Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Изготовление высокооткрытых пористых микросфер (HOPM) с помощью микрофлюидной технологии

2.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63971

⸱

16 мая 2022 г.

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Biomaterials and Tissue Engineering, Huaqiao University, 2Fujian Provincial Key Laboratory of Biochemical Technology, Huaqiao University, 3Affiliated Dongguan Hospital, Southern Medical University, 4Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

В этой статье

Краткое содержание

Настоящий протокол описывает изготовление высокооткрытых пористых микросфер (HOPM) на основе поли(молочно-ко-гликолевой кислоты) с помощью легкой микрофлюидной технологии на основе одноэмульсионной композиции. Эти микросферы имеют потенциальное применение в тканевой инженерии и скрининге лекарств.

Аннотация

По сравнению с объемными каркасами и прямой инъекцией только клеток, инъекционные модульные блоки вызвали огромный интерес к восстановлению неисправных тканей из-за удобства в упаковке клеток, улучшенного удержания клеток и минимальной инвазивности. Кроме того, пористая конформация этих микромасштабных носителей может улучшить обмен среды и улучшить уровень питательных веществ и кислорода. Настоящее исследование иллюстрирует удобное изготовление высокооткрытых пористых микросфер (PLGA-HOPM) на основе поли(молочно-когликолевой кислоты) с помощью легкой микрофлюидной технологии для приложений доставки клеток. Полученные монодисперсные PLGA-HOPM обладали размерами частиц ~400 мкм и открытыми порами ~50 мкм со смежными окнами. Вкратце, эмульгированные капли масла (раствор PLGA в дихлорметане, DCM), обернутые 7,5% (мас./об.) желатиновой водной фазой, вводили в 1% (мас./об.) непрерывно протекающий поли(виниловый спирт) (ПВА) водный раствор через коаксиальное сопло в настраиваемой микрофлюидной установке. Впоследствии микросферы были подвергнуты процедурам экстракции растворителем и лиофилизации, что привело к образованию HOPM. Примечательно, что различные составы (концентрации PLGA и порогена) и параметры обработки (эмульгирующая сила, игольчатый датчик и скорость потока дисперсной фазы) играют решающую роль в качествах и характеристиках полученных PLGA HOPM. Более того, эти архитектуры могут потенциально инкапсулировать различные другие биохимические сигналы, такие как факторы роста, для расширенного открытия лекарств и регенерации тканей.

Введение

Микросферы, нагруженные клетками, предлагают благоприятные преимущества, такие как повышенная способность удерживать клетки in situ, эффективная доставка клеток и последующая способность к пролиферации клеток in vivo1. На сегодняшний день были проведены многочисленные исследования для разработки успешной структуры строительных лесов для поддержки благоприятной среды для клеток для регенерации тканей или применения скрининга лекарств2. Тем не менее, гипоксия среды часто неизбежна в интерьерах из-за недостаточного снабжения питательными веществами / кислородом и накопления метаболических отходов3. Для преодоления этих проблем разработаны высокопористые микросферы (ПМ) с использованием различных биоматериалов 4,5,6. Кроме того, в динамической культуре каркасы страдают от чрезмерного напряжения сдвига7, и нестабильное состояние питательной среды может нарушить точность ПМ. В качестве альтернативы, поли(молочно-со-гликолевая кислота) (PLGA) может быть использована для обработки ПМ с хорошей механической прочностью для динамической культуры1. Например, мы продемонстрировали совместную инъекцию полых микростержней PLGA (HOPM), нагруженных миобластами мыши (C2C12), и полых микрородок, наполненных поли(этиленгликолем) пупочной вены человека (HUVEC), для лечения потери объемных мышц, достигнув значительного улучшения регенерации скелетных мышц in situ 8.

