Методическая статья

Выделение и характеристика интактной фикобилисомы в цианобактериях

DOI:

10.3791/63272

⸱

10 ноября 2021 г.

 , 
1Department of Life Science, National Taiwan University, 2Institute of Plant Biology, National Taiwan University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Текущий протокол детализирует выделение фикобилисом из цианобактерий путем центрифугирования через прерывистый градиент плотности сахарозы. Фракции интактных фикобилисом подтверждаются флуоресцентным спектром излучения 77K и анализом SDS-PAGE. Полученные фикобилисомные фракции пригодны для отрицательного окрашивания ТЭМ и масс-спектрометрического анализа.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В цианобактериях фикобилисома является жизненно важным антенным белковым комплексом, который собирает свет и передает энергию фотосистеме I и II для фотохимии. Изучение структуры и состава фикобилисом представляет большой интерес для ученых, поскольку выявляет эволюцию и дивергенцию фотосинтеза у цианобактерий. Этот протокол обеспечивает подробный и оптимизированный метод эффективного разрушения цианобактериальных клеток при низких затратах с помощью бисера. Интактная фикобилисома затем может быть выделена из клеточного экстракта путем ультрацентрифугирования градиента сахарозы. Этот метод продемонстрировал пригодность как для модельных, так и для немодельных цианобактерий с различными типами клеток. Также предусмотрена пошаговая процедура для подтверждения целостности и свойства фикобилипротеинов с помощью флуоресцентной спектроскопии 77K и SDS-PAGE, окрашенных сульфатом цинка и Coomassie Blue. Изолированная фикобилисома также может быть подвергнута дальнейшему структурному и композиционному анализу. В целом, этот протокол обеспечивает полезное начальное руководство, которое позволяет исследователям, незнакомым с цианобактериями, быстро изолировать и охарактеризовать интактную фикобилисому.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Фикобилисома (PBS) представляет собой огромный водорастворимый пигментно-белковый комплекс, который прикрепляется к цитоплазматической стороне фотосистем в тилакоидных мембранах цианобактерий1. PBS в основном состоит из цветных фикобилипротеинов и бесцветных линкерных белков1,2. Фикобилипротеины можно разделить на четыре основные группы: фикоэритрин, фикоэритроцианин, фикоцианин и аллофикоцианин3. Четыре основные группы поглощают различные длины волн световой энергии в диапазоне 490-650 нм, которую хлорофиллы поглощали неэффективно3. PBS может служить в качестве светособирающей антенны для сбора световой энергии и доставки ее в Фотосистему II и I4.

Структура и состав PBS варьируются от вида к виду. В совокупности три формы фикобилисомы (гемидискодиальная, пучкообразная и палочковидная) были идентифицированы у разных видов цианобактерий5. Даже у одних и тех же видов состав PBS изменяется в ответ на окружающую среду, например, качество света и истощение питательных веществ6,7,8,9,10,11. Таким образом, экспериментальная процедура выделения PBS из цианобактерий сыграла важную роль в изучении PBS12. В течение нескольких десятилетий множество различных протоколов изолировали PBS и анализировали его структуру, состав и функции6,7,8,12,13,14,15,16,17. Большое разнообразие методов изоляции PBS действительно обеспечивает гибкость в выделении комплекса у разных видов с различными реагентами и инструментами. Тем не менее, это также затрудняет выбор подходящего протокола для ученых, незнакомых с цианобактериями и PBS. Поэтому в этой работе разработан обобщенный и простой протокол для тех, кто заинтересован в запуске выделения PBS из цианобактерий.

Методы изоляции PBS от предыдущих публикаций кратко изложены здесь. Поскольку PBS является водорастворимым белковым комплексом и легко диссоциируется, для стабилизации PBS во время экстракции требуется фосфатный буфер высокой ионной силы18. В прошлом было опубликовано несколько исследовательских статей, описывающих методы выделения PBS из цианобактерий. Большинство методов требуют высокой концентрации фосфатного буфера8,14,15,18,19. Тем не менее, процедуры механического разрушения клеток различаются, такие как экстракция стеклянных шариков, обработка ультразвуком20 и френч-пресс6,8,14. Различные фикобилипротеины могут быть получены путем осаждения сульфатом аммония20 и очищены ВЭЖХ21 или хроматографической колонкой22. С другой стороны, интактный PBS может быть легко выделен ультрацентрифугированием градиента плотности сахарозы6,8,15.

