаботьтесь о том, чтобы не порвать половинку сетчатки при отслаивании ее от фильтровальной бумаги, так как сетчатка становится тоньше во время этого процесса.
    10. Поместите трубку, содержащую все отслаивания фильтровальной бумаги изолированного АФК, на лед для немедленного использования или заморозьте непосредственно на сухом льду и храните при -80 °C.
    11. Используйте пинцет для переноса остатков очищенной сетчатки (без АФК) в соответствующим образом маркированную трубку. Поместите трубку на лед для немедленного использования или заморозьте сухим льдом и храните при -80 °C.
    12. Повторите процесс пилинга для каждой половинки сетчатки и точно обозначьте каждую трубку.

2. Метод лиофилизированного пилинга сетчатки

  1. Буферы, пилинговая среда, приготовление блюд для рассечения и установка лиофилизатора
    1. В бутылке для хранения объемом 1 л приготовьте раствор Рингера, добавив 500 мл дистиллированной сверхчистой воды. Растворяют реагенты до конечной концентрации 130 мМ NaCl, 3,6 мМ KCl, 2,4 мМ MgCl2, 1,2 мМ CaCl2, 10 мМ HEPES и 0,02 мМ ЭДТА. Отрегулируйте pH до 7,4 с NaOH, добавьте сверхчистую воду, чтобы довести конечный объем до 1 л, и отрегулируйте осмолярность до 313 мОсм.
    2. Перед применением отфильтруйте раствор Рингера стерильным фильтром (размер пор 0,2 мкм), закройте крышку парафиновой пленкой и храните при 4 °C.
    3. Используя ножницы с тупым наконечником радужной оболочки (или эквивалентные ножницы), разрежьте целлюлозную фильтровальную бумагу на прямоугольники размером примерно 5 мм х 2,5 мм. Используйте карандаш, чтобы написать на одной стороне фильтровальной бумаги, чтобы создать уникальную этикетку.
    4. Создайте рисунок решетки или шахматной доски в нижней части чашки Петри размером 35 х 10 мм с помощью скальпеля (лезвие No 11, 40 мм).
    5. Включите лиофилизатор в соответствии со спецификациями производителя.
    6. Приобретайте жидкий азот в колбе Дьюара или аналогичной изоляционной вакуумной колбе.
  2. Рассечение сетчатки
    1. Завершите рассечение сетчатки, как описано в разделе 1 протокола (рисунок 1А). Используйте холодный раствор Рингера вместо буфера Эймса.
    2. После вскрытия храните половинчатую прямоугольную сетчатку в чашке Петри размером 35 х 10 мм, заполненной холодным раствором Рингера, и поместите на лед.
  3. Пробоподготовка сетчатки к лиофилизации
    1. Поместите лист фильтровальной бумаги размером 5 x 2,5 мм и переложите половинчатую сетчатку в текстурированную чашку Петри размером 35 x 10 мм, заполненную холодным буфером Рингера. Используйте переносную пипетку с широким отверстием, чтобы перемещать каждую сетчатку между чашками.
    2. Используйте пинцет, чтобы осторожно перевернуть сетчатку, чтобы она была ориентирована вогнутой вверх (фоторецепторы направлены вверх) и переместите ее так, чтобы она опиралась поверх фильтровальной бумаги (рисунок 2A).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что фоторецепторы не контактируют с фильтровальной бумагой (слой ганглиозных клеток сетчатки должен находиться в непосредственном контакте с фильтровальной бумагой), и уникальная метка видна. Чтобы легко и быстро идентифицировать изолят сетчатки, рекомендуется, чтобы уникальная этикетка располагалась на нижней стороне фильтровальной бумаги.
    3. Поднимите фильтровальную бумагу по краям вверх, чтобы разрезанный пополам кусок сетчатки коснулся фильтровальной бумаги, и продолжайте поднимать фильтровальную бумагу из раствора Рингера.
    4. Поместите нижнюю сторону фильтровальной бумаги (сторону без сетчатки на ней) на бумажное полотенце и осторожно смажьте 2-3 раза, чтобы удалить лишнюю жидкость (рисунок 2А).
    5. Возьмите фильтровальную бумагу пинцетом и добавьте каплю холодного Ringer's на бок фильтровальной бумаги с сетчаткой. Снова поместите фильтровальную бумагу на бумажное полотенце, чтобы удалить лишнюю жидкость. Повторите процесс еще два раза.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти чередующиеся этапы смачивания и сушки гарантируют, что ткань прочно прикреплена к фильтровальной бумаге.
