Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Построение модели гладкомышечных клеток гладкой мускулатуры человека для рекапитуляции биомеханического штамма в стенке аорты

3.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64122

⸱

6 июля 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery and Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 2Institutes of Biomedical Sciences and the Shanghai Key Laboratory of Medical Epigenetics, Shanghai Medical College, Fudan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы разработали модель гладкомышечных клеток гладкой мускулатуры человека для репликации биомеханического штамма гладкомышечных клеток в стенке аорты человека in vivo .

Аннотация

Обычные двухмерные методы культивирования клеток и животные модели были использованы при изучении аневризмы и расслоения грудной аорты человека (TAAD). Однако человеческий TAAD иногда не может быть охарактеризован животными моделями. Существует очевидный видовой разрыв между клиническими исследованиями на людях и экспериментами на животных, которые могут препятствовать открытию терапевтических препаратов. Напротив, обычная модель клеточной культуры не может имитировать биомеханические стимулы in vivo . С этой целью в последние годы значительно развились микрофабрикационные и микрофлюидные методы, обеспечивающие новые методы создания моделей органоидов на чипе, которые воспроизводят биомеханическую микросреду. В этом исследовании была разработана модель гладкомышечных клеток аорты человека (HASMC-OOC) для моделирования патофизиологических параметров биомеханики аорты, включая амплитуду и частоту циклического напряжения, испытываемого гладкомышечными клетками аорты человека (HASMC), которые играют жизненно важную роль в TAAD. В этой модели морфология HASMC стала вытянутой по форме, выровненной перпендикулярно направлению деформации и представляла собой более сократительный фенотип в условиях деформации, чем в статических обычных условиях. Это соответствовало ориентации клеток и фенотипу в стенках аорты человека. Кроме того, используя двустворчатые TAAD, связанные с аортальным клапаном (BAV-TAAD) и TRICUSPID Aortic Valve, связанные с TAAD (TAV-TAAD), полученные от пациентов, мы создали модели заболеваний BAV-TAAD и TAV-TAAD, которые воспроизводят характеристики HASMC в TAAD. Модель HASMC-OOC предоставляет новую платформу in vitro , которая дополняет животные модели для дальнейшего изучения патогенеза TAAD и обнаружения терапевтических мишеней.

Введение

Аневризма и расслоение грудной аорты (TAAD) представляет собой локализованную дилатацию или расслоение стенки аорты, что связано с высокой заболеваемостью и смертностью1. Гладкомышечные клетки аорты человека (HASMC) играют жизненно важную роль в патогенезе TAAD. HASMC не являются терминально дифференцированными клетками, и HASMC сохраняют высокую пластичность, что позволяет им переключать фенотипы в ответ на различные стимулы2. ХАСМК в основном подвергаются ритмическому растягиванию in vivo, и это один из ключевых факторов, регулирующих морфологические изменения гладкой мускулатуры, дифференцировку и физиологические функции 3,4. Поэтому роль циклического штамма в изучении HASMC нельзя игнорировать. Однако обычные 2D-клеточные культуры не могут воспроизводить биомеханическую стимуляцию циклического штамма, испытываемую HASMC in vivo. Кроме того, конструкция модели TAAD животного не подходит для некоторых типов TAAD, таких как TAAD, связанный с двустворчатым аортальным клапаном (BAV). Более того, нельзя игнорировать видовой разрыв между клиническими исследованиями на людях и экспериментами на животных. Это препятствует фармацевтическому переводу в клинической практике. Таким образом, существует острая необходимость в более сложных и физиологических системах для моделирования биомеханической среды in vivo при исследовании заболеваний аорты.