В этом протоколе в качестве материалов для выделения PBS использовались одна модельная цианобактерия и одна немодельная цианобактерия. Это модель одноклеточная глюкозотоустойчивая Synechocystis sp. PCC 6803 (далее Syn6803) и немодельная нитевидная Leptolyngbya sp. JSC-1 (далее JSC-1), соответственно7,23,24. Протокол начинается с разрушения одноклеточных и нитевидных цианобактерий в фосфатном буфере высокой ионной силы. После лизиса супернатанты собирают центрифугированием, а затем обрабатывают неионным детергентом (Triton X-100) для растворимости водорастворимых белков из тилакоидных мембран. Общие водорастворимые белки наносят на прерывистый градиент плотности сахарозы для фракционирования PBS. Прерывистый градиент сахарозы в этом протоколе состоит из четырех растворов сахарозы и разделяет неповрежденный PBS на самые низкие фракции слоя сахарозы25. Целостность PBS может быть проанализирована с помощью SDS-PAGE, цинкового окрашивания и 77K флуоресцентной спектроскопии6,7,8,26. Этот метод подходит для ученых, которые стремятся выделить неповрежденный PBS из цианобактерий и изучить его спектральные, структурные и композиционные свойства.

Есть несколько преимуществ этого протокола. (1) Этот метод стандартизирован и может быть использован для выделения интактных PBS как из одноклеточных, так и из нитевидных цианобактерий. В большинстве статей описывается метод, применяемый в одном типе цианобактерий4,7,8,12,13,14,16,18. (2) Этот метод выполняется при комнатной температуре, так как PBS диссоциирует при низкой температуре19,27. (3) Этот метод описывает использование бисерного битера для разрушения клеток; поэтому он дешевле и безопаснее, чем французский пресс высокого давления и возможное повреждение слуха от ультразвукового аппарата другими методами8,13,14,20. (4) Этот метод изолирует интактный PBS путем ультрацентрифугирования градиента сахарозы. Таким образом, интактные PBS с различными размерами и частично диссоциированные PBS могут быть разделены в зависимости от концентрации сахарозы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Synechocystis sp. PCC 6803, модельно-толерантного штамма, была получена от доктора Чу, Сю-Ана в Academia Sinica, Тайвань. Leptolyngbya sp. JSC-1, немодельная нить, была получена от доктора Дональда А. Брайанта из Университета штата Пенсильвания, штат США.

1. Культивирование и сбор клеток

  1. Инокулируют ячейки Syn6803 или JSC-1 с помощью металлической петли инокуляции в коническую колбу объемом 100 мл, содержащую 50 мл среды B-HEPES28. Культивируйте клетки при 30 °C при 50 мкмоль фотонах m-2 s-1 (светодиод белого света) в 1% (v/v) CO2 с постоянным перемешиванием магнитной мешалкой (120 об/мин) до тех пор, пока культура не достигнет среднеэкспоненциальной фазы роста (OD750 = 0,6-0,8).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Собирают клеточную культуру, когда оптическая плотность культуры при 750 нм (OD750) достигает 0,6-0,8 путем переноса в новую колбу. Оптическая плотность обычно использовалась для оценки плотности микробных клеток в жидких культурах29. Длины волн от 720-750 нм использовались в различных исследованиях для измерения роста цианобактерий30,31,32. В этом протоколе OD750 используется, потому что JSC-1 может производить пигменты, которые поглощают дальний красный свет7. Альтернативно, концентрация хлорофилла также использовалась для измерения роста цианобактерий33.
  2. Переложите культуру клеток (OD750 ~ 0,8) в коническую колбу объемом 1 л и разбавьте ее до OD750 = 0,2 в 500 мл среды B-HEPES. Выращивайте культуру до поздней фазы экспоненциального роста (OD750 = 0,8-1,0) в том же состоянии, упомянутом выше (шаг 1.1), а затем собирайте культуру путем центрифугирования.
  3. Центрифугируют культуру при 10 000 х г в течение 20 мин при комнатной температуре и полностью выбрасывают супернатант.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гранулы клеток могут храниться при -80 °C до 6 месяцев.