Примечательно, что ПМ характеризуются большой площадью поверхности и высокой пористостью, что представляет особый интерес для клеточной адгезии и роста в направлении минимально инвазивной доставки клеток9. С учетом этих аспектов для изготовления ПМ10,11 были использованы различные биосовместимые материалы. Эти кондиционируемые ПМ, кокутивные с клетками, обеспечивают отличную адгезию, значительную механическую прочность и тесно взаимосвязанные окна, которые могут улучшить пролиферацию клеток для восстановления поврежденных тканей12. В связи с этим также были разработаны различные технологии изготовления пористых сфер 13,14. С одной стороны, ПМ производились с использованием газообразующих агентов, таких как NH4HCO3, которые были ограничены из-за недостаточной взаимосвязанности 15,16,17. С другой стороны, ПМ были непосредственно срезаны после эмульгирования, что привело к полидисперсным ПМ18. В конце концов, микрофлюидная технология капель, основанная на эмульсионно-шаблонном подходе, возможно, является эффективным методом построения ПМ, поскольку она часто приводит к образованию частиц однородного размера19. Примечательно, что морфологические характеристики микросфер часто зависят от качества образующихся капель эмульсии (т.е. вода в масле, W/O или масло-in-water, O/W), что может существенно влиять на атрибуты биоматериалов20. Стоит отметить, что предварительно разработанная микрофлюидная платформа может быть применена для генерации микроволокон или микросфер. В качестве примера Yu et al. продемонстрировали производство нагруженных клетками микрофиброзных структур на основе микрофлюидных платформ на основе капилляров, которые могут быть использованы для сборки клеточных сетей для имитации естественных тканей21. В другом случае Ye et al. изготовили фотонные кристаллические микрокапсулы путем шаблонной репликации коллоидных кристаллических шариков кремнезема с помощью микрофлюидных технологий, которые могли бы преодолеть многие ограничения современных методов, требующих сложной маркировки и специального устройства22.

Действительно, обоснование использования этого метода обусловлено различными преимуществами, такими как легкость по своей природе, отсутствие сложного оборудования и удобство синтеза ПМ одинакового размера для доставки клеток и регенеративной медицины. В этом контексте, с предварительно разработанными компонентами эмульсии-шаблонизации, ПМ с высокой пористостью и взаимосвязанностью могут быть удобно получены из микрофлюидного устройства, собранного из поли(винилхлоридной) (ПВХ) трубки, стеклянного капилляра и иглы. Эмульсия-предшественник W/O получают путем гомогенизации водного раствора желатина и органического раствора PLGA. Путем селективного введения соответствующей части эмульсии в микрофлюидную платформу изготавливаются ПМ с одинаковыми размерами частиц и взаимосвязанными порами по всей поверхности вглубь. Настоящий протокол направлен на изготовление PLGA-HOPM путем эмульсии-шаблонизации в микрофлюидной платформе. Считается, что этот протокол позволяет воспроизводить производство PLGA-HOPM и потенциально будет применим в смежных областях тканевой инженерии и скрининга лекарств.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Приготовление растворов

  1. Подготовьте раствор ПВА заранее, нагревая раствор ПВА на водяной бане при температуре 80 °C и затем помещая его в холодильник при 4 °C. Охладить до комнатной температуры (RT) для экспериментального использования.
  2. Готовят эмульсию-предшественник путем добавления водного раствора желатина (1 мл, 7,5%, мас./об.) в органическую фазу PLGA (2 мл, 2%, мас./об.в дихлорметана, DCM) (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, микрофлюидная технология включает в себя различные фазы для формирования микросфер. Непрерывная или сборная фаза содержит водный поли(виниловый спирт) (ПВА, 600 мл, 1%, мас./об.).

2. Сборка капельных микрофлюидных устройств и изготовление PLGA-HOPM

ПРИМЕЧАНИЕ: Расходные материалы, необходимые для этой сборки, перечислены в Таблице материалов.

  1. Настройте сборку генератора капель.
    1. Сконструируйте копоточный микрофлюидный генератор с использованием стеклянного капилляра (OD, 1 мм), трубок из ПВХ (ID, 1 мм) и дозирующей иглы 26 G.
    2. Соедините стеклянный капилляр с концом трубки ПВХ и затем проколите иглой при соединении вышеуказанной структуры.
    3. Поместите другой конец трубки из ПВХ в непрерывную фазу во время генерации капель. Используя УФ-клей, заделайте зазоры в стыке после отверждения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Игла должна быть изогнута примерно на 45° для удобного прокалывания трубки из ПВХ, а точка иглы растягивается в капиллярную трубку, чтобы сформировать коаксиальную структуру.
  2. Подготовьте капельную микрофлюидную платформу.
    1. Используйте два шприцевых насоса, как показано на рисунке 1. Используйте шприц объемом 50 мл для загрузки непрерывной фазы и шприц объемом 5 мл для образования эмульсии.
    2. Установите скорость потока непрерывной и дисперсионной фаз на уровне 2 мл/мин и 0,08 мл/мин соответственно.
    3. Поместите стакан объемом 500 мл в ледяную ванну и наполните его предварительно охлажденным водным раствором ПВА (этап 1.1).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Конец стеклянного капилляра должен быть погружен в фазу сбора. Предлагается перемешивать (1 ч, 60 об/мин) надводное вещество фазы сбора со стеклянным стержнем после образования эмульсий-капель в платформе. Капли эмульсии образуются на кончике иглы. В общем, датчик иглы влияет на размер PM, в котором меньший калибр соответствует меньшему размеру PM. Кроме того, диаметр пор в основном коррелирует с концентрацией порогена, способной увеличиваться с соответствующей концентрацией желатина1.
  3. Выполняют эмульгирование и генерацию капель.
    1. Приготовьте эмульсию, выполнив следующие действия.
      1. Готовят эмульсию путем немедленного декантирования водного желатинового раствора в раствор DCM PLGA (этап 1.2) и эмульгирования с помощью ультразвукового устройства (см. Таблицу материалов).
      2. Отрегулируйте ультразвуковую мощность до 400 Вт и установите общее время обработки как 90 с (интервал 2 с, ультразвуковая обработка 1 с), сопровождаемая постоянным изменением положения зонда вручную.
      3. Стабилизируйте полученную эмульсию для отсасывания шприца и образования капель примерно через 20 мин.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите зонд ультразвукового выключателя ячеек в интерфейс масло-вода. Рекомендуется не допускать контакта ультразвукового зонда с контейнером.
    2. Выполните генерацию капель.
      1. Быстро загрузить приготовленную эмульсию (стадия 2.3.1) в шприц 5 мл микрофлюидной платформы после ультразвуковой обработки.
      2. Вводят нестабильную В/О эмульсию (находящуюся в процессе фазового разделения) в микрофлюидное устройство в виде прерывистой фазы. В то же время используют водный раствор ПВА в качестве непрерывной фазы.
      3. Соберите микросферы, содержащие эмульсию, в нижней части сборного стакана (ПВА, 1%, мас./об.) после введения соответствующих порций эмульсии в микрофлюидное устройство.
      4. Поместите образец при температуре 4 °C на ночь для дальнейшей стабилизации.
    3. Промыть и лиофилизировать подготовленные микросферы (PLGA-HOPM), следуя приведенным ниже шагам.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Генерируемые PLGA-HOPM содержат произвольные поры внутри и поверхности.
      1. Храните микросферы при 4 °C перед нормализацией до RT и перемешивайте стеклянным стержнем (1 ч, 60 об/мин) для устранения остаточного DCM.
      2. Тщательно фильтруйте фазу сбора в стакане объемом 500 мл и трижды промывайте собранные микросферы деионизированной водой, чтобы смыть остаточный ПВА на поверхности ПМ.
      3. Поместите микросферы PLGA на водяную баню с температурой 37 °C в течение 30 минут, чтобы растворить желатин, обернутый в основу PLGA.
      4. Полученные PLGA-HOPM дважды промыть деионизированной водой для удаления остаточного желатина и предварительно охладить для лиофилизации при -80 °C в течение 24 ч.
      5. Храните сухие PLGA-HOPM при -20 °C для дальнейших экспериментов.

3. Визуализация сканирующего электронного микроскопа (SEM)

  1. Нанесите PLGA-HOPM на стадию образца SEM (см. Таблицу материалов) в RT и поместите стадию образца в ячейку напыления магнетронного напыления. Включите трансформатор и магнетрон один за другим. Вводят образец в SEM после напыления золота в течение 1 мин.
  2. Получение SEM-изображений путем установки напряжения ускорения на уровне 5 кВ.
  3. Кроме того, количественно оцените размер частиц PLGA-HOPM, используя 100 ПМ в переменном поле визуализации SEM. Измерьте репрезентативный результат для количественной оценки распределения по размерам пор.
    1. Откройте графику с помощью Image J и используйте «прямую линию», чтобы соответствовать шкале масштаба изображения SEM, что заставляет программное обеспечение идентифицировать пиксель по длине.
    2. Нажмите « Анализировать > установить масштаб, установить «известное расстояние» на шкалу масштаба изображения SEM и нажмите на глобальный > OK.
    3. Нажмите на анализ > Инструменты > менеджер ROI ... чтобы измерить размер пор или частиц PLGA PM и нажмите на добавить его. Измерьте количество образцов в зависимости от требования.
    4. Нажмите на Измерение , чтобы получить количественные данные графиков для дальнейшего расчета.

4. Клеточная культура и флуоресцентная визуализация

ПРИМЕЧАНИЕ: Для настоящей работы были использованы мезенхимальные стволовые клетки костного мозга крыс (BMSCs). Ячейки были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов).

  1. Культивируйте клетки в модифицированной среде Eagle от Dulbecco, дополненной L-глютамином (DMEM / F-12), 10% (v / v) фетальной бычьей сывороткой и 1% пенициллином / стрептомицином. Инкубируют клетки при 37 °C и 5% CO2.
  2. Прохождение крысиных BMSC в соотношении 1:2 после достижения 90% слияния.
  3. Выполните адгезию клеток, выполнив следующие действия.
    1. Инкубировать PLGA-HOPM с этиловым спиртом (5 мл, 70%, v/v) и центрифугой при 500 х г в течение 10 мин при RT для стерилизации.
    2. Дважды промыть стерилизованные PLGA-HOPM фосфатным буферным раствором.
    3. Инкубировать HOPM (пять в количестве) с клеточной суспензией (5 мл, 1 x 105 клеток/мл) в стерильной центрифужной трубке (50 мл) под динамической культурой для адгезии BMSC к PLGA-HOPM.
    4. Выполните динамическую культуру в термостатическом асептическом шейкере (37 °C, 90 об/мин), поместив герметичную центрифужную трубку емкостью 50 мл в шейкер (см. Таблицу материалов).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Динамическая культура предназначена для повышения скорости адгезии BMSC на каркасах, а не для непосредственной инкубации PM и клеток на пластиковой пластине. Ячейки и PLGA PM добавляют в стерильную центрифужную трубку объемом 50 мл, инкубируя трубку в термостатическом асептическом шейкере (37 °C, 90 об/мин) и меняя среду каждые 2 дня.
  4. Выполните анализ с двойным пятном живых и мертвых.
    1. Трижды промывайте ПМ, нагруженные ячейками, для элюирования BMSC без подключения к PLGA-HOPM.
    2. Поместите ПМ, нагруженные ячейками, на стеклянную пластину толщиной 35 мм. Добавьте 1 мл окрашивающего буфера (см. Таблицу материалов), включая 1 мкл кальциина-AM и йодида пропидия (PI), соответственно, к предварительно промытому образцу PBS.
    3. Оценить образцы с помощью конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (см. Таблицу материалов). Включите свет возбуждения 488 нм и 552 нм на соответствующем детекторе. Для z-оверлейного анализа установите z-ширину для захвата различных слоев образца движением микроскопа по оси Z.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Стоит отметить, что другие пятна могут быть надлежащим образом использованы для анализа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Основываясь на предыдущей работе, которая оптимизировала основные параметры1, PLGA растворяли в испаряемом растворителе DCM. Первичную эмульсию W/O получали путем гомогенизации желатином под ультразвуковой зондовой обработкой. Была упрощенно собрана индивидуальная флюидная структура сопотока, в которой использовался шприц для постоянного введения потоков. Кроме того, были проведены достаточные процедуры полоскания для устранения ПВА и желатина из микросфер PLGA (Рисунок 1A

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой статье описывается эффективная стратегия создания архитектур на основе PLGA, а именно PLGA-HOPM. Следует отметить, что необходимо осторожно предпринять несколько критических шагов, в том числе избегать испарения PLGA растворителем и мягкой регулировки ультразвуковой мощности в целевое положение во время приготовления эмульсии. Кроме того, жидкое выходное отверстие шприца объемом 20 мл может быть в определенной степени отрегулировано для решения фазового разделения эмульгированных прекурсоров. Однако ограничение за...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

SCL, YW, RKK и AZC признают финансовую поддержку со стороны Национального фонда естественных наук Китая (NSFC, 32071323, 81971734 и U1605225) и Программы инновационных исследований в области науки и техники в Университете провинции Фуцзянь. YSZ не поддерживалась ни одной из этих программ и не получала никаких платежей; вместо этого признается поддержка со стороны Научно-исследовательского института имени Бригама.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Центрифужная пробиркаSolarbio, Пекин, Китай5 мл и 50 мл (стерильность)
Конфокальная лазерная сканирующая микроскопияLeica, Вецлар, ГерманияTCS SP8
ДихлорметанSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Шанхай, Китай20161110Игла для дозирования исследовательского класса
Kindly, Шанхай, Китай26 G, ID: 250 μ м, OD: 460 μ m
DMEM/F-12Gibco; Life Technologies Corporation, Calsbad, США 15400054DMEM/F-12 50/50, 1x (Dulbecco's
Mod. Из смеси Eagle's Medium/Ham's F12
50/50) с этиловым спиртом L-глутамина
Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Шанхай, Китай20210918
этил-ендиаминтетрауксусной кислотой (ЭДТА)-трипсином исследовательскойБиологическая промышленность, кибуц Бейт-Хаэмек, ИсраТрипсин (0,25%), ЭДТА (0,02%)
Фетальная бычья сыворотка (FBS)Биологическая промышленность, кибуц Бейт-Хаэмек, Израиль
Сублимационная сушилкаBilon, Шанхай, КитайFD-1B-50
ЖелатинSigma-Aldrich Co. Ltd, Сент-Луис, СШАлот # SZBF2870VИз свиной кожи, тип А
Стеклянная нижняя пластинаBiosharp, Хэфэй, КитайBS-15-GJM, 35 мм
Стеклянный капиллярHuaou, Цзянсу, Китай0,9-1,1 &x раз; 120 мм
Шейкер инкубатораZhicheng, Шанхай, КитайZWYR-200D
Комплект для визуализации живых мертвых клетокSolarbio, Пекин, Китай60421211112Зеленая флуоресценция в живых клетках (ex/em 488 нм/515 нм). Красная флуоресценция в мертвых клетках (ex/em 570 нм/602 нм)
Низкоскоростная центрифугаXiangyi, Хунань, КитайTD5A
Магнетронное распылениеRiye electric Co. Ltd, Сучжоу, КитайMSP-2S
Микропоточный инжекторный насосHarvard Apparatus, Холлистон, СШАHarvard Pump 11 Plus
Penicillin-streptomycinBiological Industries, кибуц Beit-Haemek, Isra2135250Исследовательский фосфатный
буферный раствор (PBS)Servicebio Technology Co., Ltd. Ухань, КитайGP21090181556PBS 1x, культуральный сорт, без кальция,
без полигликолевой кислоты магния (молочная co-гликолевая кислота)Sigma-Aldrich Co. Ltd, Сент-Луис, СШАлот # MKCF965166– 107 кДа, лактид:гликолид 75:25
Поли(виниловый спирт)Sigma-Aldrich Co. Ltd, Сент-Луис, СШАлот # MKCK426613-13 кДа, 98% Гидролизованная
трубка из ПВХШэньчэнь, Шанхай, КитайВнутренний диаметр, ID: 1 мм
Мезенхимл стволовые клетки костного мозгакрысы Procell, Ухань, Китай
Сканирующий электронный микроскопPhenom pure, Эйндховен, НидерландыУстановите напряжение ускорения на 5 кВ
Сирин для медицинских целейKindly, Шанхай, Китай5 мл и 50 мл (с иглой)
Температура водяной баниMingxiang, Шэньчжэнь, Китай36 Вт
ТрансформаторRiye electric Co. Ltd, Сучжоу, КитайSZ-2KVA
Ультразвуковой выключательэлементов JY 92-IID, Scientz, Нинбо, КитайJY 92-IID
УФ-отверждаемый клейZhuolide, Фошань, КитайD-3100
степени исследовательского класса