    6. Храните каждый приклеенный образец сетчатки/фильтровальной бумаги в чашке Петри, наполненной холодными образцами Рингера, пока они не будут готовы заморозить все образцы. Повторите этот процесс для всех половинок сетчатки.
    7. Получите чистую и сухую чашку Петри размером 35 x 10 мм (только снизу) и кусок алюминиевой фольги, разрезанный на квадрат размером 3,5 x 3,5 дюйма.
    8. Поднимите каждый образец из буфера холодного рингера пинцетом. Убедитесь, что пинцет контактирует только с краями фильтровальной бумаги, избегая половинки сетчатки.
    9. Поместите нижнюю сторону каждой фильтровальной бумаги (сторону без сетчатки на ней) на бумажное полотенце и удалите лишнюю жидкость.
    10. Добавьте каплю холодного 1x PBS (137 мМ NaCl, 2,7 мМ KCl, 10 мМ Na2HPO4, 2 мМ KH2PO4, pH 7,4) на сторону фильтровальной бумаги, где прилипает сетчатка. Нанесите фильтровальную бумагу на бумажное полотенце, чтобы удалить лишнюю жидкость.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что влага из фильтровальной бумаги достаточно удалена перед замерзанием.
    11. Поместите все кусочки фильтровальной бумаги в чашку Петри размером 35 x 10 мм. Используйте папиросную бумагу без ворса, чтобы удалить лишнюю жидкость, окружающую фильтровальную бумагу.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не переполняйте чашку Петри образцами. Если используется более четырех мышиных глаз, рассмотрите возможность использования большей чашки Петри или нескольких меньших чашек Петри для хранения образцов сетчатки / фильтровальной бумаги.
    12. Плотно оберните всю посуду алюминиевой фольгой. Убедитесь, что края алюминиевой фольги закреплены и плавно вдавлены в дно чашки Петри. Проколите горсть отверстий диаметром 0,1-0,2 мм в крышке из алюминиевой фольги (рисунок 2А).
    13. Используя металлические щипцы, постепенно опустите покрытую алюминиевой фольгой чашку Петри в жидкий азот. Храните образцы в жидком азоте (<10 мин) до готовности к лиофилизации.
  4. Лиофилизация
    1. Поместите покрытую алюминиевой фольгой чашку Петри в флягу для сублимационной сушки и прикрепите ее к лиофилизирующей машине в соответствии с протоколом производителя. Лиофилизируют сетчатку в течение 30 мин.
    2. Отсоедините колбу от лиофилизатора и выключите машину по словам производителя.
    3. Снимите алюминиевую фольгу и либо работайте с сублимированными образцами в тот же день, либо храните их в правильно маркированных микроцентрифужных трубках объемом 1 мл. Поместите эти трубки в контейнер (например, коническую трубку объемом 50 мл), заполненный безводным осушителем, и храните образцы при -80 °C.
  5. Сбор стержня наружного и внутреннего сегмента методом отслаивания клейкой лентой.
    1. Нарежьте полоски прозрачной клейкой ленты (1-2 см) и храните полоски на краю дозатора ленты / лабораторного стенда / и т. Д. Для быстрого использования.
    2. Переместите один образец сетчатки на крышку пластиковой чашки Петри размером 60 х 15 мм для очистки. Убедитесь, что вы захватываете только самые внешние края фильтровальной бумаги и не прикасайтесь к сетчатке.
    3. С помощью тупого наконечника ирисовых ножниц (или эквивалентного ножничного типа) отрежьте небольшой прямоугольный кусочек ленты до приблизительного размера ткани (1,5 х 2,5 мм).
    4. Аккуратно положите небольшой кусочек ленты поверх лиофилизированной сетчатки (рисунок 2B) и приложите небольшое давление пинцетом, чтобы убедиться, что он связывается со слоем фоторецепторов (верхний слой оранжевого / розового оттенка).
    5. Медленно отклейте ленту. Как внешний сегмент стержня (ROS), так и внутренний сегмент стержня (RIS) будут прикреплены к ленте (рисунок 2B).