2. Лизис клеток

  1. Суспендировать гранулы клеток и промыть дважды с буфером 0,75 М К-фосфата, рН 7.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы получить 0,75 М К-фосфатного буфера при рН 7, приготовьте 1,5 М K2HPO4 и 1,5 М KH2PO4 отдельно. Смешайте 615 мл 1,5 М K2HPO4 и 385 мл 1,5 М KH2PO4, чтобы получить 1,5 М К-фосфатного буфера при рН 7. Просто разбавьте его тем же количеством ddH2O, чтобы получить 0,75 М К-фосфатного буфера при рН 7.
  2. Гранулируйте ячейки в 50 мл центрифужных трубок центрифугированием при 10 000 х г в течение 20 мин при комнатной температуре. Отбросьте супернатант и повторно суспендируйте клетки с буфером 0,75 М К-фосфата. Измерить влажный вес гранулы электронными весами и повторно суспендировать 1 г влажного веса гранулы в 5 мл буфера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Влажный вес гранулы измеряли путем вычитания веса пустой центрифужной трубки из массы центрифужной трубки, содержащей ячейку гранулы.
  3. Добавьте 1 мл клеточной суспензии и 0,4-0,6 г стеклянных шариков 0,1 мм (см. Таблицу материалов) во флакон с винтовой крышкой 2 мл.
  4. Разбейте ячейки на 30 с бисером (см. Таблицу материалов). Дайте трубкам остыть на водяной бане комнатной температуры в течение 2 мин и повторите цикл разрыва 5 раз.
  5. После лизиса центрифугируют флаконы при 500 х г в течение 10 с при комнатной температуре. Соберите супернатант с пипеткой в центрифужную трубку объемом 15 мл. Вымойте шарики 0,5 мл 0,75 М К-фосфатного буфера один раз, затем переложите в ту же центрифужную трубку.
  6. Добавляют Тритон Х-100 (2% мас./об., конечная концентрация) в лизированную клеточную суспензию и инкубируют на качающемся шейкере (40 об/мин) при комнатной температуре до тех пор, пока раствор не станет однородным (~20 мин).
  7. Центрифугируйте трубки по 17 210 г в течение 20 мин для удаления неповрежденных клеток и крупных клеточных обломков. Хранить супернатант без верхнего слоя мицеллы тритона при комнатной температуре до 1 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Супернатант содержит два разделенных слоя. Верхний гидрофобный слой Triton X содержит хлорофилл-связывающие белки и гидрофобные палочковидные фикобилисомы6. Нижний водный слой содержит водорастворимый ПБС.

3. Подготовка буферов градиента сахарозы и изоляция PBS

  1. Получают четыре концентрации сахарозы (2,0 М, 1,0 М, 0,75 М и 0,5 М) в буфере 0,75 М К-фосфата при рН 7.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предлагается использовать 1,5 М К-фосфатный буфер при рН 7 для получения градиента сахарозы, поскольку добавление сахарозы разбавляет концентрацию буфера К-фосфата. После того, как сахароза полностью растворится, добавляют ddH2O для регулировки концентрации до 0,75 М, рН 7.
  2. Поместите 2,8 мл буфера сахарозы 2,0 М на дно 40 мл центрифужной трубки и наложите три слоя растворов сахарозы (8 мл 1,0 М; 12 мл 0,75 М и 11 мл 0,5 М на 40 мл центрифужной трубки) и, наконец, PBS-содержащую фракцию надосадочного вещества (3,0 мл) (рисунок 1А).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Осторожно добавьте раствор сахарозы и дайте сахарозе очень медленно опуститься внутрь трубки. Держите наконечник пипетки чуть выше поверхности раствора в трубке во время загрузки раствора. Слои сахарозы можно наблюдать, когда они слоистые медленно.
  3. Центрифугируйте полученные градиенты при 125 800 х г в течение ~16h-20 ч при 25 °C.ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого этапа требуется ультрацентрифуга (см. Таблицу материалов).
  4. При ультрацентрифугировании конденсируют фракционированные PBS и фикобилипротеины между слоями. Синие полосы в Syn6803 (фиолетовые полосы, показанные в JSC-1) наблюдались в интерфейсах (рисунок 1D).
  5. Медленно соберите фракции пипеткой с вершины градиентов сахарозы. Удаляют сахарозу путем многократной концентрирования (3 500 х г в течение 20 мин) и разбавления фракций буфером 0,75 М К-фосфата в мембранных центробежных фильтрующих установках (отсечка молекулярной массы 10 К, см. Таблицу материалов).