Ссылки

  1. Kankala, R. K., et al. Highly porous microcarriers for minimally invasive in situ skeletal muscle cell delivery. Small. 15 (25), 1901397(2019).
  2. Wang, Y., et al. Modeling endothelialized hepatic tumor microtissues for drug screening. Advanced Science. 7 (21), 2002002(2020).
  3. Li, Q., et al. Tripeptide-based macroporous hydrogel improves the osteogenic microenvironment of stem cells. Journal of Materials Chemistry B. 9 (30), 6056-6067 (2021).
  4. Liu, Y., et al. PLGA hybrid porous microspheres as human periodontal ligament stem cell delivery carriers for periodontal regeneration. Chemical Engineering Journal. 420, 129703(2021).
  5. Wei, P., Xu, Y., Zhang, H., Wang, L. Continued sustained insulin-releasing PLGA nanoparticles modified 3D-printed PCL composite scaffolds for osteochondral repair. Chemical Engineering Journal. 422, 130051(2021).
  6. Sang, S., et al. Biocompatible chitosan/polyethylene glycol/multi-walled carbon nanotube composite scaffolds for neural tissue engineering. Journal of Zhejiang University-Science B. 23 (1), 58-73 (2022).
  7. Ghasemian, M., et al. Hydrodynamic characterization within a spinner flask and a rotary wall vessel for stem cell culture. Biochemical Engineering Journal. 157, 107533(2020).
  8. Wang, Y., et al. Minimally invasive co-injection of modular micro-muscular and micro-vascular tissues improves in situ skeletal muscle regeneration. Biomaterials. 277, 121072(2021).
  9. Kang, S. W., Bae, Y. H. Cryopreservable and tumorigenic three-dimensional tumor culture in porous poly(lactic-co-glycolic acid) microsphere. Biomaterials. 30 (25), 4227-4232 (2009).
  10. Fan, D., et al. Mesoporous silicon-PLGA composite microspheres for the double controlled release of biomolecules for orthopedic tissue Engineering. Advanced Functional Materials. 22 (2), 282-293 (2012).
  11. Xu, Y., et al. Metabolism balance regulation via antagonist-functionalized injectable microsphere for nucleus pulposus regeneration. Advanced Functional Materials. 30 (52), 2006333(2020).
  12. Yao, R., Zhang, R., Lin, F., Luan, J. Injectable cell/hydrogel microspheres induce the formation of fat lobule-like microtissues and vascularized adipose tissue regeneration. Biofabrication. 4 (4), 045003(2012).
  13. Sikavitsas, V. I., Bancroft, G. N., Mikos, A. G. Formation of three-dimensional cell/polymer constructs for bone tissue engineering in a spinner flask and a rotating wall vessel bioreactor. Journal of Biomedical Materials Research. 62 (1), 136-148 (2002).
  14. Kim, T. K., Yoon, J. J., Lee, D. S., Park, T. G. Gas foamed open porous biodegradable polymeric microspheres. Biomaterials. 27 (2), 152-159 (2006).
  15. Wang, C. Y., Liao, H. F., Sheu, D. C. Enhancement of recombinant human macrophage colony-stimulating factor production using culture systems with porous polymeric microspheres. Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers. 41 (2), 203-208 (2010).
  16. Amoyav, B., Benny, O. Microfluidic based fabrication and characterization of highly porous polymeric microspheres. Polymers. 11 (3), 419(2019).
  17. Zhang, H., et al. Microfluidic fabrication of inhalable large porous microspheres loaded with H2S-releasing aspirin derivative for pulmonary arterial hypertension therapy. Journal of Controlled Release. 329, 286-298 (2021).
  18. Qu, M., et al. Injectable open-porous PLGA microspheres as cell carriers for cartilage regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 109 (11), 2091-2100 (2021).
  19. Zheng, Y., et al. Microfluidic droplet-based functional materials for cell manipulation. Lab on a Chip. 21 (22), 4311-4329 (2021).
  20. Kawakatsu, T., Kikuchi, Y., Nakajima, M. Regular-sized cell creation in microchannel emulsification by visual microprocessing method. Journal of the American Oil Chemists' Society. 74 (3), 317-321 (1997).
  21. Yu, Y., Shang, L., Guo, J., Wang, J., Zhao, Y. Design of capillary microfluidics for spinning cell-laden microfibers. Nature Protocols. 13 (11), 2557-2579 (2018).
  22. Ye, B., et al. Photonic crystal microcapsules for label-free multiplex detection. Advanced Materials. 26 (20), 3270-3274 (2014).
  23. Zhong, Z., et al. Zn/Sr dual ions-collagen co-assembly hydroxyapatite enhances bone regeneration through procedural osteo-immunomodulation and osteogenesis. Bioactive Materials. 10, 195-206 (2022).
  24. Poole, C. A., Brookes, N. H., Clover, G. M. Keratocyte networks visualized in the living cornea using vital dyes. Journal of Cell Science. 106 (2), 685-692 (1993).
  25. Gentile, P., Chiono, V., Carmagnola, I., Hatton, P. V. An overview of poly(lactic-co-glycolic) acid (PLGA)-based biomaterials for bone tissue engineering. International Journal of Molecular Sciences. 15 (3), 3640-3659 (2014).
  26. Lanao, R. P. F., et al. Physicochemical properties and applications of Poly(lactic-co-glycolic acid) for use in bone regeneration. Tissue Engineering Part B-Reviews. 19 (4), 380-390 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Микросферы из ПЛГАдоставка клетокрегенерация тканейинъекционные скаффолдыформирование эмульсииультразвуковое эмульгированиепроцедура лиофилизациикультура стволовых клеток
Изготовление высокооткрытых пористых микросфер (HOPM) с помощью микрофлюидной технологии
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.