Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

In vivo Позитронно-эмиссионная томография для выявления паттернов активности, вызванных глубокой стимуляцией мозга у крыс

2.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63478

⸱

23 марта 2022 г.

 ,  ,  ,  , 
1Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Laboratorio de Imagen Médica, Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, 3Departamento de Bioingeniería e Ingeniería Aeroespacial, Universidad Carlos III de Madrid, 4CIBER de Salud Mental (CIBERSAM), 5High Performance Research Group in Physiopathology and Pharmacology of the Digestive System (NeuGut), Universidad Rey Juan Carlos

В этой статье

Краткое содержание

Описан доклинический экспериментальный метод оценки метаболической нейромодуляции, индуцированной острой глубокой стимуляцией мозга in vivo FDG-PET. Эта рукопись включает в себя все экспериментальные этапы, от стереотаксической хирургии до применения стимулирующего лечения и получения, обработки и анализа ИЗОБРАЖЕНИЙ ПЭТ.

Аннотация

Глубокая стимуляция мозга (DBS) является инвазивной нейрохирургической техникой, основанной на применении электрических импульсов к структурам мозга, участвующим в патофизиологии пациента. Несмотря на долгую историю DBS, ее механизм действия и соответствующие протоколы остаются неясными, подчеркивая необходимость исследований, направленных на решение этих проблем. В этом смысле оценка эффектов DBS in vivo с использованием методов функциональной визуализации представляет собой мощную стратегию для определения влияния стимуляции на динамику мозга. Здесь описан экспериментальный протокол доклинических моделей (крысы Wistar) в сочетании с продольным исследованием [18F]-фтордезоксиклюкозы позитронно-эмиссионной томографии (FDG-PET) для оценки острых последствий DBS на метаболизм мозга. Сначала животные подверглись стереотаксической операции по двусторонней имплантации электродов в префронтальную кору. Послеоперационная компьютерная томография (КТ) каждого животного была приобретена для проверки размещения электродов. После одной недели выздоровления был приобретен первый статический FDG-PET каждого оперированного животного без стимуляции (D1), а через два дня (D2) был приобретен второй FDG-PET, в то время как животные были стимулированы. Для этого электроды были подключены к изолированному стимулятору после введения FDG животным. Таким образом, животных стимулировали в течение периода поглощения FDG (45 мин), регистрируя острые эффекты DBS на метаболизм мозга. Учитывая исследовательский характер этого исследования, изображения FDG-PET были проанализированы с помощью воксельного подхода, основанного на парном Т-тесте между исследованиями D1 и D2. В целом, сочетание DBS и исследований визуализации позволяет описать последствия нейромодуляции на нейронных сетях, что в конечном итоге помогает разгадать головоломки, окружающие DBS.

Введение

Термин нейростимуляция охватывает ряд различных методов, направленных на стимуляцию нервной системы с терапевтической целью1. Среди них глубокая стимуляция мозга (DBS) выделяется как одна из самых распространенных стратегий нейростимуляции в клинической практике. DBS состоит из стимуляции глубоких ядер мозга электрическими импульсами, доставляемыми нейростимулятором, имплантированным непосредственно в тело пациента, через электроды, помещенные в мишень мозга для модуляции стереотаксической хирургией. Количество статей, оценивающих целесообразность применения DBS при различных неврологических и психических расстройствах, постоянно растет2, хотя только некоторые из них были одобрены Ассоциацией пищевых продуктов и лекарств (FDA) (например, эссенциальный тремор, болезнь Паркинсона, дистония, обсессивно-компульсивное расстройство и рефрактерная эпилепсия с медицинской точки зрения)3 . Кроме того, большое количество мишеней мозга и протоколов стимуляции находятся в стадии исследования для лечения DBS гораздо большего количества патологий, чем официально одобрено, но ни один из них не считается окончательным. Эти несоответствия в исследованиях DBS и клинических процедурах могут быть частично связаны с отсутствием полного понимания ее механизма действия4. Поэтому прилагаются огромные усилия для расшифровки влияния DBS in vivo на динамику мозга, поскольку каждый прогресс, каким бы маленьким он ни был, поможет усовершенствовать протоколы DBS для большего терапевтического успеха.

В этом контексте методы молекулярной визуализации открывают прямое окно для наблюдения in vivo нейромодулирующих эффектов DBS. Эти подходы дают возможность не только определить влияние DBS во время его применения, но и разгадать характер его последствий, предотвратить нежелательные побочные эффекты и клиническое улучшение и даже адаптировать параметры стимуляции к потребностям пациента5. Среди этих методов позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ) с использованием 2-дезокси-2-[18F]фтор-D-глюкозы (ФДГ) представляет особый интерес, поскольку она предоставляет конкретную информацию в режиме реального времени о состоянии активации различных областей мозга6. В частности, визуализация FDG-PET обеспечивает косвенную оценку нейронной активации на основе физиологического принципа метаболической связи между нейронами и глиальными клетками6. В этом смысле в нескольких клинических исследованиях сообщалось о паттернах активности мозга, модулированных DBS с использованием FDG-PET (см.3 для обзора). Тем не менее, клинические исследования легко несут несколько недостатков, когда фокусируются на пациентах, таких как гетерогенность или трудности с набором персонала, которые сильно ограничивают их исследовательский потенциал6. Этот контекст заставляет исследователей использовать животные модели человеческих состояний для оценки биомедицинских подходов до их клинического перевода или, если они уже применяются в клинической практике, для объяснения физиологического происхождения терапевтических преимуществ или побочных эффектов. Таким образом, несмотря на большие расстояния между патологией человека и смоделированным состоянием у лабораторных животных, эти доклинические подходы необходимы для безопасного и эффективного перехода в клиническую практику.