4. Измерение флуоресценции PBS при 77K

ПРИМЕЧАНИЕ: Флуориметр, оснащенный контейнером для жидкого азота (см. Таблицу материалов), используется для измерения спектров флуоресценции при 77K.

  1. Разбавляют концентрированный образец PBS буфером 0,75 М К-фосфата, чтобы получить не менее 500 мкл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Концентрации фикоцианина в образцах составляли ~4,2 мкг мл-1 на основе формулы: (OD615 0,474 x OD652)/5,34 [мг/мл]34.
  2. Добавьте 500 мкл образца PBS в прозрачную стеклянную трубку и заморозьте трубку в жидком азоте до полного замораживания. Переместите замороженную трубку в прозрачный контейнер Дьюара (см. Таблицу материалов), предварительно заполненный жидким азотом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внутренний диаметр стеклянной трубки в этом протоколе составляет 3 мм. Тонкие стеклянные трубки использовались для минимизации повторного поглощения коротковолнового излучения в образце.
  3. Выберите длины волн возбуждения для фикоэритрина и фикоцианина 550 нм и 580 нм соответственно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Флуоресцентные излучения регистрировались от 560-800 нм (для возбуждения 550 нм) или 600-800 нм (для возбуждения 580 нм).

5. SDS-PAGE анализ PBS

  1. Буферный обмен концентрированных образцов PBS в 0,75 М К-фосфата с 50 мМ буфера Триса (рН 8,0) в мембранных центробежных фильтрующих установках (отсечка молекулярной массы 3К, см. Таблицу материалов).
  2. Смешайте 50 мкл раствора PBS с 10 мкл 6x SDS нагрузочного буфера [300 мМ Tris pH 6,8, 12% (мас./об.) Додецилсульфата натрия, 0,06% (мас./об.) Бромфенола синего, 50% (v/v) глицерина, 6% (v/v) β-меркаптоэтанола] (см. Таблицу материалов) в микроцентрифужной трубке и инкубируют при 95 °C в течение 10 мин в тепловом блоке.
  3. Отделите образцы белка С помощью SDS-PAGE (8%-20% (мас./об.) полиакриламидного геля) и продолжите окрашивание цинком и Кумасси. Подробная процедура описана в ссылке 8.
  4. Для окрашивания цинком инкубируют гель в растворе ZnSO4 50 мМ в течение 10 мин при комнатной температуре, промывают гель дистиллированной водой и визуализируют вызванную цинком флуоресценцию под УФ-облучением (312 нм).
  5. Для синего окрашивания Coomassie инкубируют гель в буфере окрашивания Coomassie Blue [0,25% (мас./об.) Coomassie R-250, 10% (v/v) уксусной кислоты, 50% (v/v) метанола, см. Таблицу материалов] в течение 1 ч при комнатной температуре. Дважды промыть гель дистиллированной водой, чтобы удалить остаточный буфер окрашивания, и инкубировать гель с буфером очистки [10% (v/v) уксусной кислоты, 30% (v/v) метанола] на качающем шейкере (40 об/мин) при комнатной температуре в течение ночи. Визуализируйте полностью очищенный гель с помощью цифровой камеры или сканера.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Клетки Syn6803 и JSC-1 культивировали в конических колбах с постоянным перемешиванием в среде B-HEPES при 30 °C, под светодиодным белым светом (фотоны 50 мкмоль m-2s-1) в камере роста, заполненной 1% (v/v) CO2. В фазе экспоненциального роста (OD750 = ~0,5) клетки субкультивировали в свежую среду с конечной оптической плотностью OD750 = ~0,2. После достижения поздней фазы экспоненциального роста (OD750 = 0,6-0,8) культуры собирали и центрифугировали (10 000...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Данный протокол описывает простой и стандартный способ выделения интактной ПБС у двух типов цианобактерий: одноклеточной модели Syn6803 и нитевидной немодельной АО-1. Критическими этапами протокола являются гомогенизация клеток и ультрацентрифугирование на прерывистом градиенте плотности сахарозы. Как правило, разрушение нитевидных клеток более сложное, чем одноклеточных. Увеличение количества исходного материала (влажный вес клеточной гранулы) и повторение биения шариков были полезны для увеличения выхода PBS из нитевид...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы благодарят Technology Commons, College of Life Science, National Taiwan University за удобное использование ультрацентрифуги. Цианобактериальные штаммы Synechocystis sp. PCC 6803 и Leptolyngbya sp. JSC-1 были подарены доктором Чу, Сю-Аном из Academia Sinica, Тайвань, и доктором Дональдом А. Брайантом из Университета штата Пенсильвания, США, соответственно. Эта работа финансировалась Министерством науки и технологий (Тайвань) (109-2636-B-002-013- и 110-2628-B-002-065-) и Министерством образования (Тайвань) Yushan Young Scholar Program (109V1102 и 110V1102).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Стеклянные шарики 0,1 ммBioSpec11079101для экстракции PBS
13 мл центрифугирующая пробиркаHitachi13PAультрацентрифуга
40 млHitachi40PAультрацентрифугирование
Уксусная кислотаMerck8.1875.2500для Coomassie Blue окрашивание
B-HEPES средаМодифицированная цианобактериальная среда из среды BG-11
Brilliant Blue R-250SigmaB-0149для окрашивания Coomassie Blue
Бромфеноловый синийWako pure chemical industries2-291белковая загрузка буфер
Электронные весыRadwagWLC 2/A2/C/2для измерения влажного веса клеточных гранул
Флуоресцентный спектрофотометрHitachiF-7000Спектрофотометр
глицеринаBioShopGly001.500загрузка буфера
Высокоскоростная рефрижераторная центрифугаHitachiCR22Nдля буферного обмена
<ем>лептолингбя sp. JSC-1от доктора Дональда А. Брайанта в Университете штата Пенсильвания, США.
Аксессуар для измерения низких температурHitachi5J0-0112Аксессуар включает в себя прозрачный контейнер Дьюара для флуоресцентной спектроскопии 77K.
МетанолMerck1.07018,2511для окрашивания Coomassie Blue
МикроцентрифугаThermo FisherPico 21для экстракции PBS
Mini-Beadbeater-16BioSpecModel 607для экстракции PBS
фосфат калия двухосновнойPanReac AppliChem121512.121для экстракции PBS
Моноосновной фосфат калияPanReac AppliChem141509.121для экстракции PBS
Флакон с завинчивающейся крышкойBioSpec10832для экстракции PBS
SmartView Pro ImagerMajor ScienceUVCI-2300для обнаружения сигнала окрашивания Znic Додецилсульфат
натрияZymesetBSD101белковая загрузка буфера
СахарозаZymesetBSU101для выделения
PBSSynechocystis sp. PCC 6803толерантный к глюкозе штамм от доктора Чу, Сю-Ань в Academia Sinica, Тайвань
TrisBioShopTRS 011.1белковый загрузочный буфер
Triton X-100BioShopTRX 506.500для экстракции PBS
мембранный центробежный фильтр Ultra 10 K мембранный центробежный фильтрMilliporeUFC901024для буферного обмена
Ультра 3 К мембранный центробежный фильтрMilliporeUFC500324для замены буфера
УльтрацентрифугаHitachiCP80WXультрацентрифугирование
УФ/вид спектрофотометрAgilentCary 60Спектрофотометр
сульфат цинкаPanReac AppliChem131787.121для окрашивания Znic &
beta;-MercaptoethanolBioBasicMB0338буфер для загрузки белка
белковая

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bryant, D. A., Guglielmi, G., de Marsac, N. T., Castets, A. M., Cohen-Bazire, G. The structure of cyanobacterial phycobilisomes: A model. Archives of Microbiology. 123 (2), 113-127 (1979).
  2. Glazer, A. N. Phycobilisomes: Structure and dynamics. Annual Review of Microbiology. 36, 173-198 (1982).
  3. Glazer, A. N. Light harvesting by phycobilisomes. Annual Review of Biophysics and Biophysical Chemistry. 14 (1), 47-77 (1985).
  4. Liu, H., et al. Phycobilisomes supply excitations to both photosystems in a megacomplex in cyanobacteria. Science. 342 (6162), 1104(2013).
  5. Bryant, D. A., Canniffe, D. P. How nature designs light-harvesting antenna systems: Design principles and functional realization in chlorophototrophic prokaryotes. Journal of Physics B: Atomic, Molecular and Optical Physics. 51 (3), 033001(2018).
  6. Hirose, Y., et al. Diverse chromatic acclimation processes regulating phycoerythrocyanin and rod-shaped phycobilisome in cyanobacteria. Molecular Plant. 12 (5), 715-725 (2019).
  7. Gan, F., et al. Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light. Science. 345 (6202), 1312-1317 (2014).
  8. Ho, M. Y., Gan, F., Shen, G., Bryant, D. A. Far-red light photoacclimation (FaRLiP) in Synechococcus sp. PCC 7335. II. Characterization of phycobiliproteins produced during acclimation to far-red light. Photosynthesis Research. 131 (2), 187-202 (2017).
  9. Ho, M. Y., et al. Extensive remodeling of the photosynthetic apparatus alters energy transfer among photosynthetic complexes when cyanobacteria acclimate to far-red light. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1861 (4), 148064(2020).
  10. Sanfilippo, J. E., Garczarek, L., Partensky, F., Kehoe, D. M. Chromatic Acclimation in Cyanobacteria: A diverse and widespread process for optimizing photosynthesis. Annual Review of Microbiology. 73, 407-433 (2019).
  11. Grossman, A. R., Schaefer, M. R., Chiang, G. G., Collier, J. L. The phycobilisome, a light-harvesting complex responsive to environmental conditions. Microbiological Reviews. 57 (3), 725-749 (1993).
  12. Bryant, D. A., Glazer, A. N., Eiserling, F. A. Characterization and structural properties of the major biliproteins of Anabaena sp. Archives of Microbiology. 110 (1), 61-75 (1976).
  13. Soulier, N., Laremore, T. N., Bryant, D. A. Characterization of cyanobacterial allophycocyanins absorbing far-red light. Photosynthesis Research. 145 (3), 189-207 (2020).
  14. Guglielmi, G., Cohen-Bazire, G., Bryant, D. A. The structure of Gloeobacter violaceus and its phycobilisomes. Archives of Microbiology. 129 (3), 181-189 (1981).
  15. Zhang, J., et al. Structure of phycobilisome from the red alga Griffithsia pacifica. Nature. 551 (7678), 57-63 (2017).
  16. Li, Y., et al. Characterization of red-shifted phycobilisomes isolated from the chlorophyll f-containing cyanobacterium Halomicronema hongdechloris. Biochimica et Biophysica Acta. 1857 (1), 107-114 (2016).
  17. Herrera-Salgado, P., Leyva-Castillo, L. E., Rios-Castro, E., Gomez-Lojero, C. Complementary chromatic and far-red photoacclimations in Synechococcus ATCC 29403 (PCC 7335). I: The phycobilisomes, a proteomic approach. Photosynthesis Research. 138 (1), 39-56 (2018).
  18. Yamanaka, G., Glazer, A. N., Williams, R. C. Cyanobacterial phycobilisomes. Characterization of the phycobilisomes of Synechococcus sp. 6301. Journal of Biological Chemistry. 253 (22), 8303-8310 (1978).
  19. Gantt, E., Lipschultz, C. A., Grabowski, J., Zimmerman, B. K. Phycobilisomes from blue-green and red algae: Isolation criteria and dissociation characteristics. Plant Physiology. 63 (4), 615-620 (1979).
  20. Patel, A., Mishra, S., Pawar, R., Ghosh, P. K. Purification and characterization of C-Phycocyanin from cyanobacterial species of marine and freshwater habitat. Protein Expression and Purification. 40 (2), 248-255 (2005).
  21. Zolla, L., Bianchetti, M. High-performance liquid chromatography coupled on-line with electrospray ionization mass spectrometry for the simultaneous separation and identification of the Synechocystis PCC 6803 phycobilisome proteins. Journal of Chromatography A. 912 (2), 269-279 (2001).
  22. Soni, B., Kalavadia, B., Trivedi, U., Madamwar, D. Extraction, purification and characterization of phycocyanin from Oscillatoria quadripunctulata-Isolated from the rocky shores of Bet-Dwarka, Gujarat, India. Process Biochemistry. 41 (9), 2017-2023 (2006).
  23. Williams, J. G. K. Methods in Enzymology. , Academic Press. 766-778 (1988).
  24. Brown Igor, I., et al. Polyphasic characterization of a thermotolerant siderophilic filamentous cyanobacterium that produces intracellular iron deposits. Applied and Environmental Microbiology. 76 (19), 6664-6672 (2010).
  25. Wang, L., et al. Isolation, purification and properties of an R-phycocyanin from the phycobilisomes of a marine red macroalga Polysiphonia urceolata. PLoS One. 9 (2), 87833(2014).
  26. Berkelman, T. R., Lagarias, J. C. Visualization of bilin-linked peptides and proteins in polyacrylamide gels. Analytical Biochemistry. 156 (1), 194-201 (1986).
  27. Rigbi, M., Rosinski, J., Siegelman, H. W., Sutherland, J. C. Cyanobacterial phycobilisomes: Selective dissociation monitored by fluorescence and circular dichroism. Proceedings of the National Academy of Sciences. 77 (4), 1961-1965 (1980).
  28. Dubbs, J. M., Bryant, D. A. Molecular cloning and transcriptional analysis of the cpeBA operon of the cyanobacterium Pseudanabaena species PCC 7409. Molecular Microbiology. 5 (12), 3073-3085 (1991).
  29. Stevenson, K., McVey, A. F., Clark, I. B. N., Swain, P. S., Pilizota, T. General calibration of microbial growth in microplate readers. Scientific Reports. 6 (1), 38828(2016).
  30. Zhang, S., Shen, G., Li, Z., Golbeck, J. H., Bryant, D. A. Vipp1 is essential for the biogenesis of Photosystem I but not thylakoid membranes in Synechococcus sp. PCC 7002. Journal Biological Chemistry. 289 (23), 15904-15914 (2014).
  31. Zhang, S., Bryant, D. A. Biochemical validation of the glyoxylate cycle in the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii Strain PCC 9212. Journal Biological Chemistry. 290 (22), 14019-14030 (2015).
  32. Huang, J. Y., et al. Mutations of cytochrome b559 and Psbj on and near the QC site in photosystem II influence the regulation of short-term light response and photosynthetic growth of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry. 55 (15), 2214-2226 (2016).
  33. Li, Y., Lin, Y., Loughlin, P., Chen, M. Optimization and effects of different culture conditions on growth of Halomicronema hongdechloris - A filamentous cyanobacterium containing chlorophyll f. Frontiers in Plant Science. 5, 67(2014).
  34. Bennett, A., Bogorad, L. Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green alga. Journal of Cell Biology. 58 (2), 419-435 (1973).
  35. Su, X., Fraenkel, P. G., Bogorad, L. Excitation energy transfer from phycocyanin to chlorophyll in an apcA-defective mutant of Synechocystis sp. PCC 6803. Journal of Biological Chemistry. 267 (32), 22944-22950 (1992).
  36. Arteni, A. A., Ajlani, G., Boekema, E. J. Structural organisation of phycobilisomes from Synechocystis sp. strain PCC6803 and their interaction with the membrane. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1787 (4), 272-279 (2009).
  37. Kondo, K., Ochiai, Y., Katayama, M., Ikeuchi, M. The Membrane-associated CpcG2-phycobilisome in Synechocystis: A new photosystem I antenna. Plant Physiology. 144 (2), 1200-1210 (2007).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Phycobilisome IsolationSucrose GradientUltracentrifugationBead BeaterPhycobiliproteinsSDS PAGE77K FluorescenceCell LysisProtein Composition

Похожие статьи