Эксперименты на животных, используемые в биомедицинских исследованиях и разработке лекарств, являются дорогостоящими, трудоемкими и этически сомнительными. Кроме того, результаты исследований на животных часто не могут предсказать результаты, полученные в клинических испытаниях на людях 5,6. Отсутствие доклинических моделей на людях и высокая частота неудач в клинических испытаниях привели к тому, что в клинике было мало эффективных лекарств, что увеличило расходы на здравоохранение7. Таким образом, необходимо срочно найти другие экспериментальные модели, дополняющие животные модели. Микрофабрикация и микрофлюидные методы значительно развились в последние годы, предоставляя новые методы для создания моделей органоидов на чипе, которые устраняют недостатки традиционных методов 2D-культивирования клеток и создают более реалистичную, недорогую и эффективную модель in vitro для физиологических исследований и разработки лекарств. Используя микрофлюидные устройства, органы на чипах устанавливаются для культивирования живых клеток в камерах размером с микрометр с различными стимулами для воспроизведения ключевых функций ткани или органа. Система состоит из одного или нескольких микрофлюидных микроканалов, причем либо один вид клеток культивируется в перфузированной камере, реплицирующих функции одного типа ткани, либо различные типы клеток, культивируемые на пористых мембранах для воссоздания интерфейсов между различными тканями. Органоиды на основе микрофлюидов в сочетании с клетками, полученными от пациента, имеют уникальное преимущество, заключающееся в преодолении большой видовой разницы между моделями заболеваний мыши и человека и преодолении недостатков традиционной 2D-клеточной культуры для исследования механизма заболевания и открытия лекарств. С быстрым развитием микрофлюидики в последние несколько лет исследователи осознали полезность моделей in vitro organ-on-a-chip (OOC), воспроизводящих сложные биологические параметры in vivo 8. Эти микрофлюидные органоиды имитируют биомеханические среды in vitro, такие как циклическая деформация, напряжение сдвига и давление жидкости, обеспечивая трехмерную (3D) среду клеточной культуры. На сегодняшний день было создано несколько моделей OOC для моделирования биомеханических стимулов в таких органах, как легкие9, почки10, печень11, кишечник12 и сердце13, но они не были широко применены для изучения заболеваний аорты человека.

В этом исследовании мы представляем модель гладкомышечных клеток гладкой мускулатуры человека (HASMC-OOC), которая может контролировать биомиметические механические силы и ритмы, применяемые к первичным HASMC, полученным от пациента TAAD. Чип состоит из трехслойных толстых пластин полидиметилсилоксана (PDMS), вытравленных каналами, и двух коммерциализированных высокогибких мембран PDMS. HASMC культивируются на мембранах PDMS. Канал в середине чипа заполнен питательной средой для клеточной культуры. Верхний и нижний каналы чипа соединены с вакуумной системой подачи давления, которая может контролировать ритм и частоту механической растягивающей деформации мембран PDMS. Ритмическое напряжение, испытываемое HASMC, может быть смоделировано в HASMC-OOC, воспроизводя биомеханическое микроокружение ткани или органа, функционально не достижимое с помощью обычных систем 2D-культур. Благодаря преимуществу визуализации в режиме реального времени и биомеханической микросреды биохимическая, генетическая и метаболическая активность живых клеток может быть изучена для развития тканей, физиологии органов, этиологии заболеваний, молекулярных механизмов и идентификации биомаркеров, сердечно-сосудистых заболеваний и заболеваний аорты. В сочетании с тканеспецифическими клетками и клетками пациента эта система может использоваться для скрининга лекарств, персонализированной медицины и тестирования токсичности. Эта модель HASMC-OOC предоставляет новую платформу in vitro для изучения патогенеза заболевания аорты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Образцы аорты человека использовались для первичной изоляции HASMC с одобрения больницы Чжуншань Комитета по этике Фуданьского университета (NO. В2020-158). Образцы аорты были собраны у пациентов, перенесших операцию на восходящей аорте в больнице Чжуншань, Фуданьский университет. Письменное информированное согласие было получено от всех пациентов перед участием.

1. Первичная изоляция гладкомышечных клеток аорты человека

  1. Промыть правую боковую область восходящей аорты стерильным PBS, 1x-2x.
  2. Удалите слои интимы и адвентиции ткани двумя офтальмологическими щипцами и сохраните слой среды для сбора клеток.
  3. Выложить слой носителя на 10 см культуральную посуду и нарезать ножницами на мелкие кусочки (2-3 мм). Добавьте 5 мл культуральной среды гладкомышечных клеток (SMCM), содержащей 10% FBS и 1% пенициллина-стрептомицина.
  4. Переместите мелкую ткань во флакон для культивирования стерильной капельницей, равномерно распределив ткань. Выбросьте культуральную среду как можно больше, затем переверните бутылку вверх ногами.
  5. Добавьте 2 мл SMCM в перевернутую бутылку для культивирования и поместите его в инкубатор (5% CO2) при 37 °C в течение 1-2 ч, затем медленно переверните его правой стороной вверх и добавьте еще 2 мл SMCM.
  6. После 5-7 дней инкубации замените SMCM на 4 мл свежего SMCM. Как правило, спорадические гладкомышечные клетки вылезают примерно через 2 недели.
  7. Медленно отбрасывайте SMCM и медленно добавляйте его при смене среды. Медленно транспортировать бутылку культуры при перемещении на микроскопическую станцию; в противном случае ткани будут плавать, и клетки будут расти медленно.
  8. Когда клетки достигнут примерно 80% слияния, промыть 2 мл PBS, переварить с 2 мл 0,25% трипсина и разделить их на две новые бутылочки для культивирования с 4 мл свежего SMCM.
  9. Идентификация клеток с помощью иммунофлуоресцентного анализа четырех различных специфических маркеров гладкомышечных клеток (CNN1, SM22)14.

2. Подготовка чипа PDMS

  1. Для полимеризации PDMS добавляют отверждающий агент (компонент B) к основанию (компонент A) при весовом соотношении A: B = 10:1 w/w и полностью перемешивают комплекс в течение 5 мин; объем зависит от необходимости исследования.
  2. Поместите приготовленный гель PDMS в вакуумный экстракционный резервуар на 30-60 мин и поддерживайте давление ниже -0,8 мПа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Высокое давление приведет к недостаточному извлечению мелких пузырьков внутри геля PDMS, что повлияет на следующий этап изготовления чипа.
  3. Используя программное обеспечение автоматизированного проектирования (CAD), спроектируйте пресс-форму с × 100 мм × внешней рамной конструкцией 8 мм и 70 мм × 6 мм × каналом 4 мм.
  4. Изготовленные на заказ формы из трех слоев с помощью высокоточной компьютерной гравировальной машины с числовым программным управлением. Вырежьте каркас пресс-форм и микроканалов с помощью пластин из полиметилметакрилата (ПММА), а затем приклейте их на другую пластину из ПММА.
  5. Вылейте приготовленный гель PDMS на форму со 100 мм × 40 мм × наружной рамой 6 мм и 70 мм × 6 мм × канале 4 мм, а затем поперечным соединением при 70 °C в течение 1-2 ч.
  6. Отклейте сшитые плиты PDMS от пресс-формы и разрежьте коммерческие мембраны PDMS на 100 мм × 40 мм секций.
  7. Обработайте три подготовленные плиты PDMS и две мембраны PDMS кислородной плазмой в течение 5 мин для поверхностной активации PDMS. Применяйте следующие специфические настройки: комнатный воздух в качестве технологического газа; давление установлено до -100 кПа; текущий установлен на 180--200 Ма; напряжение установлено до 200 В; время обработки до 5 мин.
  8. Пробивайте отверстия на трех плитах PDMS с помощью перфоратора с отверстием 1 мм, чтобы сделать вход и выход воздуха и средние микроканалы на чипе PDMS.
  9. Свяжите три плиты PDMS и две мембраны PDMS вместе в порядке: воздушная канальная pdms плита (верхний слой) - мембрана PDMS - средняя канальная PDMS плита (средний слой) - pdms мембрана - воздушный канал PDMS сляб (нижний слой). Выполните этот шаг под стереоскопическим микроскопом в 4 раза, чтобы полностью перекрыть воздушные микроканалы средними микроканалами.
  10. Поместите собранный чип PDMS в инкубатор с температурой 70 °C на 1 ч.
  11. Подготовьте несколько латексных шлангов внутреннего диаметра 1 мм и длиной 3 см. Вставьте внешний диаметр 1 мм и иглу из нержавеющей стали длиной 1 см в один конец подготовленного шланга, а затем вставьте Luer в другой конец шланга, чтобы создать трубку, соединенную с воздушными и средними микроканалами чипа PDMS.
  12. Вставьте подготовленные трубки в выпускные и входные отверстия воздушных и средних микроканалов на чипе PDMS.