В этой рукописи описывается экспериментальный протокол DBS для мышиных моделей в сочетании с продольным исследованием FDG-PET с целью оценки острых последствий DBS для метаболизма мозга. Результаты, полученные с помощью этого протокола, могут помочь разгадать сложные модулирующие паттерны, индуцированные на активность мозга DBS. Поэтому предоставляется подходящая экспериментальная стратегия для изучения in vivo последствий стимуляции, позволяющая клиницистам предвидеть терапевтические эффекты при конкретных обстоятельствах, а затем адаптировать параметры стимуляции к потребностям пациента.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Экспериментальные процедуры на животных проводились в соответствии с Директивой Совета Европейских сообществ 2010/63/ЕС и были одобрены Комитетом по этике экспериментов на животных больницы Грегорио Мараньон. Графическое резюме экспериментального протокола показано на рисунке 1А.

1. Локализация головного мозга с помощью нейровизуализации in vivo

  1. Подготовка животных
    ПРИМЕЧАНИЕ: Использовались самцы крыс Wistar ~300 г.
    1. Поместите животное в индукционный ящик для анестезии и запечатайте верхнюю часть.
    2. Включите испаритель севофлурана (5% для индукции в 100% O2). Когда крыса будет обезболена, переключите поток газа на носовой конус. Подтвердите состояние анестезии, ущипнув лапу крысы.
    3. Уложить животное лежа на кт-кровати, поддерживая севофлурановую анестезию (3% для поддержания при 100%О2).
  2. Компьютерная томография
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выбор силы тока, напряжения, количества проекций, количества снимков и разрешения вокселя зависит от КТ-сканера. Здесь использовались следующие параметры: 340 мА, 40 кВ, 360 проекций, 8 кадров и разрешение 200 мкм 7,8,9.
    1. Прикрепите маску для лица или носовой конус к крысе.
    2. Закрепите тело крысы у головы, плеч, бедер и хвоста шелковой лентой, чтобы обеспечить достаточную сдержанность без повреждений.
    3. Следите за крысой непрерывно.
    4. Расположите головку в центре поля зрения компьютерного томографа.
    5. Приступайте к получению КТ-изображения с использованием параметров захвата в соответствии со спецификациями сканера.
    6. Через 10 мин, когда компьютерная томография in vivo будет завершена, остановите поток севофлурана и поместите крысу в МРТ-сканер.
  3. МР-визуализация
    ПРИМЕЧАНИЕ: Спецификации сканирования различаются в зависимости от сканера, включая различные программные системы и, что более важно, конкретный исследовательский вопрос. Здесь использовался сканер 7-Tesla. Была использована T2-взвешенная спин-эхо последовательность 7,8,9 с TE = 33 мс, TR = 3732 мс и толщиной среза 0,8 мм (34 среза), размер матрицы 256 x 256 пикселей с FOV 3,5 x 3,5см2.
    1. Уложите животное лежа на кровати МРТ, поддерживая севофлурановую анестезию (3% для поддержания в 100% O2).
    2. Закрепите голову на стереотаксической раме, расположенной на кровати сканера, чтобы избежать движений головы во время съемки МРТ. Кроме того, закрепите остальную часть тела крысы шелковой лентой.
    3. Расположите головку в центре поля зрения МРТ-сканера.
    4. Как только положение будет правильным, приступайте к получению изображения МРТ.
    5. Когда МРТ-сканирование in vivo завершено, остановите поток севофлурана и поместите крысу в клетку.
    6. Найдите нагревательную лампу рядом с клеткой, потому что крысы обычно снижают температуру тела во время сканирования.
    7. Наблюдайте за крысой до восстановления после анестезии.
  4. Солокализация Атласа и расчет целевых координат
    1. После того, как изображения КТ и МРТ получены и реконструированы в соответствии с рекомендациями сканера, совместно зарегистрируйте изображения КТ и МРТ.
    2. Используйте программное обеспечение для обработки изображений для пространственной нормализации КТ и МРТ с использованием автоматического жесткого алгоритма регистрации, основанного на взаимной информации10.
    3. Локализуйте линию Брегмы на совместно зарегистрированном изображении и измерьте расстояние в передней/задней (AP: +3,5 мм), средней линии/латеральной (ML: +0,6 мм) и дорсовентральной (DV: -3,4 мм) оси от Брегмы до цели (т.е. медиальной префронтальной коры, mPFC), согласно атласу мозга крыс Paxinos и Watson11.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Координаты от Брегмы до цели могут отличаться у крыс, когда вес, размер, пол и порода различны.