    6. Убедитесь, что на разрушенной поверхности есть тонкая белая пленка. Это RIS.To отделить РИС, поместить еще один кусок ленты и протолкнуть ленту вниз на трещиноватую поверхность (рисунок 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для удаления всего тонкого белого слоя может потребоваться более одного куска ленты.
    7. Поместите кусок ленты только с оранжевым/розовым слоем в микроцентрифужную трубку с маркировкой +ROS.
    8. Поместите ленту или кусочки ленты тонким белым слоем в микроцентрифужную трубку с маркировкой +RIS.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Разделение лиофилизированной сетчатки лентой требует практики. Количество давления, приложенного к ленте, будет влиять на то, как лиофилизированный образец будет дробиться. Если слишком сильно надавить на ленту над образцом, вся лиофилизированная сетчатка отслоится от фильтровальной бумаги и прилипнет к ленте. Если к ленте добавить слишком мало давления, оранжевый/розовый верхний слой (+ROS) не будет прилипать к ленте.
    9. Соберите оставшуюся ткань сетчатки (без слоев ROS и RIS, -OIS), расположенную на фильтровальной бумаге, сняв толстый белый слой с фильтровальной бумаги с помощью ленты. Поместите изолят в трубку с маркировкой -OIS.
    10. Повторите эти шаги для каждого половинчатого образца сетчатки.
    11. Храните изолированные слои из лиофилизированной сетчатки либо при комнатной температуре, если выполняете количественную оценку белка, гель-электрофорез и белковые иммуноблоки в тот же день, либо храните в контейнере (например, конической трубке объемом 50 мл), заполненном безводным осушителем при -80 °C для последующего использования.

3. Вестерн блотт пробоподготовка для изоляции пилинга

  1. Подготовка буфера лизиса RIPA
    1. В бутылку для хранения 100 мл добавляют реагенты для получения конечной концентрации 50 мМ Tris-HCl pH 7,4, 150 мМ NaCl, 1% Тритона X-100, 1% дезоксихолата натрия, 0,1% SDS и 1 мМ ЭДТА. Добавьте 100 мл деионизированной сверхчистой воды и тщательно перемешайте.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Буфер лизиса RIPA можно хранить при 2-8 °C в течение 2-3 недель. Для более длительного хранения аликвотируйте и храните в морозильной камере -20 °C.
    2. В день эксперимента добавьте коктейль ингибитора протеазы (0,1 M PMSF, 1:1000 апротинина и 1:1000 leupeptin) в буфер лизиса RIPA и держите на льду.
  2. Подготовка фильтровальной бумаги для очистки лизата для вестерн-блоттинга
    1. Убедитесь, что трубки, содержащие кожуру фильтровальной бумаги и остатки очищенной сетчатки, выдержаны на льду (для эксперимента в тот же день) или извлечены из морозильной камеры при температуре -80 °C и помещены на лед.
    2. Удалите лишнюю жидкость со дна микроцентрифужных трубок, содержащих кожуру фильтровальной бумаги. Быстро вращайте в мини-центрифуге в течение 2-4 с и выбрасывайте оставшуюся жидкость.
    3. Пипетка 45-55 мкл холодного буфера RIPA в пробирки, содержащие изолят фильтровальной бумаги.
    4. Гомогенизируйте каждый образец чистым автоклавным смесителем для пестиков в течение 1 мин. Убедитесь, что фильтровальная бумага остается в контакте с смесителем для пестиков. Держите фильтровальную бумагу сбоку каждой трубки, а не внизу.
    5. Пинцетом переместите фильтровальную бумагу в сторону каждой трубки и вращайте в мини-центрифуге в течение 2-4 с. Это удалит буфер RIPA из фильтровальной бумаги.
    6. Удалите высохшую фильтровальную бумагу и при необходимости повторите для всей фильтровальной бумаги в каждой трубке.
    7. Перенесите гомогенат на новую трубку и метьте его соответствующим образом.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это самый трудоемкий шаг, и если он не будет выполнен должным образом, большая часть образца в конечном итоге будет поглощена фильтровальной бумагой.
    8. Пипетка 60-80 мкл холодного буфера RIPA в отдельные трубки с остатками очищенной сетчатки.
    9. Гомогенизируйте каждый образец чистым автоклавным смесителем для пестиков в течение 1 мин.
  3. Ленточный пилинг Лизат препарат для вестерн-блоттинга
    1. Поместите на лед лиофилизированные образцы RT или пробы с температурой -80 °C.