3. Обработка и стерилизация поверхности чипа PDMS

  1. Влейте 2 мл коллагена мыши 80 мг/мл в средний микроканал чипа PDMS с помощью шприца 2 мл и инкубируйте при комнатной температуре в течение 30 мин.
  2. После инкубации извлеките коллаген из канала и вспомните шприцем объемом 2 мл. Поместите покрытые коллагеном чипы PDMS в инкубатор при температуре 60 °C на ночь.
  3. Поместите чипы PDMS в УФ-стерилизатор более чем на 1 ч. Поместите стерилизованные чипы PDMS на сверхчистый стенд в рамках подготовки к клеточному эксперименту.

4. Посев клеток на чип PDMS и процесс растяжения клеток

  1. Культивирование 4 x 105 первичных гладкомышечных клеток человека (HASMC) от пациентов, использующих гладкомышечную среду (SMCM), содержащую 2% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и 1% пенициллин-стрептомицин в инкубаторе 5% CO2 при 37 °C.
  2. Когда плотность HASMC достигнет 80%, выбросьте SMCM и промыть ячейки 2 мл PBS.
  3. Переварить клетки с помощью 1 мл 0,25% трипсина в течение 2 мин и центрифуги по 100 х г в течение 5 мин. Удалите супернатант и повторно суспендируйте ячейку гранулы в 1 мл свежего SMCM. Используйте 8 мл SMCM для культивирования клеток на 10-сантиметровой чашке для культивирования.
  4. Рассчитайте количество клеток с помощью цитометра и используйте ячейки в конечной концентрации 2 х 105 клеток/мл.
  5. Медленно налейте 2 мл PBS в покрытый коллагеном и стерилизованный микроканал PDMS чипа, а затем выбросьте с помощью шприца 2 мл.
  6. Медленно влейте в общей сложности 2 мл 2 x 105 ячеек / мл суспензии HASMC в средний микроканал чипа PDMS с помощью шприца 2 мл. Затем закройте Luer на входе и выходе чипа PDMS. Поместите чип PDMS в инкубатор (5% CO2) при 37 °C в течение 1 дня.
  7. После того, как ячейки прикреплены к мембране PDMS в чипе PDMS, почти через 24 часа подключите выходной микроканал воздуха на чипе PDMS к системе вакуумного контроллера. Когда клетка прикреплена, под микроскопом можно увидеть вытянутую, нормальную клеточную форму, контрастирующую с взвешенными круглыми клетками.
  8. Включите электромагнитный клапан и вакуумный насос. Откройте вакуумный регулятор и отрегулируйте уровень давления до 10 кПа для 7,18 ± деформации 0,44% и 15 кПа для 17,28 ± 0,91% деформации.
  9. После того, как параметры системы управления установлены, поместите чипы PDMS в инкубатор (5% CO2) при 37 °C и растяните в течение 24 часов.

5. Подготовка системы механического управления

  1. Подготовьте несколько электромагнитных клапанов, вакуумные фильтры, вакуумные регуляторы, вакуумный насос, перистальтический насос и программируемый логический контроллер (ПЛК), управляющий электромагнитным клапаном.
  2. Запрограммируйте контроллер ПЛК и установите интервал времени включения/выключения равным 1 Гц. Подключите электромагнитные клапаны к программируемому контроллеру.
  3. Подключите входное отверстие вакуумного насоса к вакуумным фильтрам, а затем подключите выходное отверстие вакуумных фильтров к вакуумным регуляторам. Подключите выходное отверстие вакуумных регуляторов к электромагнитным клапанам и, наконец, подключите выходное отверстие электромагнитных клапанов к выходам воздушных микроканалов чипов PDMS.
  4. Подключите выходное отверстие перистальтического насоса к входу среднего микроканала микроканала чипа PDMS и входное отверстие перистальтического насоса к выходу среднего микроканального чипа PDMS для замены питательной среды и обработки лекарственного средства.
  5. Отрегулируйте амплитуду деформации с помощью регулятора и частоту деформации с помощью микроконтроллера.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Модель HASMC-OOC состоит из вакуумной системы управления, циркулирующей системы и микросхем PDMS, а также схематической конструкции модели HASMC-OOC (рисунок 1). Система управления вакуумом состоит из вакуумного насоса, электромагнитных клапанов и контроллера ПЛК. Чтобы действовать как циркулирующая система, перистальтический насос использовался для обновления клеточной культуральной среды и добавления лекарств. Чип PDMS состоял из двух вакуумных камер и средней камеры, заполненной SMCM для ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