2. Стереотаксическая хирургия

ВНИМАНИЕ: Автоклавируйте все хирургические материалы, имплантаты и стереотаксические блоки перед использованием и продезинфицируйте хирургическую область, чтобы избежать инфекций и осложнений, которые могут повлиять на благополучие животных. Используйте стерильные хирургические перчатки и накройте животное липкими шторами, чтобы предотвратить загрязнение.

  1. Подготовка и анестезия животных
    1. Животным вводили 0,1 мг/кг бупренорфина внутрибрюшинно за день до операции. Поместите животное в камеру индукционного бокса для анестезии и запечатайте верхнюю часть.
    2. Включите испаритель севофлурана (5% для индукции в 100% O2).
    3. Когда крыса будет лежать, выключите испаритель севофлурана и извлеките крысу из камеры коробки.
    4. Внутрибрюшинно вводят смесь кетамина (100 мг/кг) и ксилазина (10 мг/кг) для анестезии животного.
    5. Подождите, пока животное полностью обезболивается. Проверьте уровень анестезии, зажав межпальцевую область.
    6. Побрейте область между ушами и глазами.
  2. Размещение в стереотаксическом кадре и краниотомия
    1. Поместите животное в положение лежа на стереотаксической раме и используйте адаптер для удержания головы для крыс, чтобы поддерживать животное в правильном положении во время операции.
    2. Обеспечьте неподвижность головы с помощью крысиных ушных раковин. Будьте осторожны со вставкой ушных вкладышей, так как слишком глубокая вставка может повредить барабанную перепонку.
    3. Нанесите офтальмологический смазочный гель на глаза, чтобы предотвратить сухость во время операции, и накройте их стерильной марлей.
    4. Накройте животное липкими шторами, чтобы предотвратить загрязнение.
    5. Нанесите раствор йодоповидона на выбритый участок и очистите его стерильной марлей.
    6. Нанесите мепивакаин в виде геля на выбритый участок, чтобы обезболить местную область.
    7. Сделайте продольный разрез в коже, покрывающей череп между ушами, простираясь на 1,5-2 см от лямбды до брегмы (т. е. от вершины черепа по направлению к глазам).
    8. Обнажите череп с помощью 2 или 3 зажимов. Удалите надкостницу ватной палочкой и очистите кровь солевым раствором, чтобы обнажить Брегму и сагиттальные швы. Удалите излишки солевого раствора марлей.
    9. Поцарапайте поверхность черепа скальпелем, чтобы улучшить адгезию зубного цемента. Очистите участок ватной палочкой, смоченной в перекиси водорода.
  3. Размещение и фиксация электродов на черепе
    1. Выпрямите электроды пластиковым пинцетом, чтобы обеспечить правильное размещение во время операции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе используются концентрические биполярные платино-иридиевые электроды с заземлением.
    2. Найдите один электрод на держателе правого рычага стереотаксической рамки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Возможно, потребуется адаптировать держатель к электроду, чтобы лучше зафиксировать его (см. Рисунок 1B). Убедитесь, что электрод расположен параллельно оси держателя.
    3. Переместите правую руку, удерживающую электрод, через стереотаксическую рамку и поместите кончик электрода точно над Bregma. Постарайтесь подвести кончик электрода как можно ближе к черепу, но не прикасаясь к нему, чтобы избежать деформации электрода, и обратите внимание на полученные координаты для Брегмы, предоставляемые стереотаксической рамой. Сделайте отметку на черепе с указанием начального положения электрода хирургической ручкой.
    4. Переместите держатель к координатам AP и ML, полученным на шаге 1.4.3, и сделайте отметку на черепе хирургической ручкой с указанием положения электродной мишени.
    5. Снимите правую руку стереотаксической рамки, удерживающую электрод. Будьте осторожны, чтобы ничего не трогать электродом.
    6. Используйте небольшую электрическую дрель, чтобы сделать отверстие через череп (около 1-1,5 мм в диаметре) в целевом положении, пока не будет видна твердая мозговая оболочка. Остановите любое кровотечение с помощью ватной палочки.
    7. Просверлите 4 отверстия вдоль черепа, чтобы найти 4 винта (предпочтительно винты из нержавеющей стали длиной 2-3 мм), чтобы увеличить площадь поверхности зубного цемента и найти землю. Прикрепите 4 винта.
    8. Найдите правый рычаг стереотаксической рамки с правым электродом. Переместите руку в рассчитанное положение, которое должно совпадать с отверстием. Затем опустите электрод до тех пор, пока он не коснется твердой мозговой оболочки. Эта позиция будет служить уровнем 0 в направлении DV.
    9. Вставьте наконечник электрода в направлении DV, используя положение DV на шаге 1.4.3. Очистите кровь и спинномозговую жидкость вокруг области электрода ватной палочкой.
    10. Прикрепите землю к одному из винтов, ближайших к электроду.
    11. Нанесите зубной цемент вокруг электрода и винтов, заботясь о том, чтобы сформировать зубной цемент, избегая острых краев, которые могут повредить животное. Зубной цемент наносится слоем для предотвращения перегрева/термического повреждения ткани/черепа. Толстые слои требуют больше времени для отверждения, прежде чем будут добавлены дополнительные слои. Убедитесь, что зубной цемент полностью затвердел, прежде чем снимать электрод с держателя.
      ВНИМАНИЕ: Приготовление зубного цемента производит эманацию токсичных паров из смеси, которая заканчивается затвердеванием цемента. Поэтому носите защитную маску, эффективную от химических газов с этого момента и до конца операции.
    12. Повторите ту же процедуру из шагов 2.3.2-2.3.11 для другого полушария мозга.
    13. Нанесите больше зубного цемента, чтобы сформировать колпачок, не покрывая электрод. Подождите, пока он затвердеет.
    14. Используйте плетеный натуральный шелковый нерассасывающийся шов 1/0, с треугольной иглой, для зашивания спереди и сзади колпачка. При необходимости снимите нерассасывающиеся швы в определенное время в соответствии с областью тела, где они расположены. Используйте раствор йодоповидона для дезинфекции хирургической области.
    15. Выньте крысу из стереотаксического кадра.
  4. Компьютерная томография для подтверждения установки электрода
    1. Выполните шаги 1.2.4-1.2.5 и см. рисунок 1С.
    2. Как только компьютерная томография in vivo будет завершена, поместите крысу в клетку.
    3. Выполните шаги 1.3.6. и 1.3.7.
  5. Послеоперационный уход
    1. Вводят антибиотик (цефтриаксон, 100 мг/кг, подкожный) в течение 5 дней и анальгетик (бупренорфин, 0,1 мг/кг, внутрибрюшинный) в течение 3 дней в качестве послеоперационного ухода. Этот режим антибиотика может быть продлен на 5 дней, если вокруг колпачка наблюдаются какие-либо признаки инфекции (покраснение, отек и экссудат).
    2. Ежедневно проводите визуальный осмотр каждого животного, выискивая признаки боли или дистресса, и очищайте колпачок раствором йодоповидона.
    3. Обеспечьте интенсивную терапию в течение 1 недели после операции.

3. Получение ПЭТ/КТ изображений

ПРИМЕЧАНИЕ: Каждое животное проходит два исследования ПЭТ/КТ (т.е. при отсутствии и во время введения DBS) под ингаляционной анестезией для оценки острых эффектов, вызванных электрической стимуляцией. Оба сеанса сканирования следуют одному и тому же протоколу получения изображений, выполняясь через 1 неделю после операции (D1, без стимуляции) и через 2 дня (D2, во время DBS).

  1. Подготовка и анестезия животных
    1. Постигайте крысу в течение 8-12 ч перед каждым ПЭТ-сканированием, чтобы обеспечить более высокое поглощение мозгом FDG, улучшая отношение сигнал/шум12.
    2. Поместите животное в индукционный ящик для анестезии и запечатайте верхнюю часть.
    3. Включите испаритель севофлурана (5% для индукции в 100% O2).
    4. Когда крыса будет обезболена, переключите поток газа на носовой конус.
  2. Период инъекции и поглощения ФДГ
    ВНИМАНИЕ: FDG является радиоиндикатором, поэтому рассмотрите меры радиозащиты, чтобы избежать воздействия радиоактивности. Подтвердите, что учреждение имеет все разрешения на работу с радиоактивными соединениями.
    1. Держите флакон FDG внутри шкафа со свинцовой подкладкой до тех пор, пока он не будет использован во избежание нежелательного воздействия радиоактивности.
    2. Заполните небольшой калибровочный шприц (~27G) ~37 МБк раствора FDG в менее возможном объеме, измеренном в активиметре.
    3. Поместите грелку под хвост животного или используйте инфракрасный свет, чтобы расширить хвостовые жилки.
    4. Как только боковые вены явятся в пике хвоста, очистите область санитарным спиртом (96%).
    5. Вводят раствор ФДГ через одну из боковых хвостовых жилок, приближаясь к вене шприцем параллельно ее траектории и со скосом иглы, обращенным вверх.
    6. Выключите анестезию и поместите животное обратно в клетку, чтобы полностью восстановиться под нагревательной лампой.
    7. Подождите 45 минут радиоиндикатора перед началом сеанса получения изображения. В течение этого периода держите животное бодрствующим и внутри свинцовой экранированной камеры.
    8. В случае исследования D2 доставьте DBS, как описано ниже в разделе 4 (Введение электрической стимуляции) в течение периода поглощения FDG.
  3. Реконструация и визуализация ПЭТ
    ПРИМЕЧАНИЕ: Спецификации получения ПЭТ-изображений зависят от сканера и времени сканирования. Для этого протокола статическое ПЭТ-изображение было получено в течение 45 мин с помощью ПЭТ/КТ-сканера мелких животных, используя энергетическое окно 400-700 кэВ 7,8,9. Ознакомьтесь со спецификациями оборудования ПЭТ/КТ перед разработкой протокола приобретения.
    1. Через 45 мин после инъекции ФДГ поместите животное в индукционную коробку для анестезии и запечатайте верхнюю часть.
    2. Включите испаритель севофлурана (5% для индукции в 100% O2).
    3. Переместите животное на кровать ПЭТ/КТ и уложите его в лежачем положении, закрепив нос к анестезиологическому конусу носа и поддерживая севофлурановую анестезию (3% для поддержания в 100% O2). Подтвердите состояние анестезии, ущипнув лапу крысы.
    4. Повторите шаги 1.2.2 и 1.2.3.
    5. Расположите головку в центре поля зрения ПЭТ-сканера.
    6. Получите статическое ПЭТ-изображение, используя параметры захвата в соответствии со спецификациями сканера.
    7. Приступайте к реконструкции изображения с помощью 2D-OSEM (алгоритм максимизации ожидания упорядоченного подмножества) и применяйте поправки на затухание и мертвое время 7,8,9.
    8. Когда ПЭТ-сканирование in vivo завершено, поддерживайте поток севофлурана к крысе, чтобы впоследствии приступить к приобретению КТ, не смещая положение головы животного на кровати сканера.
  4. Приобретение КТ
    1. Не изменяя положение животного по отношению к предыдущему приобретению ПЭТ, приступайте к получению КТ-изображения.
    2. Повторите шаги 1.2.3-1.2.5.
    3. Как только компьютерная томография in vivo будет завершена, остановите поток севофлурана и поместите крысу в соответствующую клетку для восстановления.
    4. Выполните шаги 1.3.6. и 1.3.7.
    5. Держите животное в свинцово-экранированной камере до полного распада радиоактивности.

4. Введение электростимуляции

ПРИМЕЧАНИЕ: Электрическая стимуляция предоставляется в течение периода поглощения FDG в сеансе визуализации D2. Для этого протокола стимуляция доставлялась изолированным стимулятором, с высокочастотной (130 Гц) электрической стимуляцией в режиме постоянного тока, 150 мкА, и шириной импульса 100 мкс 7,13,14.

  1. Конфигурация стимулятора DBS
    1. Подготовьте изолированный стимулятор и необходимые провода в широком и тихом помещении, с достаточным пространством для клеток животных и минимальным влиянием потенциально тревожных раздражителей.
    2. Подключите стимулирующие провода к вертлюгам, чтобы животные могли свободно перемещаться в своих клетках и к стимулятору.
    3. Установите параметры стимуляции в соответствии с потребностями исследования.
    4. Используйте осциллограф для проверки текущего режима, частоты и ширины импульса. Подтвердите двухфазную форму сигнала прямоугольной формой импульса (рисунок 1D).
  2. Доставка DBS
    1. После сеанса визуализации D1 и до получения D2 подвергайте животных ежедневному протоколу привыкания (45 мин / день), чтобы приучить их к системе стимуляции и обращению оператора, избегая нежелательных стрессовых реакций в D2. Подключите систему стимуляции к каждому животному, но без включения стимуляции.
    2. После того, как стимулятор был настроен, и животному было введено FDG, подключите вертлюг к электродам и включите стимулятор.
    3. Через 45 мин выключите стимулятор, отсоедините животное от вертлюга и быстро перенесите его в индукционную камеру анестезии, чтобы начать шаг 3.3.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Экспериментальное проектирование. (A) Краткое изложение экспериментальных шагов, используемых в этом протоколе. (B) Репрезентативные изображения адаптации держателя для лучшей фиксации электрода с (слева) и без (справа) электродом. (C) Слитое изображение МРТ с КТ оперированного животного, показывающее правильное размещение электрода в медиальной префронтальной коре (mPFC). (D) Снимок экрана осциллографа, показывающий двухфазную форму сигнала стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

5. Обработка и анализ ПЭТ изображений

ПРИМЕЧАНИЕ: Следуйте той же обработке изображений на изображениях из D1 и D2 для получения сопоставимых данных для последующего статистического анализа по вокселю.

  1. Пространственная регистрация ПЭТ изображений
    1. Используйте специализированное программное обеспечение для обработки изображений. Весь процесс регистрации показан на рисунке 2.
    2. Центрируйте и обрезайте каждое ПЭТ- и КТ-изображение в поле зрения. Зарегистрируйте ПЭТ-изображение на его КТ с помощью автоматического жесткого алгоритма регистрации, основанного на взаимной информации15.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Жесткие методы регистрации уместны только в том случае, если между животными нет существенных различий в массе тела или размерах. В противном случае рассмотрите возможность использования эластичных методов.
    3. Зарегистрируйте каждое изображение КТ в эталонной КТ, пространственно зарегистрированной в атласе мозга крыс Paxinos и Watson11 , как указано на шаге 5.1.2. Сохраните результирующие параметры преобразования.
    4. Примените параметры преобразования, полученные на шаге 5.1.3. к каждому зарегистрированному ПЭТ-изображению, получающему ПЭТ-изображение, зарегистрированное на эталонном КТ-изображении.
    5. Сохраните все окончательные изображения ПЭТ в формате Nifti.
  2. Нормализация интенсивности и сглаживание ПЭТ-изображений
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нормализация интенсивности и сглаживание выполняются с помощью различных внутренних сценариев на основе общедоступных ресурсов.
    1. Сгладьте ПЭТ-изображения изотропным ядром Гаусса толщиной 2 мм full-Width Half Maximum (FWHM) для исправления возможных ошибок регистрации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Размер сглаживающего фильтра будет зависеть от разрешения приобретения ПЭТ, но рекомендуется использовать фильтр в 2-3 раза больше размера вокселя FWHM.
    2. Нормализуют интенсивность значений вокселя ПЭТ с помощью соответствующего метода нормализации эталонного кластера16.
    3. Сегментируйте маску головного мозга от эталонной МРТ, зарегистрированной на эталонном КТ-изображении.
    4. Примените маску мозга к каждому ПЭТ-изображению, чтобы исключить воксели вне мозга из анализа вокселей.
  3. Воксельный анализ
    ПРИМЕЧАНИЕ: Статистический анализ, состоящий из воксельного анализа данных ПЭТ-изображений, проводился с использованием специализированного программного обеспечения для анализа изображений17.
    1. Сравните изображения ПЭТ D1 и D2 с помощью парного Т-теста, установив адекватные статистически значимые пороговые значения.
    2. Рассмотрим в качестве окончательных результатов анализа только те кластеры, которые превышают 50 смежных вокселей, чтобы уменьшить ошибки типа I.
    3. Представьте результаты в Т-картах, наложенных на МРТ Т2, показывающих изменения в метаболизме глюкозы в мозге, индуцированные DBS (холодные цвета для снижения FDG и теплые цвета для приращения FDG).

figure-protocol-2
Рисунок 2: Рабочий процесс регистрации микро-ПЭТ/КТ-изображений. Подробные этапы обработки пространственной нормализации ПЭТ-изображения для последующего воксельного анализа с помощью программного обеспечения Statistical Parametric Mapping (SPM). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Животные были принесены в жертву с использованием CO2 в конце исследования или когда благополучие животного было поставлено под угрозу. Пример полного исследования ПЭТ/КТ на оперированном животном показан на рисунке 3. Таким образом, электрод, вставленный в мозг крысы, можно четко наблюдать на КТ-изображении, показанном на рисунке 3А. Этот метод визуализации обеспечивает хорошую анатомическую информацию и облегчает регистрацию изображений FDG-PET, учи...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Учитывая достижения в понимании функции мозга и нейронных сетей, участвующих в патофизиологии нервно-психических расстройств, все больше и больше исследований признают потенциал DBS в широком спектре неврологических патологий2. Однако механизм действия этой терапии остается неясным. Несколько теорий пытались объяснить эффекты, полученные в конкретных патологических и стимулирующих обстоятельствах, но неоднородность предлагаемых исследований очень затрудняет достижение окончательных выводов

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов в связи с данной статьей.

Благодарности

Мы благодарим профессора Кристину Винтер, Джулию Кляйн, Александру де Франсиско и Иоланду Сьерра за их неоценимую поддержку в оптимизации описанной здесь методологии. MLS была поддержана Министерством науки и инноваций, Институтом спасения Карлоса III (номер проекта PI17/01766 и номер гранта BA21/0030), совместно финансируемым Европейским фондом регионального развития (ERDF), «Путь к европеизации»; СИБЕРСАМ (номер проекта CB07/09/0031); Delegación del Gobierno para el Plan Nacional sobre Drogas (проект No 2017/085); Фонд Мапфре; и Фонд Алисии Копловиц.  MCV был поддержан Фондом Татьяны Перес де Гусман эль Буэно в качестве стипендиата этого учреждения и Объединенной программой ЕС - Исследования нейродегенеративных заболеваний (JPND). DRM был поддержан Consejería de Educación e Investigación, Comunidad de Madrid, софинансируемым Европейским социальным фондом «Инвестирование в свое будущее» (номер гранта PEJD-2018-PRE/BMD-7899). NLR был поддержан Институтом санитарных исследований Грегорио Мараньона, «Программа Intramural de Impulso a la I+D+I 2019». Работа в области медицины была поддержана Министерством науки и инноваций (MCIN) и Институтом спасения Карлоса III (ISCIII) (PT20/00044). CNIC поддерживается Институтом спасения Карлоса III (ISCIII), Министром науки и инноваций (MCIN) и Фондом Pro CNIC и является Центром передового опыта Северо Очоа (SEV-2015-0505).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Сканер 7-Tesla Biospec 70/20Bruker, ГерманияSN0021МРТ-сканер для визуализации мелких животных
BetadineMeda Pharma S.L., Испания644625.6Раствор йода (йодоповидон)
Beurer IL 11BeurerSN87318инфракрасный свет
Биполярный кабель 50 см с ячейкой 50 см с покрытием до 100 смПластик One, США305-305 (CM)
Биполярный кабель TT2  50 см до 100 смПластик один, США305-340/2Биполярный кабель TT2  50 см до 100 см
BuprexSchering-Plough, S.A961425Бупренорфин (анальгетик)
Ceftriaxona Reig Jofré 1г IMLaboratorio Reig Jofré S.A., Испания624239.1Цефтриаксон (антибиотик)
КоллекторPlastics One, СШАSL2+2C4-канальный коллектор для
DBS Концентрические биполярные платино-иридиевые электродыPlastics One, СШАMS303/8-AIU/SpcЭлектроды для DBS
DrillerBoshT58704Driller
FDGCurium Pharma Spain S.A., Испания-----2-[18F]Фтор-2-дезокси-D-глюкоза (ПЭТ радиофармпрепарат)
ГрелкаDAGA, Испания23115Грелка
KetolarPfizer S.L., Испания776211.9Кетамин (обезболивающий препарат)
Липолазик 2 мг/гBausch & Lomb S.A, Испания65277Офтальмологический смазывающий гель
MatLab R2021aMathWorks, IncПрограммное обеспечение поддержки для SPM12
MRIcroMcCausland Center for Brain Imaging,  Университет Южной Каролины, СШАv2.1.58-0Программное обеспечение для предварительной обработки и анализа изображений
Мультимодальная рабочая станция (MMWKS)BiiG, ИспанияПрограммное обеспечение для обработки и анализа изображений
Omicrom VISION VETRGB Medical Devices, Испания731100 ReV BКардиорреспираторный монитор для небольших изображений
Prevex Cotton SticksPrevex, Финляндия-----Cotton Sticks
SevoraneAbbVie Spain, S.L.U, Испания673186.4Севофлуран (ингаляционная анестезия)
Маленькие винтыMax Witte GmbH1,2 x 2 DIN 84 A2Маленькие винты
Стандартный U-образный стереотаксический инструмент для крыс, 18° Ear BarHarvard Apparatus, США75-1801Двухплечевая стереотаксическая рамка для
статистического параметрического картирования крыс (SPM12)Центр нейровизуализации человека Wellcome, Институт неврологии UCL Queen Square, ВеликобританияSPM12Программное обеспечение для анализа воксельной визуализации
STG1004Multi Channel Systems GmbH, ГерманияSTG1004Изолированный стимулятор
SuperArgus ПЭТ/КТ сканерSedecal, ИспанияS0026403NanoPET/CT сканер для визуализации мелких животных
Шовная нить с иглой, 1/ºЛорка Мариакут; n S.A., Испания55325Плетеный натуральный шелковый нерассасывающийся шовный материал 1/0, с треугольной иглой
Technovit 4004 (порошок и жидкость)Kulzer Technique, Германия64708471; 64708474Акриловый стоматологический цемент для краниотомии
крысы Wistar (Rattus norvergicus)Charles River, Испанияживотныйобъект Используется животная модель
XylagesicLaboratorios Karizoo, A.A, Испания572599-4Ксилазин (обезболивающее средство)
Normon S.A., Испания602910Мепивакаин в геле для местного применения

Ссылки

  1. Gildenberg, P. L. Neuromodulation: A historical perspective. Neuromodulation. 1, 9-20 (2009).
  2. Lee, D. J., Lozano, C. S., Dallapiazza, R. F., Lozano, A. M. Current and future directions of deep brain stimulation for neurological and psychiatric disorders. Journal of Neurosurgery. 131 (2), 333-342 (2019).
  3. Casquero-Veiga, M. Preclinical molecular neuroimaging in deep brain stimulation. Complutense University of Madrid. , Faculty of Medicine, Department of Pharmacology (2021).
  4. Blaha, C. D. Theories of deep brain stimulation mechanisms. Deep Brain Stimulation: Indictions and Applications. , Jenny Stanford Publishing. New York. 314-338 (2016).
  5. Fins, J. J. Deep brain stimulation: Ethical issues in clinical practice and neurosurgical research. Neuromodulation. 1, 81-91 (2009).
  6. Desmoulin-Canselier, S., Moutaud, B. Animal models and animal experimentation in the development of deep brain stimulation: From a specific controversy to a multidimensional debate. Frontiers in Neuroanatomy. 13, 51(2019).
  7. Casquero-Veiga, M., Hadar, R., Pascau, J., Winter, C., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Response to deep brain stimulation in three brain targets with implications in mental disorders: A PET study in rats. PLOS One. 11 (12), 0168689(2016).
  8. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Understanding deep brain stimulation: In vivo metabolic consequences of the electrode insertional effect. BioMed Research International. 2018, 1-6 (2018).
  9. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Pascau, J., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Stimulating the nucleus accumbens in obesity: A positron emission tomography study after deep brain stimulation in a rodent model. PLOS One. 13 (9), 0204740(2018).
  10. Pascau, J., Vaquero, J. J., Abella, M., Cacho, R., Lage, E., Desco, M. Multimodality workstation for small animal image visualization and analysis. Scientific Papers. Molecular Imaging and Biology. 8, 97-98 (2006).
  11. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (1998).
  12. Roy, M., et al. A dual tracer PET-MRI protocol for the quantitative measure of regional brain energy substrates uptake in the rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (82), e50761(2013).
  13. Klein, J., et al. A novel approach to investigate neuronal network activity patterns affected by deep brain stimulation in rats. Journal of Psychiatric Research. 45 (7), 927-930 (2011).
  14. Soto-Montenegro, M. L., Pascau, J., Desco, M. Response to deep brain stimulation in the lateral hypothalamic area in a rat model of obesity: In vivo assessment of brain glucose metabolism. Molecular Imaging and Biology. , 830-837 (2014).
  15. Pascau, J., et al. Automated method for small-animal PET image registration with intrinsic validation. Molecular Imaging and Biology. 11 (2), 107-113 (2009).
  16. Andersson, J. L. R. How to estimate global activity independent of changes in local activity. Neuroimage. 244 (60), 237-244 (1997).
  17. Wellcome Trust Centre for Neuroimaging SPM12-Statitstical Parametric Mapping. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/software/spm12/ (2022).
  18. Lozano, A. M., et al. Deep brain stimulation: current challenges and future directions. Nature Reviews Neurology. 15 (3), (2019).
  19. Boecker, H., Drzezga, A. A perspective on the future role of brain pet imaging in exercise science. NeuroImage. 131, (2016).
  20. Sprengers, M., et al. Deep brain stimulation reduces evoked potentials with a dual time course in freely moving rats: Potential neurophysiological basis for intermittent as an alternative to continuous stimulation. Epilepsia. 61 (5), 903-913 (2020).
  21. Middlebrooks, E. H., et al. Acute brain activation patterns of high- versus low-frequency stimulation of the anterior nucleus of the thalamus during deep brain stimulation for epilepsy. Neurosurgery. 89 (5), 901-908 (2021).
  22. Ashkan, K., Rogers, P., Bergman, H., Ughratdar, I. Insights into the mechanisms of deep brain stimulation. Nature Reviews Neurology. 13 (9), 548-554 (2017).
  23. Williams, N. R., Taylor, J. J., Lamb, K., Hanlon, C. A., Short, E. B., George, M. S. Role of functional imaging in the development and refinement of invasive neuromodulation for psychiatric disorders. World Journal of Radiology. 6 (10), 756-778 (2014).
  24. Rodman, A. M., Dougherty, D. D. Nuclear medicine in neuromodulation. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 81-99 (2016).
  25. Albaugh, D. L., Shih, Y. -Y. I. Neural circuit modulation during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus for Parkinson's disease: what have we learned from neuroimaging studies. Brain Connectivity. 4 (1), 1-14 (2014).
  26. Mayberg, H. S., et al. Reciprocal limbic-cortical function and negative mood: Converging PET findings in depression and normal sadness. Neurology, and Radiology. 156 (5), 675-682 (1999).
  27. Kennedy, S. H., et al. Differences in brain glucose metabolism between responders to CBT and Venlafaxine in a 16-week randomized controlled trial. American Journal of Psychiatry. 164 (5), 778-788 (2007).
  28. Kennedy, S. H., et al. Changes in regional brain glucose metabolism measured with positron emission tomography after paroxetine treatment of major depression. American Journal of Psychiatry. 158 (6), 899-905 (2001).
  29. Brown, E. C., Clark, D. L., Forkert, N. D., Molnar, C. P., Kiss, Z. H. T., Ramasubbu, R. Metabolic activity in subcallosal cingulate predicts response to deep brain stimulation for depression. Neuropsychopharmacology. 45, 1681-1688 (2020).
  30. Klooster, D. C. W., et al. Technical aspects of neurostimulation: Focus on equipment, electric field modeling, and stimulation protocols. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 65, 113-141 (2016).
  31. Kasoff, W., Gross, R. E. Deep brain stimulation: Introduction and Technical Aspects. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 245-275 (2016).
  32. Perez-Caballero, L., et al. Early responses to deep brain stimulation in depression are modulated by anti-inflammatory drugs. Molecular Psychiatry. 19, 607-614 (2014).
  33. Solera Ruiz, I., UñaOrejón, R., Valero, I., Laroche, F. Craniotomy in the conscious patient. Considerations in special situations. Spanish Journal of Anesthesiology and Resuscitation. 60 (7), 392-398 (2013).
  34. Casali, M., et al. State of the art of 18F-FDG PET/CT application in inflammation and infection: a guide for image acquisition and interpretation. Clinical and Translational Imaging. 9 (4), 299-339 (2021).
  35. Gonzalez-Escamilla, G., Muthuraman, M., Ciolac, D., Coenen, V. A., Schnitzler, A., Groppa, S. Neuroimaging and electrophysiology meet invasive neurostimulation for causal interrogations and modulations of brain states. NeuroImage. 220, 117144(2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

ФДГ-ПЭТ-визуализацияметаболизм головного мозгастереотаксическая хирургияпрефронтальная кораимплантация электродовактивность нейронной сетивизуализация мозга крысыповоксельный анализ
In vivo Позитронно-эмиссионная томография для выявления паттернов активности, вызванных глубокой стимуляцией мозга у крыс
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.