Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Интравитреальные инъекции в ячий глаз

3.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63823

⸱

5 июля 2022 г.

 , 
1Faculty of Agriculture and Life Sciences, Lincoln University

В этой статье

Краткое содержание

Интравитреальные инъекции проводились в овечий глаз с целью доставки вирусно-опосредованной генной терапии к сетчатке.

Аннотация

Существует несколько методов доставки терапевтических средств к сетчатке, включая интравитреальное (IVT), субретинальное, супрахориоидальное, периокулярное или местное введение. Доставка препарата IVT включает инъекцию в стекловидное тело глаза, желатиновое вещество, которое заполняет заднюю камеру глаза и поддерживает форму глазного шара. Хотя путь IVT менее специфичен, чем субретинальная доставка, он гораздо менее инвазивный и широко используется в клинических условиях для ряда глазных заболеваний.

Ранее мы продемонстрировали эффективность интравитреальной доставки продукта генной терапии, опосредованного аденоассоциированным вирусом (AAV) (AAV9. CLN5) у овец с естественной формой CLN5 нейронального цероидного липофусциноза (NCL). Пораженные овцы получали генную терапию IVT в одном глазу, а другой необработанный глаз служил внутренним контролем. Структура и функция сетчатки сохранялись в обработанном глазу в течение 15 месяцев после лечения, в то время как необработанный глаз демонстрировал прогрессирующее снижение функции и тяжелую атрофию во время патологоанатомического исследования. Основываясь на исследованиях на овцах, продукт генной терапии CLN5 был одобрен в качестве кандидата в исследуемые новые препараты (IND) Управлением по контролю за продуктами и лекарствами США в сентябре 2021 года. В этой статье подробно описывается хирургический протокол доставки IVT терапевтического вирусного вектора в овечий глаз.

Введение

Несколько методов могут быть использованы для доставки терапевтических агентов к сетчатке, включая интравитреальное (IVT), субретинальное, супрахороидальное, периокулярное или местное введение. Каждый путь введения включает преодоление барьеров, таких как барьер крови-сетчатки или внутренняя и внешняя ограничивающие мембраны, и имеет различные показатели эффективности в зависимости от доставляемого препарата и конкретной мишенисетчатки 1,2.

Доставка препарата IVT включает инъекцию в стекловидное тело глаза, студенистое вещество, которое занимает заднюю камеру глаза. Основная функция стекловидного тела заключается в поддержании формы глазного шара и удержании глазных тканей, таких как хрусталик и сетчатка, на месте. Стекловидное тело состоит в основном из воды, с небольшим количеством коллагена, гиалуроновой кислоты и других неколлагеновых белков3. Инъекция IVT является простой и распространенной процедурой, обычно используемой для лечения широкого спектра глазных состояний, включая возрастную макулярную дегенерацию, диабетический макулярный отек, диабетическую ретинопатию, окклюзию вен сетчатки и несколько наследственных дистрофий сетчатки 4,5.

Нейрональные цероидные липофусцинозы (NCL; Болезнь Баттена) представляют собой группу смертельных лизосомальных заболеваний хранения, которые вызывают тяжелую дегенерацию мозга и сетчатки. В настоящее время известно 13 вариантов NCL, возникающих в результате мутаций в различных генах (CLN1-8, CLN10-14), которые преимущественно поражают детей, но имеют различный возраст начала и тяжесть заболевания6. НКЛ имеют общие прогрессирующие симптомы, включая когнитивное и двигательное снижение, судороги и потерю зрения. Не существует лекарства от NCL; тем не менее, ферментозаместительная терапия, направленная на мозг, в настоящее время находится в клинических испытаниях для болезни CLN2 7,8, а генная терапия, опосредованная AAV, показала большие перспективы в доклинических исследованиях, а клиническое испытание генной терапии CLN5, как ожидается, начнется в 2022 году 9,10.