С быстрым развитием микрофлюидной технологии в последние годы появились модели OOC, которые могут воспроизводить биологическую функцию и структуру одного или нескольких органов in vitro для применения в биологии, медицине и фармакологии15. OOC может моделировать ключевые функции физиологической микросреды человека, необходимые для изучения механизмов заболевания и содействия доклиническому переводу лекарств 8,16. Хотя ООК все еще ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы признают, что эта работа была поддержана грантами Комиссии по науке и технике муниципалитета Шанхая (20ZR1411700), Национального фонда естественных наук Китая (81771971) и Шанхайской парусной программы (22YF1406600).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
4% параформальдегидBeyotimeP0099-100млИспользуется для иммобилизации клеток
Alexa Fluor 350-меченый козий антикролик IgGBeyotimeA0408Антитела используются для иммуноокрашивания
бычьего сывороточного альбуминаBeyotimeST025-20g
Кальций AM/PIInvitrogenL3224
Колба для клеточной культуры Corning430639
CNN1Abcam Ab46794
Коммерческий гибкий
PDMS мембрана		Hangzhou Bald Advanced MaterialsKYQ-200
F-актинInvitrogenR415
FBSSigmaM8318
ШлангиRunze Fluid964101 мм внутренний диаметр; 3 мм внешний диаметр; толщина стенки 1 мм; Адрес официального сайта: https://www.runzefluidsystem.com
Линия мышечных клеток гладкой аорты человека >ATCCНомер лота:70019189
Изображение JImagej.net/fiji/downloadsСкачать бесплатно: https://fiji.scПлатформа визуализации, которая используется для определения интенсивности флуоресценции
ИнкубаторThermo Fisher ScientificГарантирует, что температура, < бр/> влажность и воздействие света <бр/> абсолютно одинаковы на протяжении всего эксперимента<бр/>.
LuerRunze FluidRH-M016Адрес официального сайта: https://www.runzefluidsystem.com.
МикроскопOlympus
мышиный коллагенSigmaC7661
Кислородная плазма Changzhou Hongming InstrumentHM-Plasma5L
Pasteur pipetteBiologix30-0138A1
PBSBeyotimeC0221A
Pen-StrepSigmaP4458-100mlАнтибиодик используется для предотвращения бактериального
загрязнения клеток во время культивирования.
перистальтический насосKamoerF01A-STP-B046
Чашка ПетриCorning430167
контроллер ПЛКZhejiang Jun Teng (BenT) ЧПУ заводBR010-11T8X2MПодробную настройку программы можно найти в дополнительном приложении. Адрес официального сайта: files.http://www.btcnc.net
полидиметилсилоксан (PDMS)Dow CorningSylgard 184
SM22Abcam ab14106
SMCMScienCellCat 1101
электромагнитный клапанSMC (Китай)VQZ300
ШприцBecton,Dickinson and Company300841
Triton-X 100BeyotimeST795Для проникновения через клеточные мембраны
TrizolInvitrogen10296010Используется для экстракции РНК
трипсинSigma15400054
вакуумный фильтрSMC (Китай)ZFC5-6Адрес официального сайта: https://www.smc.com.cn
вакуумный насосKamoerKVP15-KL-S
вакуумный регуляторAirTACGVR-200-06
Primers
Primer NameForward (5' to 3')Задний ход (от 5' до 3')
SM22CCGTGGAGATCCCAACTGGCCATCTGAAGGCCAATGACAT
CNN1CTCCATTGACTCGAACGACTCCAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA

Ссылки

  1. Olsson, C., Thelin, S., Ståhle, E., Ekbom, A., Granath, F. Thoracic aortic aneurysm and dissection: increasing prevalence and improved outcomes reported in a nationwide population-based study of more than 14,000 cases from 1987 to 2002. Circulation. 114 (24), 2611-2618 (2006).
  2. van Varik, B. J., et al. Mechanisms of arterial remodeling: lessons from genetic diseases. Frontiers in Genetics. 3 (290), 1-10 (2012).
  3. Halka, A. T., et al. The effects of stretch on vascular smooth muscle cell phenotype in vitro. Cardiovascular Pathology. 17 (2), 98-102 (2008).
  4. Wang, Y., et al. Arterial wall stress induces phenotypic switching of arterial smooth muscle cells in vascular remodeling by activating the YAP/TAZ signaling pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (2), 842-853 (2018).
  5. Fabre, K., et al. Introduction to a manuscript series on the characterization and use of microphysiological systems (MPS) in pharmaceutical safety and ADME applications. Lab on a Chip. 20, 1049-1057 (2020).
  6. Golding, H., Khurana, S., Zaitseva, M. What is the predictive value of animal models for vaccine efficacy in humans? The importance of bridging studies and species-independent correlates of protection. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 028902(2018).
  7. Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews. Genetics. 25, 1-25 (2022).
  8. Niu, L., et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (9), 4844-4851 (2019).
  9. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  10. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (69), 1-25 (2017).
  11. Yoon No, D., Lee, K. H., Lee, J., Lee, S. H. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip. Lab on a Chip. 15 (19), 3822-3837 (2015).
  12. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
  13. Jastrzebska, E., Tomecka, E., Jesion, I. Heart-on-a-chip based on stem cell biology. Biosensors & Bioelectronics. 75 (1), 67-81 (2016).
  14. Rensen, S. S., Doevendans, P. A., van Eys, G. J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Netherlands Heart Journal. 15 (3), 100-108 (2007).
  15. Perestrelo, A. R., Águas, A. C., Rainer, A., Forte, G. Microfluidic organ/body-on-a-chip devices at the convergence of biology and microengineering. Sensors. 15 (12), 31142-31170 (2015).
  16. Liu, Y., et al. Construction of cancer-on-a-chip for drug screening. Drug Discovery Today. 26 (8), 1875-1890 (2021).
  17. Yang, Q., et al. Design of organ-on-a-chip to improve cell capture efficiency. International Journal of Mechanical Sciences. 209, 106705(2021).
  18. Yang, Q., Lian, Q., Xu, F. Perspective: Fabrication of integrated organ-on-a-chip via bioprinting. Biomicrofluidics. 11 (3), 031301(2017).
  19. Mohammed, M. I., et al. Fabrication of microfluidic devices: improvement of surface quality of CO2 laser machined poly (methylmethacrylate) polymer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (1), 015021(2017).
  20. Tsao, C. W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production. Micromachines. 7 (12), 225-236 (2016).
  21. Kirschbaum, S. E., Baeumner, A. J. A review of electrochemiluminescence (ECL) in and for microfluidic analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 407 (14), 3911-3926 (2015).
  22. Stefanadis, C., et al. Pressure-diameter relation of the human aorta. A new method of determination by the application of a special ultrasonic dimension catheter. Circulation. 92 (8), 2210-2219 (1995).
  23. Williams, B. Mechanical influences on vascular smooth muscle cell function. Journal of Hypertension. 16 (12), 1921-1929 (1998).
  24. Abudupataer, M., et al. Aorta smooth muscle-on-a-chip reveals impaired mitochondrial dynamics as a therapeutic target for aortic aneurysm in bicuspid aortic valve disease. eLife. 10, 69310(2021).
  25. Poussin, C., et al. 3d human microvessel-on-a-chip model for studying monocyte-to-endothelium adhesion under flow - application in systems toxicology. Altex. 1, 47-63 (2020).
  26. Yasotharan, S., Pinto, S., Sled, J. G., Bolz, S., Gunther, A. Artery-on-a-chip platform for automated, multimodal assessment of cerebral blood vessel structure and function. Lab on a Chip. 15, 2660-2669 (2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

sc
Построение модели гладкомышечных клеток гладкой мускулатуры человека для рекапитуляции биомеханического штамма в стенке аорты
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.