    2. Пипетка 50-70 мкл холодного буфера RIPA в каждую трубку, содержащую ленточные пипетки +ROS и +RIS.
    3. Пипетка 60-80 мкл буфера холодного лизиса в трубки -OIS, содержащие оставшуюся лиофилизированную сетчатку, с удалением АФК и РИС.
    4. Гомогенизируйте каждый образец чистым смесителем для пестиков в течение 1 мин. Убедитесь, что лента в отдельных трубках остается в контакте с смесителем пестиков и буфером лизиса.
    5. Стерилизованным пинцетом переместите ленту в сторону трубок и вращайте мини-центрифугой в течение 2-4 с. Это удалит жидкость из ленты. Снимите высохшую ленту с трубок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе вы можете объединить два полуизолята сетчатки из одной и той же сетчатки для метода «пилинг фильтровальной бумаги» или «пилинг ленты», чтобы убедиться, что у вас достаточно объема для выполнения анализа бицинхониновой кислоты (BCA).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Настоящие стратегии были разработаны для обеспечения относительно быстрых и простых методов выделения и анализа белков среди специфических стержневых субклеточных компартментов для анализа вестерн-блоттинга. Мы применили два метода последовательного пилинга (рисунок 1 и рисунок 2) с последующим иммуноблоттингом, чтобы продемонстрировать, что эти методы могут быть надежно использованы для обнаружения известного распределения стержневого трансдуцина (GNAT1) и арес...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Многие заболевания сетчатки поражают палочковые фоторецепторные клетки, приводя к гибели палочки и, в конечном счете, полной потере зрения37. Значительная часть генетического и механистического происхождения дегенерации сетчатки человека была успешно воспроизведена в многочисленных моделях мышей на протяжении многих лет. В этом контексте способность легко и избирательно отделять отдельные палочковые субклеточные компартменты от сетчатки маленьких мышей значительно улучшила бы наше понимание локали...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана грантами NIH EY12155, EY027193 и EY027387 для JC. Мы благодарны доктору Спиридону Михалакису (Калтех, Пасадена, США) и Натали Чен (USC, Лос-Анджелес, США) за корректуру рукописи. Мы также хотели бы поблагодарить д-ра Сета Раффинса (USC, Лос-Анджелес, США) и д-ра Яноша Пети-Петерди (USC, Лос-Анджелес, США) за предоставление необходимого оборудования для сбора предоставленных автором отснятого материала. Материал из: Kasey Rose et al, Разделение компартментов фоторецепторных клеток в сетчатке мыши для анализа белка, Молекулярная нейродегенерация, опубликовано [2017], [Springer Nature].

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Лабораторная или медиа-бутылка объемом 100 мл, оборудованная адаптером для крышки трубкиН/Д
100% O2 бакN/AN/A
1000mL Бутылочный фильтр, фильтрующий материал PES, 0,22 мкм; mGenesee Scientific25-235
4X SDS Буфер для пробMillipore Sigma70607-3
50 мл Falcon TubeFisher Scientific14-432-22
95% O2 и 5% CO2 бакН/Д
AMES' Среда с L-глутамином, без бикарбонатаSigma-AldrichA1420
CaCl2 (99%, дигидрат)SigmaC-3881
Drierite (безводный сульфат кальция, >98% CaSO4, >2% CoCl2)WA Hammond Drierite Co LTD21005
Falcon Easy-Grip Чашка Петри (полистирол, 35 x 10 мм)Falcon-Corning08-757-100A
Чашка для культуры тканей Falcon (60 x 15 мм)Falcon-Corning08-772F
Скальпель из перьев (No 10, 40 мм)VWR100499-578
Скальпель из перьев (No 11, 40 мм)VWT100499-580
KCl (99%)SigmaP-4504
Пестик для гранул Kimble KontesSigmaz359971
Быстрозамороженные колбы LabconcoN/A
LN2 + Фляга Дьюара или аналогичная вакуумная колбаN/AN/A
MgCl2SigmaM-9272
Milli-Q/деионизированная водаEMD MilliporeN/A
2HPO4 (порошок)J.T. Baker4062-01
NaCl (кристалл)EMD MilliporeSx0420-3
NaHCO3Amresco0865
OmniPur EDTAEMD4005
OmniPur HEPES, свободная кислотаEMD5320
Parafilm MSigma-AldrichP7793
Reynolds Wrap Алюминиевая фольгаReynolds BrandsN/A
Scotch Magic Tape (12,7 мм x 32,9 м)Scotch-3MN/A
Дезоксихолат натрияSigma-AldrichD67501
Мини-центрифуга SpectrafugeLabnet International, IncC1301
Инкубационная камера для тканей (купленная или изготовленная на заказ)Н/ДН/Д
Tris-HClJ.T.Baker4103-02
Triton X-100Signma-AldrichT8787
VirTis Настольный лиофилизатор 2K или аналогичная машинаSP ScientificN/A
VWR Grade 413 Filer Paper (диаметр 5,5 см, размер пор 5; m)VWR28310-015
Качественная фильтровальная бумага Whatman Grade 1 (диаметр 9 см, размер пор 11; m)Whatman/GE Healthcare1001-090
Широкопроходная передаточная трубка, Global ScientificVWR76285-362
Na

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arshavsky, V. Y., Lamb, T. D., Pugh, E. N. G proteins and phototransduction. Annual Review of Physiology. 64, 153-187 (2002).