Многие другие виды развивают естественные формы NCL, включая кошек, собак, овец и коров. Две модели NCL овец в настоящее время активно изучаются в Новой Зеландии: модель болезни CLN5 у овец Бордердейла и модель болезни CLN6 у овец Южного Гемпшира. Пораженные овцы проявляют многие клинические и патологические особенности заболевания человека, включая атрофию сетчатки и потерю зрения10,11. Хотя генная терапия CLN5, направленная на мозг, у овец с болезнью CLN5 может предотвратить или остановить атрофию мозга и клиническое снижение, обработанные овцы все еще теряют зрение9. Это подчеркнуло необходимость лечения сетчатки для сохранения зрения и поддержания лучшего качества жизни, что привело к созданию протокола для глазной генной терапии у овец.

Овечий глаз представляет собой хорошую модель человеческого глаза из-за его сходства в размерах глазного шара, объеме стекловидного тела иструктуре сетчатки 10,12,13. В этой статье подробно описывается хирургический протокол доставки IVT небольшого объема (≤100 мкл) терапевтического вирусного вектора в овечий глаз.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные протоколы были одобрены комитетом по этике животных Университета Линкольна и соответствуют руководящим принципам Национального института здравоохранения США по уходу и использованию животных в исследованиях и Закону о благополучии животных Новой Зеландии (1999). Овцы Бордердейл были диагностированы при рождении14 лет и содержались на исследовательских фермах Университета Линкольна. Три 3-месячных гомозиготных (CLN5-/-) овца получили одну инъекцию IVT в левый глаз, причем необработанный правый глаз действовал как внутренний контроль. Данные электроретинографии и патологии сравнивались с историческими здоровыми и пораженными контрольными данными. Вирусный вектор, использованный в этом исследовании, представлял собой самокомплементарный аденоассоциированный вирус серотипа 9, содержащий промотор бета-действия курицы (CBh) и оптимизированную для кодона овец CLN5 (scAAV9/CBh-oCLN5opt). Вирусный вектор был предоставлен Университетом Северной Каролины Vector Core, NC, США.

1. Предоперационная работа

  1. Автоклав хирургического набора (рисунок 1).
  2. Голодайте овец в течение 24 ч перед операцией.
  3. Записывайте живой вес перед операцией.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Комплект для интравитреальной хирургии. Инструменты, необходимые для операции IVT, включают (1) зеркало для удержания век открытыми и (2) пару изогнутых щипцов для захвата бульбарной конъюнктивы и вращения глаза. (3) Гемостат прямого носа также включен в качестве альтернативного инструмента для захвата бульбарной конъюнктивы и удержания глаза на месте, если он откатился обратно на глазную орбиту. Этот набор автоклавируется перед операцией. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

2. Хирургическая процедура

  1. Сдерживайте животное и с помощью электронных кусачек сбривайте шерсть с одной стороны шеи над яремной веной.
  2. Закупорите яремную вену, оказав давление на основание яремной бороздки и визуализируйте приподнятую вену.
  3. Вытяните соответствующее количество диазепама (0,3 мг/кг) и кетамина (7,5 мг/кг) в стерильный шприц и приложите стерильную иглу весом 20 г. Вставьте иглу в яремную вену и осторожно потяните обратно на поршень, чтобы убедиться, что кровь поступает в концентратор, а игла находится внутри вены. После подтверждения индуцируют путем внутривенного (яремного) введения.
  4. Сразу после индукции поместите животное в спинное лежание, вытяните шею и держите язык вверх и вперед, используя ларингоскоп для визуализации гортани. Выполните эндотрахеальную интубацию, аккуратно вставив эндотрахеальную трубку (размер 6,0-9,0 в зависимости от размера овцы) между голосовыми связками, когда животное выдыхает. Немедленно надуйте эндотрахеальную манжету и закрепите трубку завязкой вокруг нижней челюсти. Подтвердите поток воздуха через трубку.
  5. Переложите овцу на хирургический стол и поместите ее в боковое отделение.
  6. Немедленно подключите эндотрахеальную трубку к шлангам анестезиологического аппарата для доставки изофлурана в 100% кислороде. Первоначально начинают с 3%-4% изофлурана, а затем уменьшают до 2%-3% для поддержания. Наблюдайте за спонтанной вентиляцией овец.
  7. Мониторинг частоты сердечных сокращений (пульса), частоты дыхания, насыщения кислородом, конечных приливных уровней CO2 и ректальной температуры тела на протяжении всей процедуры. Физиологические значения этих параметров у обезболенных овец (переменные, но используются в качестве ориентира) см. в таблице 1 .
  8. Поместите большую, стерильную, квадратную драпировку на хирургическую операционную тележку, а затем стерильные инструменты.
  9. Поместите стерильную, фенестрированную хирургическую драпировку над глазом для инъекции.
  10. Асептически дезинфицировать глаза с помощью стерильного шприца объемом 20 мл для орошения глаз 1-5% раствором повидона-йода.
  11. Нанесите 1-2 капли Alcaine 0,5% W/V офтальмологического раствора, в качестве местного анестетика, на глаза.
  12. Поднесите зеркало глаза Nopa Barraquer-Colibri (10 мм) к векам, чтобы держать глаза открытыми.
  13. Захватите бульбарную конъюнктиву на дорсолатеральном аспекте глаза щипцами и вращайте глазной шар вентромедиально.
СознательныйПод наркозомРекомендуемая критическая точка вмешательства
Частота сердечных сокращений (уд/мин)от 50-80 (отдых) до 280 (активный)50-80<50, >100
Частота дыхания (вдох/мин)15-40 (отдых) до 350 (перегрев)10-30<8, >40
Насыщение кислородом (мм рт.ст.)95-10098-100<90
Конечный прилив CO2 (мм рт.ст.)35-4535-45>55
Температура тела (°C)38.5-39.538.5-39.5<36, >40

Таблица 1: Физиологические значения параметров, подлежащих мониторингу у обезболенных овец.

3. Вирусная подготовка

  1. Храните векторные аликвоты AAV при температуре −80 °C до использования.
  2. В день операции разморозьте необходимое количество флаконов для доставки ИВТ на льду.
  3. Непосредственно перед введением вихрь вирусной векторной аликвоты и центрифуги при 400 × г в течение 10 с для сбора содержимого.
  4. Разбавьте каждый вирусный вектор аликвоты в стерильно-фильтрованном 1x фосфатно-буферном физиологическом растворе (PBS) до желаемой дозы в конечном объеме 100 мкл. Подготовьте векторные разведения в стерильной 1,5 мл низкобелковосвязывающей микроцентрифуги с использованием стерильных фильтрующих наконечников пипеток. Утилизируйте все расходные материалы, контактировавшие с вирусным переносчиком, в дезинфицирующем растворе (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В оригинальной публикации15 указана доза терапевтического средства (AAV9. CLN5) составил 1,9 х 1010 вирусных геномов. Рекомендуемая дозировка будет варьироваться в зависимости от вводимого терапевтического средства; поэтому дозировка не была включена в стандартный протокол, представленный здесь.
  5. Нарисуйте все 100 мкл векторного препарата AAV в стерильный шприц объемом 1 мл с постоянно прикрепленной иглой 28 G x 1/2 для немедленной инъекции. Убедитесь, что продолжительность времени от приготовления до инъекции составляет менее 2 мин.

4. Вирусное введение

  1. Вставьте иглу примерно на 7 мм сзади к склере в боковом аспекте глаза и под углом кзади, чтобы избежать хрусталика (рисунок 2 и рисунок 3). Вводят однократную инъекцию 100 мкл в виде болюса как можно ближе к сетчатке, не нарушая поверхность сетчатки.
  2. Промыть глаза примерно 10-15 мл 1-5% раствора повидона-йода с последующим 10 мл физиологического раствора перед удалением зеркала и драпировки.
  3. Переверните овцу и повторите другим глазом, если это необходимо.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Вентромедиальное вращение глазного шара. (А) Захватите бульбарную конъюнктиву с незубчатыми щипцами и (Б) вращайте вентромедиально (т.е. вниз и к морде), чтобы обнажить дорсолатеральную поверхность глаза для инъекции. Сокращения: V = вентральный, D = дорсальный, M = медиальный, L = латеральный. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-protocol-3
Рисунок 3: Расположение и глубина впрыска. Игла вводится в дорсолатеральный аспект глазного шара, а в глаз вводится вся длина ствола иглы (0,5 дюйма / 12,7 мм). Обратите внимание на угол иглы к задней части глаза, чтобы избежать хрусталика и сделать инъекцию как можно ближе к сетчатке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

5. Послеоперационное лечение

  1. По завершении процедуры прекратите ингаляционную анестезию газом изофлуран, промойте линию 100% кислородом, отсоедините шланг от эндотрахеальной трубки и переведите овец в послеоперационную палату.
  2. Поместите овец в стернальную ложбину, подвернув ноги под нее, и следите за полным выздоровлением. Убедитесь, что рот животного очищен от любых препятствий.
  3. При соблюдении глотательного рефлекса частично сдувают манжету эндотрахеальной трубки и аккуратно вынимают трубку изо рта.
  4. Вводят внутримышечное нестероидное противовоспалительное средство в мышцу бицепса бедра задней конечности, подкожные антибиотики на стороне шеи или за плечом и 0,5% хлорамфеникол глазных капель на поверхность глазного шара.
  5. Обеспечьте воду и пищу (гранулы люцерны и плевелы), как только овца сможет стоять без посторонней помощи.
  6. Вводят 0,5% хлорамфеникол глазных капель 2-3 в день в течение 7 дней после операции.
  7. Держите овец в помещении на ночь, прежде чем вернуться в открытый загон примерно через 24 часа после операции.
  8. Записывайте ректальные температуры ежедневно в течение 3 недель. Следите за любыми изменениями пульса или частоты дыхания, потреблением пищи, нейроповедением, температурой тела, весом, осанкой, здоровьем глаз и клиническими признаками плохого самочувствия. Обратитесь за соответствующей ветеринарной помощью, если есть какие-либо признаки неблагоприятных событий.

6. Оценка эффективности in vivo

  1. Если целью инъекции IVT является сохранение зрения, контролируйте эффективность in vivo с помощью таких методов, как тестирование лабиринта или электроретинография (ERG) для оценки функции клеток сетчатки или оптическая когерентная томография (OCT) для оценки структуры сетчатки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти показатели эффективности были хорошо описаны после генной терапии IVT 11,15,16.

7. Посмертный анализ тканей

  1. Выполните эвтаназию овец одобренным методом в соответствующей конечной точке после интравитреальной инъекционной операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предлагаемые методы эвтаназии, такие как внутривенное введение ветеринарных препаратов для эвтаназии или проникающий болт в шейный отдел позвоночника с последующим быстрым экссангинацией, подробно описаны в другом месте15,16.
  2. Собирайте шары с овечьими глазами с помощью хирургических острых / тупых изогнутых ножниц. Отрежьте боковой и медиальный кантус, чтобы увеличить отверстие глазницы, а затем систематически разрезайте конъюнктивальные складки, соединительную ткань, мышцы и зрительный нерв, чтобы освободить глазной шар от гнезда.
  3. Погружение -фиксация неповрежденных, энуклеированных глазных глобусов в 10% формалине в течение 2 ч с последующей постфиксацией в растворе Буэна в течение 4 ч, делая небольшой (0,5 см) разрез в склере для обеспечения достаточной перфузии. Кроме того, можно зафиксировать глазные шары в растворе Дэвидсона в течение 48 ч.
  4. Обрабатывайте участки тканей глаза с помощью обычного встраивания и разрезания парафинового воска на 3-5 мкм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Процедуры окрашивания гематоксилина и эозина (H&E) и иммуногистохимического анализа были описаны ранее15,16.
  5. Оцените эффективность в посмертной ткани с помощью таких показателей, как общая толщина сетчатки, толщина слоя сетчатки, количество клеточных рядов наружного ядерного слоя и иммуногистохимическое окрашивание для типов клеток сетчатки, глии сетчатки или белков, представляющих интерес.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Протоколы для этих анализов см. в предыдущих публикациях15,16.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Эффективность доставки IVT вектора генной терапии CLN5 в ослаблении дисфункции и дегенерации сетчатки у овец с CLN5 NCL ранее была продемонстрирована этой исследовательской группой15. Пораженные овцы получали одну инъекцию 100 мкл IVT CLN5, упакованную в вектор AAV серотипа 9 (AAV9) (AAV9). CLN5) в один глаз, при этом контралатеральный глаз служит необработанным внутренним контролем. Зрение оценивали ежемесячно с возраста при инъекции (3 месяца) до терминальной стадии заболевания (18 месяцев). Пос...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Интравитреальные инъекции являются одной из наиболее распространенных хирургических процедур в офтальмологии человека и доказали свою эффективность в доставке AAV-опосредованной генной терапии к сетчатке овец. Ранее мы продемонстрировали эффективность AAV9. Генная терапия CLN5 проводилась интравитреально при ослаблении дисфункции и дегенерации сетчатки у овец с помощью CLN5 NCL15. Есть надежда, что перевод этого пути введения пациентам с НКЛ также окажется полезным.

Про...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить доктора Стива Хипа (BVSc, CertVOphthal) за его помощь в установлении этого протокола и выполнении инъекций, описанных Murray et al.15. Авторы также признают финансирование со стороны CureKids New Zealand, Кентерберийского фонда медицинских исследований, Neurogene Inc и Ассоциации поддержки и исследований болезни Баттена.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 мл Безопасный шприц с низким мертвым пространством и постоянно прикрепленной 0,5-дюймовой иглойFisher Scientific, Окленд, Новая Зеландия05-561-28Covidien Monoject Tuberculin Safety шприц или аналогичный
1,5 мл микроцентрифужная пробиркаSigma AldrichHS4323Автоклав пробирки для стерилизации перед использованием
Анестезиологический аппарат с газовой скамьей и монитором Hyvet Anesthesia, Крайстчерч, Новая Зеландия
Антибиотик глазные капли Teva Pharma Ltd, Окленд, Новая ЗеландияКоммерческое название: Chlorafast (0,5% хлорамфеникол)
BrightMount plus антивыцветающая монтажная средаAbcam, Кембридж, Великобританияab103748
DAPI (4′ ,6-диамидино-2-фенилиндола дигидрохлорид)Sigma Aldrich, Сент-Луис, Миссури, США10236276001
Диазепам седативное средствоIlium, Troy Laboratories Pty Ltd, Тауранга, Новая Зеландия5 мг/мл
Эндотрахеальные трубкиFlexicare Medical Ltd, Mountain Ash, UnitedKingdom Standard, с манжетой. Размеры 7, 7,5 или 8 в зависимости от размера овцы
Глазное зеркалоCapes Medical Ltd, Тауранга, Новая ЗеландияKP151/14Nopa Barraquer-Colibri (10 мм)
Фенестрированная хирургическая простыняAmtech Medical Ltd, Уонгануи, Новая ЗеландияDI583Или аналогичная 
Фильтрующие наконечникиInterlab, Окленд, Новая Зеландия10, 200 и 1,000 &микро; Л 
Раствор формальдегида (37%)Fisher Scientific, Окленд, Новая ЗеландияAJA809-2.5PLСоставляйте до 10% в дистиллированной воде с 0.9%
NaCl Goat anti-rabbit Alexa Fluor 594Invitrogen Carlsbad, CA, США  A-11012Применение в разведении 1:500
Изофлурана анестетикAttane, Bayer Animal Health, Окленд, Новая Зеландия
Кетамин HCl анестетик/анальгетикPhoenixPharm Distributors Ltd, Окленд, Новая Зеландия100 мг/мл
Ларингоскоп (ветеринарный)KaWe Medical, ДанияMiller C лезвие, размер 2
иглы Capes Medical Ltd, Тауранга, Новая Зеландия302025BD Иглы для подкожных инъекций, или аналогичные
нестероидные противовоспалительныеBoehringer Ingelheim (NZ) Ltd, Окленд, Новая Зеландия49402/008Коммерческое название: Metacam 20 (20 мг/мл мелоксикам)
Беззубчатые щипцыCapes Medical Ltd, Тауранга, Новая ЗеландияAB864/16Или аналогичные 
Беззубчатый гемостатCapes Medical Ltd, Тауранга, Новая ЗеландияAA150/12Или аналогичный 
Нормальная козья сывороткаThermo Fisher Scientific, Крайстчерч, Новая Зеландия16210072
кислород (медицинский)BOC Gas, Крайстчерч, Новая ЗеландияD2 баллон, код газа 180
Фосфат буферизированный солевой раствор Thermo Fisher Scientific, Крайстчерч, Новая Зеландия10010023Стерильный, фильтрованный
раствор повидона-йодаCapes Medical Ltd, Тауранга, Новая Зеландия005835Коммерческое название: Бетадин (10% повидон-йод)
Кролик против коровьего глиального фибриллярного кислого белка (GFAP)Dako, Glostrup, ДанияZ0334Использование в разведении 1:2,500
Самокомплементарный аденоассоциированный вирус серотипа 9, содержащий промотор бета-действия курицы (CBh) и оптимизированный для кодонов овец CLN5Университет Северной Каролины Вектор Кор, Северная Каролина, США.scAAV9/CBh-oCLN5opt
Sodium Chloride 0,9% раствор для внутривенного введенияCapes Medical Ltd, Тауранга, Новая ЗеландияAHB1322Коммерческое название: Солевой раствор 
Подкожные антибиотикиIntervet Schering Plough Animal Health Ltd, Веллингтон, Новая ЗеландияКоммерческое название: Duplocillin LA (150 000 МЕ/мл прокаинового пенициллина и 115 000 МЕ/мл бензатин пенициллина)
Хирургические острые тупые изогнутые ножницы Capes Medical Ltd, Тауранга, Новая ЗеландияSSSHBLC130
Terumo Syringe Luer LockAmtech Medical Ltd, Whanganui, Новая ЗеландияSH159/SH160Стерильные шприцы; 10 мл для приготовления индукционных препаратов, 20 мл для приготовления физиологического раствора
Virkon Disinfectant PowderEBOS Group Ltd, Крайстчерч, Новая Зеландия28461115

Ссылки

  1. Himawan, E., et al. Drug delivery to retinal photoreceptors. Drug Discovery Today. 24 (8), 1637-1643 (2019).
  2. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Ocular therapies for neuronal ceroid lipofuscinoses: More than meets the eye. Neural Regeneration Research. 17 (8), 1755-1756 (2022).
  3. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Progress in Retinal and Eye Research. 19 (3), 323-344 (2000).
  4. Grzybowski, A., et al. update on intravitreal injections: Euretina expert consensus recommendations. Ophthalmologica. 239 (4), 181-193 (2018).
  5. Pavlou, M., et al. Novel AAV capsids for intravitreal gene therapy of photoreceptor disorders. EMBO Molecular Medicine. 13 (4), 13392(2021).
  6. Kousi, M., Lehesjoki, A. -E., Mole, S. E. Update of the mutation spectrum and clinical correlations of over 360 mutations in eight genes that underlie the neuronal ceroid lipofuscinoses. Human Mutation. 33 (1), 42-63 (2012).
  7. Wibbeler, E., et al. Cerliponase alfa for the treatment of atypical phenotypes of CLN2 disease: A retrospective case series. Journal of Child Neurology. 36 (6), 468-474 (2021).
  8. Schulz, A., et al. Study of intraventricular cerliponase alfa for CLN2 disease. The New England Journal of Medicine. 378 (20), 1898-1907 (2018).
  9. Mitchell, N. L., et al. Longitudinal in vivo monitoring of the CNS demonstrates the efficacy of gene therapy in a sheep model of CLN5 Batten disease. Molecular Therapy. 26 (10), 2366-2378 (2018).
  10. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Natural history of retinal degeneration in ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Scientific Reports. 12 (1), 3670(2022).
  11. Russell, K. N., Mitchell, N. L., Wellby, M. P., Barrell, G. K., Palmer, D. N. Electroretinography data from ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Data in Brief. 37, 107188(2021).
  12. Shafiee, A., McIntire, G. L., Sidebotham, L. C., Ward, K. W. Experimental determination and allometric prediction of vitreous volume, and retina and lens weights in Göttingen minipigs. Veterinary Ophthalmology. 11 (3), 193-196 (2008).
  13. Shinozaki, A., Hosaka, Y., Imagawa, T., Uehara, M. Topography of ganglion cells and photoreceptors in the sheep retina. The Journal of Comparative Neurology. 518 (12), 2305-2315 (2010).
  14. Frugier, T., et al. A new large animal model of CLN5 neuronal ceroid lipofuscinosis in Borderdale sheep is caused by a nucleotide substitution at a consensus splice site (c.571+1G>A) leading to excision of exon 3. Neurobiology of Disease. 29 (2), 306-315 (2008).
  15. Murray, S. J., et al. Intravitreal gene therapy protects against retinal dysfunction and degeneration in sheep with CLN5 Batten disease. Experimental Eye Research. 207, 108600(2021).
  16. Ross, M., et al. Outer retinal transduction by AAV2-7m8 following intravitreal injection in a sheep model of CNGA3 achromatopsia. Gene Therapy. , (2021).
  17. Boyd, R. F., et al. Photoreceptor-targeted gene delivery using intravitreally administered AAV vectors in dogs. Gene Therapy. 23 (2), 223-230 (2016).
