Методическая статья

Модель ожога крысы для изучения термического ожога кожи на всю толщину и инфекции

6.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64345

⸱

23 августа 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Department of Biochemistry & Pharmacology, School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, Dentistry and Health Sciences, The University of Melbourne, 3Department of Microbiology & Immunology, University of North Carolina School of Medicine, 4Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 5Curriculum in Toxicology and Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 6Department of Microbiology, Monash Biomedicine Discovery Institute, Monash University

В этой статье

Краткое содержание

Модель, имитирующая клинический сценарий ожоговой травмы и инфекции, необходима для дальнейших исследований ожогов. Настоящий протокол демонстрирует простую и воспроизводимую модель ожоговой инфекции крыс, сравнимую с таковой у людей. Это облегчает изучение ожогов и инфекций после ожога для разработки новых местных методов лечения антибиотиками.

Аннотация

Методики индукции ожогов непоследовательно описаны в моделях на крысах. Однородная модель ожоговой раны, представляющая клинический сценарий, необходима для проведения воспроизводимых ожоговых исследований. Настоящий протокол описывает простой и воспроизводимый способ получения ожогов на всю толщину с общей площадью поверхности тела (TBSA) ~20% у крыс. Здесь медный стержень размером 22,89 см2 (диаметр 5,4 см), нагретый до 97 ° C на водяной бане, был нанесен на поверхность кожи крысы, чтобы вызвать ожоговую травму. Медный стержень с высокой теплопроводностью был способен рассеивать тепло глубже в тканях кожи, создавая ожог на всю толщину. Гистологический анализ показывает ослабленный эпидермис с коагуляционным повреждением на всю толщину дермы и подкожной клетчатки. Кроме того, эта модель репрезентативна для клинических ситуаций, наблюдаемых у госпитализированных пациентов с ожогами после ожоговой травмы, такой как иммунная дисрегуляция и бактериальные инфекции. Модель может повторять системную бактериальную инфекцию как грамположительными, так и грамотрицательными бактериями. В заключение, в этой статье представлена простая в освоении и надежная модель ожога крыс, которая имитирует клинические ситуации, включая иммунную дисрегуляцию и бактериальные инфекции, что имеет большое значение для разработки новых местных антибиотиков для лечения ожоговых ран и инфекций.

Введение

Ожоговые травмы являются одними из самых разрушительных форм травм, при этом смертность достигает 12% даже в специализированных ожоговых центрах 1,2,3. Согласно недавно опубликованным отчетам, ~ 486 000 пациентов с ожогами ежегодно нуждаются в медицинской помощи в Соединенных Штатах, при этом почти 3 500 смертей 1,2,3,4,5,6. Ожоговая травма представляет собой серьезную проблему для иммунной системы пациентов и создает значительную открытую рану, которая медленно заживает, делая их восприимчивыми к кожной, легочной и системной колонизации нозокомиальными, условно-патогенными бактериями. Иммунная дисрегуляция в сочетании с бактериальной инфекцией связана с повышенной заболеваемостью и смертностью у ожоговых больных7.

Модель ожогов и инфекций животных имеет важное значение для изучения патогенеза бактериальных инфекций после повреждения кожи и подавления иммунитета, связанного с ожоговой травмой. Такие модели позволяют разрабатывать и оценивать новые методы лечения бактериальных инфекций у ожоговых больных. Крысы и люди имеют сходные физиологические и патологические характеристики кожи, которые были задокументированыранее 8. Кроме того, крысы меньше по размеру, что делает их более легкими в обращении, более доступными и простыми в приобретении и обслуживании, чем более крупные модели животных.

Эти характеристики делают крыс идеальным модельным животным для изучения ожогов и инфекций9. К сожалению, техника индукции ожога непоследовательна и часто минимально описана 10,11,12,13,14. Настоящий протокол предназначен для разработки простой, экономически эффективной и воспроизводимой процедуры для создания последовательной ожоговой травмы на всю толщину в модели крысы, которая имитирует клинический сценарий и может быть использована для оценки иммуносупрессии и бактериальной инфекции.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Северной Каролины и проводились в соответствии с установленными им руководящими принципами. Для экспериментов использовали самцов и самок крыс Sprague Dawley (250-300 г) в возрасте 7-9 недель. Все животные были размещены в 12-часовом цикле свет-темнота со свободным доступом к пище и воде ad libitum. Всегда работайте со своим ветеринарным врачом над планом обезболивания до начала исследования.

1. Подготовка крыс к ожоговой травме

  1. Подготовьте животных к ожогу за 24 часа до ожога.
  2. Обезболивают крысу 5% изофлураном в 100% кислороде в индукционной камере в течение 5 мин (скорость потока: 2 л/мин) до тех пор, пока дыхание не замедлится.
  3. После того, как крыса будет глубоко анестезирована (не реагирует на защемление пальцев ног на всех конечностях), переместите крысу на грелку в положении лежа и уменьшите содержание изофлурана до 1,5% в кислороде для поддержания через носовой конус.
  4. Чтобы предотвратить высыхание роговицы после анестезии и во время процедуры, нанесите смазку для глаз на роговицу обоих глаз с помощью аппликатора с ватным наконечником.
  5. Побрейте спинную область крысы с помощью электрической машинки для стрижки (см. Таблицу материалов) и удалите как можно больше волос в большом прямоугольнике от лопаток до основания хвоста (рис. 2А).
  6. Очистите выбритый участок салфеткой, смоченной в физиологическом растворе, чтобы стереть выпавшие волоски. Нанесите лосьон для удаления волос на выбритый участок с помощью аппликатора с ватным наконечником и оставьте на ~ 3 минуты.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Применение упомянутого лосьона для удаления волос более 3 минут вызовет красную сыпь на коже.
  7. Дважды протрите область влажной марлевой губкой, чтобы удалить лосьон и предотвратить раздражение кожи.
  8. Выключите изофлуран, удалите носовой конус и поместите крысу в клетку для восстановления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите грелку в клетку для восстановления.
  9. Переведите выздоровевшее животное в чистую клетку для ожоговой процедуры на следующий день (крысе может потребоваться ~ 10-15 минут, чтобы оправиться от анестезии).

2. Индуцирование ожоговой травмы у крыс

  1. В день ожога установите температуру водяной бани 97 °C и поместите все четыре медных стержня (по 420 г каждый; Рисунок 1) на водяной бане за 1 ч до обжига опыта, чтобы стержни равномерно прогрелись.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удилища должны быть погружены в воду. Перед экспериментом проверьте точность цифрового отображения температуры с помощью термометра.
  2. Обезболивайте крысу, как указано в разделе 1.
  3. Как только крыса перестает реагировать на ущипывание пальцев ног на всех конечностях, поместите ее на грелку в положении лежа с 1,5% изофлурана в кислороде для поддержания (рис. 2А).
  4. Вводят морфин (20 мг/кг массы тела) внутрибрюшинно (внутривенно ) для обезболивания6.
  5. Проверьте температуру воды на водяной бане. Установите таймер и наденьте термостойкие перчатки.
  6. Выньте один нагретый медный стержень из водяной бани и прикоснитесь им к спинной области крысы в течение 7 с, чтобы вызвать ожог.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Соблюдайте минимальное расстояние (10-15 см) между водяной баней и животным, чтобы свести к минимуму потери тепла, и не давите на стержни, вызывая ожог (т. е. контакт должен поддерживаться силой тяжести).
  7. Нанесите четыре ожога, используя по одному стержню на место ожога, один сразу за другим, чтобы получить примерно 20% полноконтактный ожог TBSA (рис. 2B).
  8. После ожога реанимировать животное путем внутривенного введения лактатного раствора Рингера (0,1 мл/г массы тела).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте раствор Рингера с регулируемой температурой тела, чтобы реанимировать крыс.
  9. Выключите изофлуран, удалите носовой конус и поместите крысу на тепловой коврик для восстановления.

3. Подготовка бактериального посева и инфекции

  1. Проложите замороженный образец Pseudomonas aeruginosa PAO1 и Staphylococcus aureus ATCC25923 на планшетах Muller Hinton Agar (MHA) за 2 дня до эксперимента с ожогом.
  2. На следующий день выберите из тарелки одну колонию выросших бактерий и с помощью инокуляционной петли слегка соскребите ее с тарелки. Затем поместите его в культуральную пробирку, чтобы инокулировать 10 мл бульона Мюллера Хинтона (MHB) и культивировать в течение ночи при 37 ° C в шейкере инкубатора.
  3. В день ожога и инфицирования центрифугируют культуру при концентрации 4 000 × г в течение 5 мин. Промойте гранулы обычным физиологическим раствором (0,9% раствор NaCl).
  4. Ресуспендировать бактериальную гранулу в физиологическом растворе и разбавить до 0,1 OD 600 нм (оптическая плотность при600 нм ). Разбавьте бактериальный посевной материал, взяв 200 мкл этой бактериальной суспензии и смешав ее с 800 мкл физиологического раствора, чтобы получить желаемый бактериальный инокулят 2 × 107 КОЕ / мл.
  5. Через 15 минут после ожога введите 50 мкл инокулята P. aeruginosa или S. aureu, приготовленного на предыдущем этапе (доза инфекции 1 × 106 КОЕ), крысе, находящейся под наркозом, используя иглу 29 г подкожно как можно ближе к ожоговой ране.
  6. После инфицирования ожоговой раны поместите крысу на грелку для восстановления. Как только животное выздоровеет (~15-20 мин), поместите его в чистую клетку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После ожога держите одну крысу в клетке. Используйте влажные гранулы корма для легкого жевания и положите их на пол клетки для легкого доступа.
  7. Наполните бутылки с водой в клетке водой с морфином (0,4 мг / мл) для обезболивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пероральный морфин отражает клиническую ситуацию с пациентами с ожогами человека. В этом исследовании использовался пероральный морфин, чтобы эти эксперименты были сопоставимы с пациентами с человеческими ожогами после многочисленных консультаций с ветеринарным персоналом. Журналы питья и веса велись на протяжении всего эксперимента. Используйте одну и ту же питьевую систему во время всех процедур. Другие анальгетики, такие как бупренорфин, можно вводить подкожно/внутрибрюшинно в соответствии с рекомендациями по уходу за животными.
  8. Заполните контрольный список мониторинга и внимательно следите за животными на предмет стресса или болезни в течение всего эксперимента.

4. Оценка ожоговой травмы

  1. Оцените ожоговую травму кожи морфологически с точки зрения цвета и края сразу после ожоговой травмы.
  2. Окрашивание обожженной кожи гематоксилином и эозином (H&E) для визуализации структуры ожоговой раны и эпителиального промежутка15 (см. шаг 5.6 для обработки образца).

5. Постобработка образцов крыс и перепись бактерий

  1. Усыпляют крысу через 24, 48 и 72 ч после ожога при передозировке анестезии.
  2. Возьмите образцы крови у крыс с помощью пункции сердца и соберите их в мини-пробирку.
    1. Проанализируйте общий анализ крови из образцов крови, чтобы определить влияние индукции ожога на иммунную систему хозяина.
  3. Собирайте кожу, подкожную клетчатку, мышцы, легкие и селезенку во время эвтаназии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оставьте одну часть (~ 1 см × 1 см; вес ~ 200-300 мг) кожи для окрашивания H&E, а другую часть - для бактериального подсчета.
  4. Соберите ткани в пробирку для сбора объемом 10 мл и поместите их в обычный физиологический раствор на льду для подсчета бактерий.
  5. Нормализуют массу ткани физиологическим раствором и гомогенизируют образцы с помощью тканевого гомогенизатора (см. Таблицу материалов).
    1. Последовательно разводят тканевые гомогенаты в физиологическом растворе.
    2. Планшет 100 мкл неразбавленного гомогената и все разведения каждого образца ткани на цетримидных агаровых пластинах для образцов, собранных у крыс, инфицированных P. aeruginosa.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте пластины с маннитовым агаром для покрытия образцов, собранных у крыс, инфицированных S. aureus.
    3. Инкубировать планшеты при 37 °C в инкубаторе в течение 16-18 ч.
    4. На следующий день подсчитайте бактериальные колонии на планшетах, умножьте на коэффициент разведения, чтобы получить количество КОЕ/мл, и нормализуйте с весом ткани, чтобы рассчитать КОЕ/г ткани.
    5. Используйте программное обеспечение для анализа данных, чтобы построить график количества бактерий в разных органах в разные моменты времени.
  6. Выполните окрашивание обожженной кожи H&E, чтобы визуализировать структуру раны и эпителиальный промежуток.
    1. С помощью ножниц и зубчатых щипцов отрежьте участок кожи размером 1 см х 1 см от области ожога и погрузите его в фиксатор (10% нейтральный буферный формалин, NBF) на 48 ч при комнатной температуре.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вкрутите контейнер, чтобы убедиться, что все ткани полностью погружены в фиксатор, при этом объем фиксатора в 30 раз превышает объем ткани.
    2. Обезвоживание кожных тканей 70% (об./об.) этанола в течение 72 ч при комнатной температуре.
    3. Обработайте обезвоженные образцы в парафиновых блоках, чтобы разрезать срезы и окрасить H&E15.
    4. Оцифруйте окрашенные слайды в цифровом виде на сканере слайдов (см. Таблицу материалов) с помощью 40-кратного объектива.
    5. Проанализируйте отсканированное изображение с помощью программного обеспечения (см. Дополнительный файл 1 для обработки изображения для анализа; см. Таблицу материалов).
    6. Исследуйте все области окрашенного участка кожи, чтобы оценить состояние эпидермиса, дермы, подкожной клетчатки и скелетных мышц.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Представленный здесь протокол обладает высокой воспроизводимостью и привел к ожоговой травме третьей степени на всю толщину у крыс. Ожоговая рана выглядит восково-белой после индукции ожога (рис. 2B). Цвет ожоговой травмы изменился с белого на коричневый в течение 72 часов после ожога (рис. 2B-E).

Гистологический анализ подтвердил ожог полной толщины (глубина >2,61 мм через 24 ч после ожога;

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Для изучения патофизиологии ожоговой травмыбыло представлено несколько моделей ожогов 8,12,16,17. В настоящем исследовании мы использовали модель крысы для разработки простого и воспроизводимого протокола, чтобы вызвать ожог на всю толщину с последующей бактериальной инфекцией, чтобы имитировать инфицированную ожоговую травму у пациентов. Выбор крысы в качестве модели животного для имитации усл...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликтов интересов, которые необходимо раскрывать.

Благодарности

Авторы благодарят Отдел сравнительной медицины Университета Северной Каролины за предоставление и уход за животными. Мы благодарим Лорен Ральф и Мию Евангелисту из Pathology Services Core за экспертную техническую помощь в области гистопатологии / цифровой патологии, включая срезы тканей и визуализацию. Это исследование было поддержано исследовательским грантом Министерства обороны (номер награды W81XWH-20-1-0500, GR и TV).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 мл шприцBD, США309597Используется для введения обезболивающего
1,7 мл МикротрубкаOlympus, США24-282Используется для переноса морфина
10% NBFVWR, США16004-115Используется для фиксации куска кожи для окрашивания
шприца 30 млBD, США302832Используется для введения раствора лактата Рингера
70% этилового спиртаФишера Научная, СШАBP28184
Aperio AT2 Digital Pathology  Сканер слайдов с программным обеспечением ImageScopeAperio, Technologies Inc., Vista, CA, СШАн/дСканирование H & E слайды и анализ
Ацетримидные агаровые пластиныBD, США285420Селективные медиа пластины для роста Pseudomonas aeruginosa
Медные стержнин/д/дИспользуются для индуцирования ожоговой травмы
Аппликаторы с ватными наконечникамиOMEGA Surgical supply, США4225-IMCИспользуются для нанесения глазной мази
ЭлектробритваOster, СШАGolden A5Используется для удаления волосков на тыльной стороне
Смазка для глазDechra, Великобританиян/дУвлажняющее средство для глаз для обеспечения длительного комфорта и предотвращения сухости глаз
Наполненные пухом накладкиMedline, СШАMSC281225Используется в процедуре ожога Щипцы
F.S.T.11027-12Используется для удержания кусочка кожи
Марлевые губкиOasis, СШАPK412Используются для очистки нанесенного наира крема с тыльной стороны;
Перчатки термостойкиен/д н/дИспользуются для удержания нагретых медных стержней
Гематологический анализаторIDEXX laboratories, СШАProCyte Dx
Индукционная камераKent Scientific, СШАvetFlo-0730Используются для обезболивания животных
инсулиновым шприцемBD, США329461
ИзофлуранаПиветал, США NDC46066-755-04Используется для обезболивания крыс для индуцирования потери сознания
Изофлуран вапорайзерн/дн/д
Раствор лактатного рингераicumedical, СШАNDC0990-7953-09Используется для реанимации крыс
L-образный разбрасывательFischer Scientific, США14-665-230
Mannitol AgarBD, США211407Селективные медиаторы для Staphylococcus aureus growth
Minicollect tubes (K2EDTA)greiner bio-one, США450480Используется для сбора крови
MorphineMallinckrodt, UKNDC0406-8003-30Эта анальгезия использовалась для того, чтобы вызвать неспособность чувствовать боль при ожоговой травме
Muller Hinton BrothBD, США275730
Muller Hinton II AgarBD, США211438
Nair лосьон для удаления волосNair, СШАн/дИспользуется для удаления остаточных волос на тыльной стороне
Игла 23 GBD, США 305193Используется для введения раствора лактата
Нормальный физиологический растворн/д н/д
СпектрофотометрThermoScientific, СШАGenesys 30
Крысы Sprague-Dawley, самцы и самкиCharles River Labsn/a7-9 недель для индукции ожога
Хирургические ножницыF.S.T.14501-14Используется для разрезания нужного кусочка кожи
Трубки для сбора тканейGlobe Scientific220101236
Гомогенизатортканей Kinematica, Inc, СШАPOLYTRON PT2100Используется для гомогенизации образцов тканей
Водяная баняFischer Scientific, СШАн/дИспользуется для вызова ожоговой травмы
Утяжеленная грелкаComfytemp, СШАн/дИспользуется во время процедуры для сохранения тепла тела крысы
н

Ссылки

  1. Peck, M., Molnar, J., Swart, D. A global plan for burn prevention and care. Bulletin of the World Health Organization. 87, 802-803 (2009).
  2. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2011 fact sheet. Chicago: American Burn Association. , (2011).
  3. Miller, S. F., et al. National burn repository 2007 report: a synopsis of the 2007 call for data. Journal of Burn Care & Research. 29 (6), 862-870 (2008).
  4. Kruger, E., Kowal, S., Bilir, S. P., Han, E., Foster, K. Relationship between patient characteristics and number of procedures as well as length of stay for patients surviving severe burn injuries: analysis of the American Burn Association National Burn Repository. Journal of Burn Care & Research. 41 (5), 1037-1044 (2020).
  5. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2016. Burn Incidence Fact Sheet. Chicago: American Burn Association. , (2016).
  6. Willis, M. L., et al. Plasma extracellular vesicles released after severe burn injury modulate macrophage phenotype and function. Journal of Leukocyte Biology. 111 (1), 33-49 (2022).
  7. Kartchner, L. B., et al. One-hit wonder: late after burn injury, granulocytes can clear one bacterial infection but cannot control a subsequent infection. Burns. 45 (3), 627-640 (2019).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. Animal models in burn research. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Cai, E. Z., et al. Creation of consistent burn wounds: a rat model. Archives of Plastic Surgery. 41 (4), 317(2014).
  10. Pessolato, A. G. T., dos Santos Martins, D., Ambrósio, C. E., Mançanares, C. A. F., de Carvalho, A. F. Propolis and amnion reepithelialise second-degree burns in rats. Burns. 37 (7), 1192-1201 (2011).
  11. Gurung, S., Škalko-Basnet, N. Wound healing properties of Carica papaya latex: in vivo evaluation in mice burn model. Journal of Ethnopharmacology. 121 (2), 338-341 (2009).
  12. Eloy, R., Cornillac, A. Wound healing of burns in rats treated with a new amino acid copolymer membrane. Burns. 18 (5), 405-411 (1992).
  13. Upadhyay, N., et al. Safety and healing efficacy of Sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.) seed oil on burn wounds in rats. Food and Chemical Toxicology. 47 (6), 1146-1153 (2009).
  14. El-Kased, R. F., Amer, R. I., Attia, D., Elmazar, M. M. Honey-based hydrogel: In vitro and comparative In vivo evaluation for burn wound healing. Scientific Reports. 7 (1), 1-11 (2017).
  15. Fan, G. -Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. Journal of Visualized Experiments. (141), e57942(2018).
  16. Davenport, L., Dobson, G., Letson, H. A new model for standardising and treating thermal injury in the rat. MethodsX. 6, 2021-2027 (2019).
  17. Kaufman, T., Lusthaus, S., Sagher, U., Wexler, M. Deep partial skin thickness burns: a reproducible animal model to study burn wound healing. Burns. 16 (1), 13-16 (1990).
  18. Casal, D., et al. Blood supply to the integument of the abdomen of the rat: a surgical perspective. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 5 (9), (2017).
  19. Casal, D., et al. A model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281(2017).
  20. Naldaiz-Gastesi, N., Bahri, O. A., Lopez de Munain, A., McCullagh, K. J., Izeta, A. The panniculus carnosus muscle: an evolutionary enigma at the intersection of distinct research fields. Journal of Anatomy. 233 (3), 275-288 (2018).
  21. Weber, B., et al. Modeling trauma in rats: similarities to humans and potential pitfalls to consider. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 1-19 (2019).
  22. Nguyen, J. Q. M., et al. Spatial frequency domain imaging of burn wounds in a preclinical model of graded burn severity. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 066010(2013).
  23. Sobral, C., Gragnani, A., Morgan, J., Ferreira, L. Inhibition of proliferation of Pseudomonas aeruginosa by KGF in an experimental burn model using human cultured keratinocytes. Burns. 33 (5), 613-620 (2007).
  24. Olivera, F., Bevilacqua, L., Anaruma, C., Boldrini Sde, C., Liberti, E. Morphological changes in distant muscle fibers following thermal injury i n Wistar rats. Acta Cirurgica Brasileira. 25, 525-528 (2010).
  25. Davies, J. W. Physiological Responses to Burning Injury. , Academic Press. (1982).
  26. Neely, C. J., et al. Flagellin treatment prevents increased susceptibility to systemic bacterial infection after injury by inhibiting anti-inflammatory IL-10+ IL-12-neutrophil polarization. PloS One. 9 (1), e85623(2014).
  27. Dunn, J. L., et al. Direct detection of blood nitric oxide reveals a burn-dependent decrease of nitric oxide in response to Pseudomonas aeruginosa infection. Burns. 42 (7), 1522-1527 (2016).
  28. Gouma, E., et al. A simple procedure for estimation of total body surface area and determination of a new value of Meeh's constant in rats. Laboratory Animals. 46 (1), 40-45 (2012).
  29. Dawson, N. The surface-area/body-weight relationship in mice. Australian Journal of Biological Sciences. 20 (3), 687-690 (1967).
  30. Moins-Teisserenc, H., et al. Severe altered immune status after burn injury is associated with bacterial infection and septic shock. Frontiers in Immunology. 12, 529(2021).
  31. Robins, E. V. Immunosuppression of the burned patient. Critical Care Nursing Clinics. 1 (4), 767-774 (1989).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Pseudomonas aeruginosaStaphylococcus aureus

Похожие статьи