  2. Molday, R. S., Moritz, O. L. Photoreceptors at a glance. Journal of Cell Science. 128 (22), 4039-4045 (2015).
  3. Koch, K. W., Dell'Orco, D. Protein and signaling networks in vertebrate photoreceptor cells. Frontiers in Molecular Neuroscience. 8, 67(2015).
  4. Semple-Rowland, S. L., Dawson, W. W. Cyclic light intensity threshold for retinal damage in albino rats raised under 6 lx. Experimental Eye Research. 44 (5), 643-661 (1987).
  5. Brann, M. R., Cohen, L. V. Diurnal expression of transducin mRNA and translocation of transducin in rods of rat retina. Science. 235 (4788), 585-587 (1987).
  6. Philp, N. J., Chang, W., Long, K. Light-stimulated protein movement in rod photoreceptor cells of the rat retina. FEBS Letters. 225 (1-2), 127-132 (1987).
  7. Broekhuyse, R. M., Tolhuizen, E. F., Janssen, A. P., Winkens, H. J. Light induced shift and binding of S-antigen in retinal rods. Current Eye Research. 4 (5), 613-618 (1985).
  8. Roof, D. J., Heth, C. A. Expression of transducin in retinal rod photoreceptor outer segments. Science. 241 (4867), 845-847 (1988).
  9. Sokolov, M., et al. Massive light-driven translocation of transducin between the two major compartments of rod cells: a novel mechanism of light adaptation. Neuron. 34 (1), 95-106 (2002).
  10. Lobanova, E. S., et al. Transducin translocation in rods is triggered by saturation of the GTPase-activating complex. The Journal of Neuroscience. 27 (5), 1151-1160 (2007).
  11. Strissel, K. J., Sokolov, M., Trieu, L. H., Arshavsky, V. Y. Arrestin translocation is induced at a critical threshold of visual signaling and is superstoichiometric to bleached rhodopsin. The Journal of Neuroscience. 26 (4), 1146-1153 (2006).
  12. Nair, K. S., et al. Light-dependent redistribution of arrestin in vertebrate rods is an energy-independent process governed by protein-protein interactions. Neuron. 46 (4), 555-567 (2005).
  13. Strissel, K. J., et al. Recoverin undergoes light-dependent intracellular translocation in rod photoreceptors. The Journal of Biological Chemistry. 280 (32), 29250-29255 (2005).
  14. Calvert, P. D., Strissel, K. J., Schiesser, W. E., Pugh, E. N., Arshavsky, V. Y. Light-driven translocation of signaling proteins in vertebrate photoreceptors. Trends in Cell Biology. 16 (11), 560-568 (2006).
  15. Majumder, A., et al. Transducin translocation contributes to rod survival and enhances synaptic transmission from rods to rod bipolar cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (30), 12468-12473 (2013).
  16. Fain, G. L. Why photoreceptors die (and why they don't). BioEssays. 28 (4), 344-354 (2006).
  17. Chen, J., Simon, M. I., Matthes, M. T., Yasumura, D., LaVail, M. M. Increased susceptibility to light damage in an arrestin knockout mouse model of Oguchi disease (stationary night blindness). Investigative Ophthalmology & Visual Science. 40 (12), 2978-2982 (1999).
