Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Выполнение in vivo и ex vivo электроимпедансной миографии у грызунов

3.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63513

⸱

8 июня 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Harvard Medical School - Beth Israel Deaconess Medical Center, 2Accelerating NeuroVentures, 3Charley's Fund

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье подробно описано, как выполнить in vivo (с использованием поверхностных и игольчатых электродных массивов) и ex vivo (с использованием диэлектрической ячейки) электроимпедансную миографию на икроножной мышце грызунов. Он продемонстрирует технику как на мышах, так и на крысах и подробно расскажет о доступных модификациях (например, тучных животных, щенках).

Аннотация

Электроимпедансная миография (EIM) является удобным методом, который может быть использован в доклинических и клинических исследованиях для оценки здоровья и заболеваний мышечной ткани. EIM получают путем приложения низкоинтенсивного, направленно сфокусированного электрического тока к интересующей мышце в диапазоне частот (т.е. от 1 кГц до 10 МГц) и регистрации результирующих напряжений. Из них получают несколько стандартных компонентов импеданса, включая реактивное сопротивление, сопротивление и фазу. При выполнении измерений ex vivo на иссеченной мышце также могут быть рассчитаны присущие ткани пассивные электрические свойства, а именно проводимость и относительная диэлектрическая проницаемость. EIM широко используется у животных и людей для диагностики и отслеживания мышечных изменений при различных заболеваниях, в связи с простой атрофией неиспользования или в качестве меры терапевтического вмешательства. Клинически EIM предлагает потенциал для отслеживания прогрессирования заболевания с течением времени и оценки воздействия терапевтических вмешательств, тем самым предлагая возможность сократить продолжительность клинических испытаний и уменьшить требования к размеру выборки. Поскольку он может быть выполнен неинвазивно или минимально инвазивно на живых животных моделях, а также на людях, EIM предлагает потенциал для использования в качестве нового трансляционного инструмента, позволяющего как доклинические, так и клинические разработки. В этой статье приведены пошаговые инструкции о том, как выполнять измерения EIM in vivo и ex vivo у мышей и крыс, включая подходы к адаптации методов к конкретным условиям, например, для использования у детенышей или животных с ожирением.

Введение

Электроимпедансная миография (EIM) обеспечивает мощный метод оценки состояния мышц, потенциально позволяющий диагностировать нервно-мышечные расстройства, отслеживать прогрессирование заболевания и оценивать реакцию на терапию 1,2,3. Он может быть применен аналогично моделям болезней животных и людей, что позволяет относительно беспрепятственно переходить от доклинических к клиническим исследованиям. Измерения EIM легко получены с использованием четырех линейно расположенных электродов, причем два внешних применяют безболезненный, слабый электрический ток в диапазоне частот (обычно от 1 кГц до примерно 2 МГц), а два внутренних регистрируют результирующие напряжения1. Из этих напряжений можно получить импедансные характеристики ткани, включая сопротивление (R), меру того, насколько трудно току проходить через ткань, и реактивность (X) или «зарядоспособность» ткани, меру, связанную со способностью ткани хранить заряд (емкость). Из реактивности и сопротивления фазовый угол (θ) вычисляется с помощью следующего уравнения: figure-introduction-1, обеспечивающего единую суммативную меру импеданса. Такие измерения могут быть получены с помощью любого многочастотного биоимпедансного устройства. Поскольку миофибры по существу являются длинными цилиндрами, мышечная ткань также очень анизотропна, причем ток протекает легче вдоль волокон, чем через них 4,5. Таким образом, EIM часто выполняется в двух направлениях: с массивом, размещенным вдоль волокон таким образом, что ток проходит параллельно им, и поперек мышцы таким, что ток течет перпендикулярно им. Кроме того, при измерениях ex vivo, где известный объем ткани измеряется в измерительной ячейке импеданса, могут быть получены присущие мышце электрические свойства (т.е. проводимость и относительная диэлектрическая проницаемость)6.

Термин «нервно-мышечные расстройства» определяет широкий спектр первичных и вторичных заболеваний, которые приводят к структурным изменениям мышц и дисфункции. Это включает в себя боковой амиотрофический склероз и различные формы мышечной дистрофии, а также более простые изменения, связанные со старением (например, саркопения), атрофию неиспользования (например, из-за длительного постельного режима или микрогравитации) или даже травму7. В то время как причины многочисленны и могут исходить от двигательного нейрона, нервов, нервно-мышечных соединений или самой мышцы, EIM может быть использован для обнаружения ранних изменений в мышцах из-за многих из этих процессов и для отслеживания прогрессирования или ответа на терапию. Например, у пациентов с мышечной дистрофией Дюшенна (МДД) было показано, что EIM обнаруживает прогрессирование заболевания и реакцию на кортикостероиды8. Недавняя работа также показала, что EIM чувствителен к различным состояниям неиспользования, включая фракционную гравитацию9, как это было бы на Луне или Марсе, и эффекты старения10,11. Наконец, применяя алгоритмы прогнозирования и машинного обучения к набору данных, полученным при каждом измерении (многочастотные и зависящие от направления данные), становится возможным вывести гистологические аспекты ткани, включая размер миофибры12,13, воспалительные изменения и отек14, а также содержание соединительной ткани и жира15,16.

Несколько других неинвазивных или минимально инвазивных методов также используются для оценки здоровья мышц у людей и животных, включая игольчатую электромиографию17 и технологии визуализации, такие как магнитно-резонансная томография, компьютерная томография и ультразвук 18,19. Тем не менее, EIM демонстрирует явные преимущества по сравнению с этими технологиями. Например, электромиография регистрирует только активные электрические свойства мембран миофибры, а не пассивные свойства, и, таким образом, не может обеспечить истинную оценку мышечного состава или структуры. В определенном отношении методы визуализации более тесно связаны с EIM, так как они также предоставляют информацию о структуре и составе ткани. Но в некотором смысле они предоставляют слишком много данных, требуя детальной сегментации изображений и экспертного анализа, а не просто предоставления количественного результата. Кроме того, учитывая их сложность, методы визуализации также в значительной степени зависят от специфики как используемого аппаратного, так и программного обеспечения, что в идеале требует использования идентичных систем для сравнения наборов данных. Напротив, тот факт, что EIM намного проще, означает, что он меньше подвержен влиянию этих технических проблем и не требует какой-либо формы обработки изображений или экспертного анализа.

Следующий протокол демонстрирует, как выполнять in vivo EIM у крыс и мышей, используя как неинвазивные (поверхностный массив), так и минимально инвазивные (подкожный игольчатый массив), а также ex vivo EIM на свежеиссеченных мышцах.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных Медицинского центра Бет Исраэль Диаконисс под номерами протокола (031-2019; 025-2019). Носите надлежащее оборудование СИЗ для работы с животными и придерживайтесь руководящих принципов IACUC для всех работ с животными.

1. In vivo поверхность EIM

  1. Поместите животное в бокс для анестезии, чтобы вызвать анестезию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для крыс использовали 1,5%-3,5% изофлурана и 2 O2 л·мин-1 , а для мышей - 2% изофлурана и 1 O2 л·мин-1 .
  2. После полного обезболивания, о чем свидетельствует отсутствие реакции после защемления ноги животного, поместите мышь на скамейку в положение лежа и используйте носовой конус для поддержания анестезии с использованием 1,5% изофлурана и потока кислорода 1 л·мин-1.
  3. Поместите ногу животного для анализа под углом 45° тазобедренным суставом (колено вытянуто) и закрепите стопу медицинской лентой.
  4. Используйте машинку для стрижки волос, чтобы обрезать мех, накладывающийся на икроножную мышцу.
  5. Нанесите толстый слой крема для депиляции на кожу животного и дайте ему постоять в течение 1 мин. Затем используйте насыщенную физиологическим раствором марлю, чтобы удалить средство для депиляции. Повторяйте этот процесс до трех раз, пока не будет удален весь мех, накладывающийся на икроножную мышцу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите марлевую прокладку, смоченную в физиологическом растворе, на кожу, когда измерения не получены, чтобы предотвратить обезвоживание кожи.
  6. Подключите поверхностный массив (рисунок 1) к устройству EIM и дайте электродам покоиться на куске марли, смоченной в солевом растворе.
  7. Поместите поверхностный массив непосредственно на кожу над икроножной мышцей, ориентированной продольно к мышечным волокнам.
  8. После проверки подходящего контакта, на который указывают все полосы, появляющиеся зеленым цветом на программном обеспечении, показывающие стабильность значений сопротивления, реактивности и фазы 50 кГц, получите измерения EIM.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Кривые должны проверяться в режиме реального времени для обеспечения надлежащего сбора данных.
  9. Поверните массив поверхности на 90° и переместите его на кожу над икроножной мышцей, чтобы получить поперечные измерения (проверьте наличие зеленых полос, указывающих на стабильность).
  10. Повторите шаги 1.7, 1.8 и 1.9, чтобы получить в общей сложности четыре измерения на мышцу: два продольных и два поперечных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте средство для депиляции более одного раза (т.е. до трех применений в одном и том же случае) каждые две недели, чтобы предотвратить чрезмерное раздражение кожи и травмы. Важно выполнить измерения в течение примерно 5-10 минут после удаления крема для депиляции, поскольку развитие локализованного отека кожи, вызванного депиляционным агентом, может повлиять на собранные данные импеданса. Восстановление животных происходит сразу после прекращения изофлурановой анестезии, и процедура не требует обезболивающего лечения.

2. In vivo игольчатый массив EIM

  1. Обезболить животное и подготовить ногу, используя ту же процедуру, которая описана в шагах 1.1-1.4. Тем не менее, нет необходимости использовать депиляционное средство при выполнении in vivo EIM с использованием игольчатого массива.
  2. Подключите игольчатый массив (рисунок 2A-F) к устройству EIM и дайте ему отдохнуть в весовой лодке, содержащей солевой раствор. Проверьте возможности подключения и стабильность сигнала (обозначены зелеными полосами).
  3. Продезинфицируйте кожу и иглы спиртом. Поместите игольчатый массив в продольное положение по сравнению с миофибрами и плотно вдавите его в кожу, пока все иглы не проникнут в кожу и нижележащую мышцу до пластиковой защиты на массиве. Получение данных.
  4. Аккуратно извлеките массив и снова вставьте его через кожу и в мышцу под углом 90° относительно первого измерения, в поперечном направлении. Получение данных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании игольчатых массивов измерения следует проводить только один раз в каждом направлении, чтобы уменьшить воздействие игольчатых электродов на кожу и мышечную ткань. При возникновении кровотечения осторожно вытрите кровь перед выполнением второго измерения. Восстановление животных происходит сразу после прекращения изофлурановой анестезии, и процедура не требует обезболивающего лечения.

3. Ex vivo EIM

  1. Подготовьте диэлектрическую ячейку ex vivo (рисунок 2G,H), добавьте солевой раствор в камеру и подключите ячейку к устройству EIM для получения эталонных значений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Значения фазы и реактивного сопротивления физиологического раствора должны оставаться постоянными при нуле или около нуля, а значения сопротивления физиологического раствора должны оставаться постоянными на уровне приблизительно 100 ± 25 Ω в диапазоне частот от 1 кГц до 1 МГц.
  2. Усыплите животное в соответствии с соответствующими руководящими принципами IACUC.
  3. С помощью ножниц отрежьте кожу возле ахиллова сухожилия. Используя пинцет, потяните кожу движением вверх, чтобы раскрыть подлежащие мышцы и фасции. Аккуратно рассекните бицепс бедра, накладывая икроножную мышцу и разрезая седалищный нерв.
  4. Отрежьте ахиллово сухожилие, чтобы освободить дистальный конец икроножных и камбаловидных мышц, и осторожно потяните сухожилие вверх, используя ножницы для удаления любых прикреплений. Как только все насадки будут удалены, с помощью ножниц отрежьте ростральный конец камбаловидной мышцы и удалите его.
  5. Используйте ножницы, чтобы рассечь головки икроножной мышцы вокруг коленной чашечки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После удаления икроножной мышцы важно помнить первоначальную ориентацию миофибров.
  6. Поместите икроножную мышцу на лист зубного воска и разделите ее с помощью лезвия бритвы и линейки, чтобы получить срез 10 мм х 10 мм от центра икроножной мышцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер диэлектрической ячейки может быть настроен. Для крыс использовалась ячейка размером 10 мм x 10 мм, а для мышей — ячейка размером 5 мм x 5 мм.
  7. Используя пинцет, осторожно поместите икроножную мышцу в диэлектрические клетки, убедившись, что волокна ориентированы продольно (т. Е. Каудальные и ростральные конечности должны касаться электродов). Убедитесь, что мышца полностью соприкасается с металлическими электродами.
  8. Прикрепите верхнюю часть диэлектрической ячейки и вставьте две монополярные иглы (26 G) в два отверстия. Подключите провода от устройства EIM к ячейке ex vivo в следующем порядке: (1: I+, 2: V+, 3: V-, 4: I-, где I представляет электроды тока, а V представляет электроды напряжения). Приобретите продольное измерение.
  9. Откройте диэлектрическую ячейку и переориентируйте мышцу в поперечном направлении, повернув ее на 90°. Прикрепите верхнюю часть диэлектрической ячейки. Получите поперечное измерение.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

EIM может быть получен во многих условиях, включая поверхностные массивы in vivo (рисунок 1), игольчатые массивы in vivo (рисунок 2A-F) и диэлектрические элементы ex vivo (рисунок 2G, H).

EIM обеспечивает почти мгновенный снимок состояния мышц на основе измеренных значений импеданса. Измерения производятся быстро и приводят к пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В данной статье приведены основные методы проведения EIM у грызунов, как in vivo , так и ex vivo. Для получения надежных измерений крайне важно выполнить ряд шагов. Во-первых, нужно правильно определить интересующую мышцу, так как каждая мышца будет иметь разные реакции на заболевания, лечение и патологию. Следует помнить, что данные, полученные на одной мышце (например, икроножной мышце), не будут предоставлять ту же информацию, что и на другой мышце (например, передней большеберцовой кости). Во-вторых...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

С. Б. Рутков имеет участие и выступает в качестве консультанта и научного консультанта Myolex, Inc., компании, которая разрабатывает импедансные устройства для клинического и исследовательского использования, а также систему mView, используемую здесь. Он также является членом Совета директоров компании. Компания также имеет возможность лицензировать запатентованную импедансную технологию, изобретателем которой назван С. Б. Рутков. Другие авторы не имеют никаких других соответствующих связей или финансового участия с какой-либо организацией или учреждением, имеющим финансовый интерес или финансовый конфликт с предметом или материалами, обсуждаемыми в рукописи, кроме раскрытых.

Благодарности

Эта работа была поддержана Фондом Чарли и NIH R01NS055099.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3D-принтерFormlabs Inc.Настольный3D-принтер
3D-принтерШэньчжэнь Creality 3D Technology Co. LTDCreality Ender 3 V23D
3M Микропоровая хирургическая лентаFisher19-027761 и 19-061655модели 1530-0 и 1530-1
3M TRANSPORE хирургическая лентаFisher18-999-380 и 18-999-381модели 1527-0 и 1527-1
Соединительный разъем вертикальный 10 POS 1 мм расстояниеDigi-Key (соединительный раствор Sullins)S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)Пластиковая прокладка 1 мм отверстия для крысы in vivo матрицы показаны на рисунке 2A
Аппликаторы с ватными наконечникамиFisher22-363-172
Стоматологический воскFisherNC9377103
средство для депиляцииNAIR NAлосьон для снятия волос с смягчающим детским маслом
Dumont #7b щипцамиFine Научные инструментыNo 11270-20Используется для вскрытия, Стиль: #7b, Форма наконечника: Изогнутый, Наконечники: Стандартные, Размеры наконечника: 0,17 мм x 0,1 мм, Сплав/Материал: Inox, Длина: 11 см
Электронный цифровой штангенциркульFisher14-648-17Используется для измерения размеров икроножной мышцы
Эпоксидный клей двойной картридж 4 минуты срок службыDevconseries 14265, модель 2217Клей, использованный в матрице in vivo на крысе, показан на рисунке 2A
Диэлектрическая ячейка ex vivoИзготовленныена заказ диэлектрические элементы NA были напечатаны на 3D-принтере в лаборатории Rutkove
Graefe ЩипцыFine Science ToolsNo. 11051-10Используются для размещения и регулировки мышц, Длина: 10 см, Форма наконечника: Изогнутая, Наконечники: Зубчатые, Ширина наконечника: 0,8 мм, Размеры наконечника: 0,8 мм x 0,7 мм, Машинка
для стрижки волосизNAWahl профессиональное животное BravMini+
Impedance Animal DeviceMyolexEIM1103mView system - исследовательское устройство для электроимпедансной миографии для использования в исследованиях на животных
In vivo игольчатые матрицыCustomNAИндивидуальные матрицы с использованием подкожных игл 27 G от Ambu. Конструкция была завершена с помощью 3D-принтера в лаборатории
In vivo CustomNAМассив поверхности in vivo был напечатан и собран в лаборатории Rutkove
IsofluranePatterson Veterinary Supplies07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)Pivetal - бутылка 250 мл
Нетканая марляFisher22-028-5592 x 2 дюйма
Взвешивание полистирола ПосудаFisherS67090AРазмеры (Д x Ш x В): 88,9 мм x 88,9 мм x 25,4 мм
Лезвия бритвыFisher12-640Используется для разрезания мышц до нужных размеров, Однолезвийные лезвия из углеродистой стали
Студенческие тонкие ножницыИнструменты для тонкой наукиNo 91460-11Используются для препарирования, Наконечники: Острый-острый, Сплав/Материал: Студенческий Нержавеющая сталь, Зубчатый: Нет, Форма наконечника: Прямой, Режущая кромка: 20 мм, Длина: 11,5 см, Особенность: Подкожные иглы студенческого качества
27 G NeurolineAmbu745 12-50/24Иглы, используемые в массиве крыс in vivo, показаны на рисунке 2A
Хирургические ножницы - Острыеинструменты Fine ScienceNo. 14002-13Используются для разреза кожи, Наконечники: Острый-острый, Сплав/Материал: Нержавеющая сталь, Зубчатый: Нет, Форма наконечника: Прямой, Режущая кромка: 42 мм, Длина: 13 см
TECA ELITE монополярные игольчатые электродыNatus902-DMG50-Sдиаметром 0,46 мм (26 G). Синий хаб
Teknova 0,9% физиологический растворFisherS58151000 мл стерильный
Form 2 принтер сплава/материала Amazon

Ссылки

  1. Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).
  2. Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
  3. Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).
  4. Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
  5. Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
  6. Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
  7. Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
  8. Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
  9. Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).
  10. Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
  11. Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).
  12. Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
  13. Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
  14. Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).
  15. Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
  16. Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
  17. Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
  18. Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
  19. Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
  20. Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
  21. Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).
  22. Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
  23. Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
  24. Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
  25. Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
  26. Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
  27. Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
  28. Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
  29. Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
  30. Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
  31. Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
  32. Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Оценка здоровья мышцEIM in vivoEIM ex vivoанализ мышечной ткани грызуновмассив поверхностных электродовмассив игольчатых электродовикроножная мышцадиэлектрическая ячейкабиомаркер мышечных заболеваний
Выполнение in vivo и ex vivo электроимпедансной миографии у грызунов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.