  18. Dalkara, D., et al. In vivo-directed evolution of a new adeno-associated virus for therapeutic outer retinal gene delivery from the vitreous. Science Translational Medicine. 5 (189), (2013).
  19. Gearhart, P. M., Gearhart, C., Thompson, D. A., Petersen-Jones, S. M. Improvement of visual performance with intravitreal administration of 9-cis-retinal in Rpe65-mutant dogs. Archives of Ophthalmology. 128 (11), 1442-1448 (2010).
  20. Ross, M., et al. Evaluation of photoreceptor transduction efficacy of capsid-modified adeno-associated viral vectors following intravitreal and subretinal delivery in sheep. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 719-729 (2020).
  21. Kotterman, M. A., et al. Antibody neutralization poses a barrier to intravitreal adeno-associated viral vector gene delivery to non-human primates. Gene Therapy. 22 (2), 116-126 (2015).
  22. Whitehead, M., Osborne, A., Yu-Wai-Man, P., Martin, K. Humoral immune responses to AAV gene therapy in the ocular compartment. Biological Reviews. 96 (4), 1616-1644 (2021).
  23. Yun, C., Oh, J., Hwang, S. -Y., Kim, S. -W., Huh, K. Subconjunctival hemorrhage after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (9), 1465-1470 (2015).
  24. Christensen, L., Cerda, A., Olson, J. L. Real-time measurement of needle forces and acute pressure changes during intravitreal injections. Clinical & Experimental Ophthalmology. 45 (8), 820-827 (2017).
  25. Allmendinger, A., Butt, Y. L., Mueller, C. Intraocular pressure and injection forces during intravitreal injection into enucleated porcine eyes. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 166, 87-93 (2021).
  26. Ross, M., Ofri, R. The future of retinal gene therapy: Evolving from subretinal to intravitreal vector delivery. Neural Regeneration Research. 16 (9), 1751-1759 (2021).
  27. Henein, C., et al. Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes. Pharmaceutics. 11 (8), 371(2019).
  28. Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes. PloS One. 16 (8), 0256344(2021).
  29. Willekens, K., et al. Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).
  30. Peynshaert, K., Devoldere, J., De Smedt, S. C., Remaut, K. In vitro and ex vivo models to study drug delivery barriers in the posterior segment of the eye. Advanced Drug Delivery Reviews. 126, 44-57 (2018).
  31. Kiss, S. Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery. Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).
  32. Kleine Holthaus, S. -M., et al. Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).
  33. Kleine Holthaus, S. -M., et al. Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease. Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Доставка лекарственных средств в сетчаткугенная терапиядегенерация сетчаткиэлектроретинографический анализгистология сетчаткиглиальный фибриллярный кислый белокдоставка вирусных векторовнейрональный цероидный липофусциноз
Интравитреальные инъекции в ячий глаз
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.