  18. Song, X., et al. Arrestin-1 expression level in rods: balancing functional performance and photoreceptor health. Neuroscience. 174, 37-49 (2011).
  19. McConnell, D. G. The isolation of retinal outer segment fragments. The Journal of Cell Biology. 27 (3), 459-473 (1965).
  20. Tsang, S. H., et al. Role for the target enzyme in deactivation of photoreceptor G protein in vivo. Science. 282 (5386), 117-121 (1998).
  21. Walston, S. T., Chow, R. H., Weiland, J. D. Patch clamp recordings of retinal bipolar cells in response to extracellular electrical stimulation in wholemount mouse retina. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 3363-3366 (2015).
  22. Guido, M. E., et al. A simple method to obtain retinal cell preparations highly enriched in specific cell types. Suitability for lipid metabolism studies. Brain Research. Brain Research Protocols. 4 (2), 147-155 (1999).
  23. Hayashi, F., et al. Phosphorylation by cyclin-dependent protein kinase 5 of the regulatory subunit of retinal cGMP phosphodiesterase. II. Its role in the turnoff of phosphodiesterase in vivo. The Journal of Biological Chemistry. 275 (42), 32958-32965 (2000).
  24. Wolbring, G., Cook, N. J. Rapid purification and characterization of protein kinase C from bovine retinal rod outer segments. European Journal of Biochemistry. 201 (3), 601-606 (1991).
  25. Williams, D. S., et al. Characterization of protein kinase C in photoreceptor outer segments. Journal of Neurochemistry. 69 (4), 1693-1702 (1997).
  26. Watson, A. J., Aragay, A. M., Slepak, V. Z., Simon, M. I. A novel form of the G protein beta subunit Gbeta5 is specifically expressed in the vertebrate retina. The Journal of Biological Chemistry. 271 (45), 28154-28160 (1996).
  27. Makino, E. R., Handy, J. W., Li, T., Arshavsky, V. Y. The GTPase activating factor for transducin in rod photoreceptors is the complex between RGS9 and type 5 G protein beta subunit. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (5), 1947-1952 (1999).
  28. Chen, J., Shi, G., Concepcion, F. A., Xie, G., Oprian, D. Stable rhodopsin/arrestin complex leads to retinal degeneration in a transgenic mouse model of autosomal dominant retinitis pigmentosa. The Journal of Neuroscience. 26 (46), 11929-11937 (2006).
  29. Chen, C. K., et al. Abnormal photoresponses and light-induced apoptosis in rods lacking rhodopsin kinase. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (7), 3718-3722 (1999).
  30. Zhang, H., et al. Mistrafficking of prenylated proteins causes retinitis pigmentosa 2. FASEB Journal. 29 (3), 932-942 (2015).
  31. Weiss, E. R., et al. Species-specific differences in expression of G-protein-coupled receptor kinase (GRK) 7 and GRK1 in mammalian cone photoreceptor cells: implications for cone cell phototransduction. The Journal of Neuroscience. 21 (23), 9175-9184 (2001).
  32. Zhao, X., Huang, J., Khani, S. C., Palczewski, K. Molecular forms of human rhodopsin kinase (GRK1). The Journal of Biological Chemistry. 273 (9), 5124-5131 (1998).
  33. Newton, A. C., Williams, D. S. Involvement of protein kinase C in the phosphorylation of rhodopsin. The Journal of Biological Chemistry. 266 (27), 17725-17728 (1991).
  34. Pinzon-Guzman, C., Zhang, S. S., Barnstable, C. J. Specific protein kinase C isoforms are required for rod photoreceptor differentiation. The Journal of Neuroscience. 31 (50), 18606-18617 (2011).
  35. Sokal, I., et al. Identification of protein kinase C isozymes responsible for the phosphorylation of photoreceptor-specific RGS9-1 at Ser475. The Journal of Biological Chemistry. 278 (10), 8316-8325 (2003).
  36. Rose, K., Walston, S. T., Chen, J. Separation of photoreceptor cell compartments in mouse retina for protein analysis. Molecular Neurodegeneration. 12 (1), 28(2017).
  37. Wright, A. F., Chakarova, C. F., Abd El-Aziz, M. M., Bhattacharya, S. S. Photoreceptor degeneration: genetic and mechanistic dissection of a complex trait. Nature Reviews. Genetics. 11 (4), 273-284 (2010).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи