Методическая статья

Электромагнитно-управляемая модель легкой черепно-мозговой травмы у мышей с закрытой головой

DOI:

10.3791/64556

⸱

28 сентября 2022 г.

 ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, University of Kentucky, 2Department of Neuroscience, University of Kentucky, 3Sanders-Brown Center on Aging, University of Kentucky

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол описывает легкую черепно-мозговую травму на мышиной модели. В частности, полностью объясняется пошаговый протокол для индукции легкой закрытой травмы головы по средней линии и характеристика животной модели.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Высоковоспроизводимые модели черепно-мозговой травмы (ЧМТ) на животных с четко определенными патологиями необходимы для тестирования терапевтических вмешательств и понимания механизмов того, как ЧМТ изменяет функцию мозга. Наличие нескольких моделей ЧМТ на животных необходимо для моделирования различных аспектов и тяжести ЧМТ, наблюдаемых у людей. В этой рукописи описывается использование средней закрытой черепно-мозговой травмы (ОМС) для разработки мышиной модели легкой ЧМТ. Модель считается мягкой, потому что она не вызывает структурных поражений головного мозга, основанных на нейровизуализации или грубой потере нейронов. Тем не менее, один удар создает достаточно патологии, чтобы когнитивные нарушения можно было измерить по крайней мере через 1 месяц после травмы. В статье определен пошаговый протокол индуцирования ОМС у мышей с использованием электромагнитного ударного элемента со стереотаксическим управлением. Преимущества модели ОМС легкой средней линии включают воспроизводимость изменений, вызванных травмой, с низкой смертностью. Модель была временно охарактеризована до 1 года после травмы для нейровизуализации, нейрохимических, невропатологических и поведенческих изменений. Модель дополняет модели открытого черепа с контролируемым кортикальным воздействием с использованием того же ударного устройства. Таким образом, лаборатории могут моделировать как легкую диффузную ЧМТ, так и очаговую ЧМТ средней и тяжелой степени тяжести с одним и тем же ударом.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Черепно-мозговая травма (ЧМТ) вызвана внешней силой на мозг, часто связанной с падениями, спортивными травмами, физическим насилием или дорожно-транспортными происшествиями. В 2014 году Центры по контролю и профилактике заболеваний определили, что 2,53 миллиона американцев обратились в отделение неотложной помощи, чтобы обратиться за медицинской помощью в связи с несчастными случаями, связанными с ЧМТ1. Поскольку легкая ЧМТ (мЧМТ) составляет большинство случаев ЧМТ, за последние несколько десятилетий было принято несколько моделей ЧМТ, которые включают снижение веса, закрытую черепно-мозговую травму, управляемую поршнем, и контролируемое воздействие коры, ротационную травму, легкую жидкостную ударную травму и модели взрывной травмы 2,3. Гетерогенность моделей mTBI полезна для устранения различных особенностей, связанных с mTBI, наблюдаемых у людей, и для оценки клеточных и молекулярных механизмов, связанных с повреждением головного мозга.

Из широко используемых моделей закрытой черепно-мозговой травмы одной из первых и наиболее широко используемых моделей является метод сброса веса, при котором на голову животного (обезболиваемый или бодрствующий) падает предмет с определенной высоты)2,4. В методе снижения веса тяжесть травмы зависит от нескольких параметров, в том числе от трепанации черепа, неподвижной или свободной головы, а также расстояния и веса падающего предмета 2,4. Одним из недостатков этой модели является высокая вариабельность тяжести травмы и высокий уровень смертности, связанный с угнетением дыхания 5,6. Распространенной альтернативой является нанесение удара с помощью пневматического или электромагнитного устройства, которое может быть выполнено непосредственно на открытой твердой мозговой оболочке (контролируемое корковое воздействие: CCI) или закрытом черепе (закрытая черепно-мозговая травма: CHI). Одной из сильных сторон поршневой травмы является ее высокая воспроизводимость и низкая смертность. Однако CCI требует трепанации черепа 7,8, а сама трепанациячерепа вызывает воспаление9. Вместо этого в модели ОМС нет необходимости в трепанации черепа. Как уже говорилось, каждая модель имеет ограничения. Одним из ограничений модели ОМС, описанной в данной статье, является то, что операция проводится с использованием стереотаксического каркаса, а голова животного обездвиживается. В то время как полная иммобилизация головы обеспечивает воспроизводимость, она не учитывает движение после удара, которое может способствовать травме, связанной с мЧМТ.

В этом протоколе описывается базовый способ выполнения воздействия ОМС с помощью коммерчески доступного электромагнитного ударного устройства10 в мыши. В этом протоколе подробно описаны точные параметры, необходимые для достижения высоковоспроизводимой травмы. В частности, исследователь имеет точный контроль над параметрами (глубина травмы, время выдержки и скорость удара) для точного определения тяжести травмы. Как описано, эта модель ОМС вызывает травму, которая приводит к двусторонней патологии, как диффузной, так и микроскопической (т.е. хронической активации глии, аксонального и сосудистого повреждения), а также поведенческим фенотипам 11,12,13,14,15. Кроме того, описанная модель считается легкой, так как не вызывает структурных поражений головного мозга на основе МРТ или грубых поражений по патологии даже через 1 год после травмы16,17.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Проведенные эксперименты были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Кентукки, и во время исследования соблюдались как ARRIVE, так и Руководство по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Хирургическая установка

ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши содержатся в группах по 4-5 человек в клетке, влажность в помещении поддерживается на уровне 43-47%, а температура поддерживается на уровне 22-23 °C. Мышам предоставляется свободный доступ к пище и воде, и они подвергаются воздействию 12-часового / 12-часового цикла свет/темнота (7 утра / 7 вечера).

  1. Используйте специально отведенную хирургическую зону, такую как капюшон или специальный хирургический процедурный кабинет, для проведения операции на животном.
  2. Убедитесь, что в хирургической области есть грелка, стереотаксическая рама, оснащенная электромагнитным ударником, и анестезиологическая маска, предназначенная для введения газа изофлурана (см. рис. 1A).
  3. Убедитесь, что хирург или персонал, участвующий в операции, носит чистый лабораторный халат, маску для лица, перчатки и хирургическую шапочку.
  4. Используйте стерильные хирургические инструменты, стерильные аппликаторы с ватными наконечниками и марлевые салфетки. Используйте стерилизатор горячих шариков, чтобы стерилизовать инструменты между мышами в течение дня операции.
  5. Используйте индукционную камеру для анестезии, чтобы подготовить мышь к операции в предоперационной области.
  6. Используйте грелки для поддержания температуры животного, чистые послеоперационные клетки для держания мышей и таймеры для записи рефлекса выпрямления мыши после операции.

2. Предоперационная процедура

  1. Подготовьте аппарат для поддержки головы (см. рисунок 1B).
    1. Снимите свернутый концевой гребень с латексной пипетки объемом 1 мл (надувной конец) (см. рис. 1C).
    2. Прикрепите колбу к трубке с помощью парапленки (см. рис. 1C).
    3. Подсоедините трубку к шприцу объемом 10 мл с помощью запорного крана. Наполните шприц водой (см. рисунок 1C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Латексная пипетка объемом 1 мл будет помещена под голову мыши, чтобы сместить силу удара от ушей. Постарайтесь удалить как можно больше воздуха из колбы перед использованием, чтобы колба была заполнена в основном водой, а не воздухом.
  2. Настройка импактора.
    1. Выберите наконечник зонда диаметром 5 мм, прикрутите его к поршню в нижней центральной части привода (внутри большего цилиндра) и осторожно затяните зонд, не прилагая чрезмерных усилий. Снова затяните наконечник между ударами (см. рис. 1B).
    2. Перед включением ударного элемента убедитесь, что переключатель «Удлинить/втянуть» находится в центральном положении «Выкл.». Затем подключите кабель привода к разъему на передней панели блока управления импактором, а кабель датчика — к разъему на передней панели. Затем включите выключатель питания на задней панели (см. рис. 1D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Тумблер Extend/Retract должен оставаться в центральном положении Off, когда он не используется.
    3. Установите скорость удара, вращая большую ручку с левой стороны блока управления, пока на дисплее не появится скорость удара 5,0 ± 0,2 м/с (см. рис. 1D).
    4. Установите счетчик выдержки на 100 мс, поворачивая циферблаты до тех пор, пока индикатор задержки не покажет 0,01 (см. рис. 1D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выдержка - это время контакта до того, как произойдет автоматическое втягивание.
    5. Поместите привод ударного элемента на пакет со льдом, чтобы предотвратить расширение пластикового цилиндра, который фиксирует цилиндр на месте, предотвращая движение цилиндра и нанесение ударов в будущем (см. рис. 1E).
  3. Подготовьте мышь к операции.
    1. Визуально осмотрите мышь перед операцией и исключите мышь из исследования, если наблюдается одно из следующих состояний: плохое состояние шерсти, вялость или плохой вес (<20 г) для 4-месячной мыши.
    2. Обезболивают мышь 4%-5% изофлураном в 100% кислороде с помощью индукционной камеры, помещенной на грелку на 1-2 мин.
    3. Сбрейте мех с места проведения операции с помощью электрической машинки для стрижки волос.
    4. Очистите голову стерильными спиртовыми прокладками и нанесите местный анестетик на бритую кожу головы не менее чем за 15 минут до начала операции.
    5. Верните мышь в чистую клетку перед операцией. Начните операцию по крайней мере через 15 минут после применения местного анестетика (время индукции).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Время анестезии может варьироваться в зависимости от анестетика, используемого в процедуре.
  4. Еще раз убедитесь, что стереотаксическая рамка, импактор и цифровой стереотаксический дисплей (см. рис. 1F) готовы к использованию.
  5. Верните мышь в индукционную камеру изофлурана с 4-5% изофлураном в 100% кислороде в течение примерно 3 минут.
  6. Зафиксируйте мышь в головном этапе.

3. Хирургическое вмешательство

  1. Закрепите мышь в стереотаксической раме с помощью легких конических ушных планок из ацетальной смолы, прикусной планки и маски для анестезии мыши (см. рис. 1G, H). Газообразный изофлуран подается в количестве 2-3% в комнатном воздухе со скоростью 100-200 мл / мин. Внимательно следите за дыханием мыши, чтобы обеспечить глубину анестезии и отрегулировать уровень газа по мере необходимости.
  2. Нанесите стерильную смазку для глаз на глаза, чтобы предотвратить высыхание роговицы.
  3. Трижды стерилизуйте кожу головы тампонами с повидон-йодом и стерильными спиртовыми тампонами.
  4. Убедитесь, что мышь находится под глубоким наркозом, убедившись в отсутствии реакции на ущипывание пальцев ног.
  5. Сделайте разрез по средней линии кожи головы примерно 1 см между глазами и шеей с помощью скальпеля, обнажив череп (см. рисунок 1I).
  6. Дайте черепу высохнуть в течение 1-2 минут.
  7. Определите брегму (точку пересечения коронального и сагиттального швов) и лямбду (пересечение сагиттального и лямбдоидного швов) (см. рис. 1J).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Атлас мозга мыши может быть использован для справки.
  8. Поместите устройство для поддержки головы под голову и надуйте луковицу водой, пока она не будет прижиматься к нижней части головы мыши, но не отрывать голову от стержня для укуса.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг необходим для уменьшения возможных проблем с ушами из-за ОМС. Любое животное с повреждением уха от ушных решеток, что привело к перекатыванию или кровотечению, должно быть исключено из исследования и усыплено.
  9. Переместите ударник на место над головой животного.
  10. Выдвиньте ударный элемент, поместив тумблер « Выдвинуть/втянуть » (на блоке управления ударным элементом) в положение «Расширить».
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обязательно убедитесь, что наконечник полностью выдвинут, потянув за наконечник вниз.
  11. Выровняйте ударный элемент до тех пор, пока он не окажется по центру брегмы (см. рис. 1K).
  12. Сбросьте цифровые стереотаксические координаты x и y в стереотаксическом считывателе до 0 (на сенсорном экране)
  13. Совместите зонд по месту удара, переместив зонд от брегмы к целевым координатам: медиально-латеральный = 0,0 мм, передне-задний = −1,6 мм.
  14. Прикрепите контактный датчик к уху животного.
    1. Медленно опускайте наконечник зонда с удлиненным зондом до первого контакта с поверхностью. Остановитесь на звуковом сигнале.
    2. Сбросьте цифровые стереотаксические координаты z в стереотаксическом считывателе на 0.
  15. Внимательно осматривают, находится ли кончик на одном уровне с черепом (медиально-латеральная и передне-задняя плоскости).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Позиционирование наконечника зонда является наиболее важным этапом этого процесса для предотвращения переломов черепа и повреждения ушей.
  16. Втяните ударник, поместив тумблер на блоке управления в положение «Втягивание». Наконечник отходит и больше не соприкасается с головой животного до момента удара.
  17. Установите глубину удара, отрегулировав дорсально-вентральную глубину на −1,2 мм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Глубина удара влияет на тяжесть травмы. Глубина должна быть титрованной для разного возраста, веса и штаммов мышей до желаемой тяжести травмы. Глубина, возможно, потребуется отрегулировать/повторно титровать с течением времени, чтобы поддерживать постоянную тяжесть травмы. Степень тяжести может быть оценена невропатологически: микроглия и астроциты (ИГХ), и поведенчески: водный лабиринт радиальной руки и тест активного избегания.
  18. Внимательно следите за дыханием мыши, чтобы обеспечить глубину анестезии, и при необходимости отрегулируйте уровень газа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Часто процентное содержание газа изофлурана должно быть снижено или отключено на 10-20 с до удара. Внимательно следите за тем, чтобы дыхание немного ускорилось. Если дыхание слишком медленное во время удара, животное может умереть в течение первых 60 секунд после удара от апноэ. Этого можно избежать, отрегулировав глубину анестезии за секунды до удара.
  19. Вызовите удар, нажав правый тумблер на удар. Наконечник зонда опускается вниз с отображаемой скоростью, а затем остается опущенным в течение установленного времени выдержки и втягивается.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Фиктивные мыши получают такое же обращение, как и мыши ОМС, но воздействие не оказывается.
  20. Запустите таймер сразу после нанесения удара ОМС, чтобы записать время выпрямления (время возврата из бокового положения в положение лежа) или запустите таймер, когда мышь будет удалена из стереотаксической рамки для фиктивных мышей. Среднее время выпрямляющего рефлекса составляет 5-15 мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Время коррекционного рефлекса может варьироваться в зависимости от напряжения и возраста мыши.
  21. Оцените мышей на предмет видимых переломов черепа, кровоизлияний и апноэ. Исключить из исследования мышей с вдавленным переломом черепа или видимым кровоизлиянием.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Существуют градуированные уровни переломов черепа. Животных с декомпрессированными переломами черепа, когда кость заметно вдавливается в ткань мозга, усыпляют (сначала CO2 , а обезглавливание используется в качестве вторичного метода). Если наконечник ударного элемента установлен правильно, эти типы переломов черепа чрезвычайно редки. Если перелом черепа действительно происходит, более распространенным проявлением является небольшая капля крови на черепе и небольшая тактильная шероховатость черепа, часто вдоль шва, соединяющего задний конец носовой кости. Эти мыши отмечены как возможный перелом черепа в записях, но обычно не исключаются из исследования.
  22. Извлеките животное из стереотаксической рамки.
  23. Закройте кожу головы, скрепив кожу вместе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рассасывающиеся или нерассасывающиеся швы можно использовать для закрытия кожи головы в качестве альтернативы скобам.
  24. Нанесите мазь с тройным антибиотиком стерильным аппликатором с ватным наконечником на закрытый разрез.
  25. Верните мышь в чистую клетку для восстановления. Половина клетки для восстановления находится на грелке (низкая настройка), обеспечивающей возможность отойти от тепла во время бодрствования и поддерживать температуру животного в бессознательном состоянии (см. рис. 1L).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мышь помещается на бок в клетке для восстановления. Чтобы предотвратить удушье, поместите животное в клетку без подстилки или на салфетку, если подстилка находится в клетке.
  26. Верните тумблер « Выдвиньте/Втягивание » в положение «Центр/Выкл. ».
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ток будет продолжаться, если переключатель оставить в положении расширения или втягивания, что приведет к набуханию поршня. В этом случае ударник не будет функционировать до тех пор, пока поршень не остынет.
  27. Извлеките ударник из держателя и аккуратно положите его на пакет со льдом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удержание импактора на пакете со льдом помогает уменьшить потенциальное набухание импактора.
  28. Наблюдайте за животным до тех пор, пока не возникнет рефлекс выпрямления, и задокументируйте время до выпрямления (см. рис. 1M).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рефлекс выпрямления определяется как момент, когда мышь возвращается в положение лежа. Клетку нужно оставлять нетронутой; Мышь может исправиться, если к клетке прикоснуться, переместить или подвергнуть воздействию каких-либо шумов.
  29. Возвращайте мышей в их домашнюю клетку, когда они бодрствуют и бодрствуют. Обычно в течение 1 ч после травмы животные находятся в полном сознании и передвигаются. Кроме того, добавьте немного влажного корма на дно клетки.

4. Послеоперационный уход

  1. Наблюдайте за животными в течение 5 дней после операции.
  2. Запишите их вес и любые физические / поведенческие изменения, такие как частота дыхания (качественная дыхательная функция), походка, состояние тела и волосяного покрова, еда, питье, дефекация и мочеиспускание.
  3. Наблюдайте за мышью на предмет любых признаков дискомфорта и хирургической ране на предмет отека, экссудата или красных краев, расхождения. Обратитесь к ветеринару, если животное проявляет признаки боли и дискомфорта (вокализации, неподвижность, переохлаждение, не пьет и не ест).
  4. Снимают скобы через 7-10 дней после операции под наркозом и на грелке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если используются нерассасывающиеся швы, их необходимо снять через 7-10 дней после операции под наркозом.

5. Уборка

  1. Очистите и стерилизуйте операционную область и инструменты.
  2. Очищайте наконечник зонда после каждого использования и в конце дня спиртовыми прокладками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ударный элемент откалиброван на заводе и, как сообщается, стабилен с течением времени и использованием. Регулярная калибровка не требуется. Тем не менее, ударный элемент и стереотаксическая рама должны регулярно проверяться. Кроме того, следует контролировать периметры конечных точек модели, такие как время рефлекса выпрямления, смертность и невропатология, чтобы оценить возможный экспериментальный дрейф.

6. Критерии исключения

  1. Исключите животных до операции с плохим состоянием здоровья, например, с плохим весом <20 г для 4-месячной мыши, вялостью и плохим состоянием шерсти.
  2. Исключите животных с осложнениями во время операции, такими как вдавленный перелом черепа, видимое кровоизлияние, связанное с операцией, или ушное кровотечение.
  3. Исключить из исследования животных со следующими послеоперационными симптомами: неспособность есть и/или нормально двигаться, необычные вокализации, потеря веса или неспособность раны нормально заживать после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта модель может быть использована в качестве повторяющейся модели легкой ЧМТ. Если мыши получают вторую операцию с интервалом в 24 часа после первой, скобы или швы могут быть удалены, и тот же разрез может быть использован для обнажения черепа. Новый разрез необходимо сделать, если между операциями проходит больше времени.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это стереотаксическое электромагнитное ударное устройство является универсальным. Он используется как для открытого черепно-контролируемого кортикального воздействия (CCI), так и для закрытой черепно-мозговой травмы (CHI). Кроме того, тяжесть травмы можно модулировать, изменяя параметры травмы, такие как скорость удара, время выдержки, глубина удара, наконечник ударного элемента и цель травмы. Здесь описана операция ОМС с использованием ударного элемента со стальным наконечником толщиной 5,0 мм. Эта травма считается легк...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Несколько этапов включают в себя воссоздание согласованной модели травмы с использованием описанной модели. Во-первых, очень важно правильно закрепить животное в стереотаксической рамке. Голова животного не должна иметь возможности двигаться вбок, а череп должен быть полностью плоским, а брегма и лямбда считывают одни и те же координаты. Правильное размещение амбушюр является самым сложным аспектом этой операции, и этому можно научиться только с практикой. Если череп не выровнен, голова должна быть отрегулирована, прежде...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам раскрывать нечего.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была частично поддержана Национальными институтами здравоохранения под номерами наград R01NS120882, RF1NS119165 и R01NS103785 и наградой Министерства обороны AZ190017. Содержание является исключительной ответственностью авторов и не отражает официальную точку зрения Национальных институтов здравоохранения или Министерства обороны.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
9 мм Аппликатор AutoclipBraintree scientificACS- APLSurgery
9 мм Autoclip RemoverBraintree scientificACS- RMVSurgery
9 мм Autoclip, Кейс из 1,000 зажимовBraintree scientificACS- CSSurgery (Staples)
Aperio ImageScope программное обеспечение Leica BioSystemsNA IHC
BladeFLASK Средство для удаления лезвийFisher Scientific22-444-275Хирургия
Аппликатор ватного наконечникаVWR89031-270Хирургия
Цифровая мышь стереотаксическая рамкаStoelting51730DХирургия
Dumont #7 ЩипцыRobozRS-5047Хирургия
АмбушюрыStoelting51649Хирургия
EthoVision XT 11.0 Noldus Information TechnologyNARAWM 
Fiber-LiteDolan-Jeffer IndustriesUN16103-DGХирургия
Fisherbrand Bulb для малых пипетокFisher Scientific03-448-21Аппарат поддержки головы
Gemini Avoidance SystemSan Diego InstrumentsNAАктивная
грелкаSunbeam 732500000UПодготовка к операции HRP
конъюгированная коза против кролика IgG Исследовательские лаборатории Jackson Immuno111-065-144 IHC
Индукционная камераKent ScientificVetFlo-0530XSПодготовка к хирургии
Изофлуран, USPCovetrusNDC: 11695-6777-2Хирургия
Мышиная газовая анестезия держатель головкиStoelting51609MХирургия
Нейропактор Стереотаксический импакторИнструменты неврологиин/дХирургия: Официально распространяется Lecia как ударная одна
мышь NexGen 500Аллентаун н/дПослеоперационный, держательский каркас
ПарапленкаBemisPM992Аппарат поддержки головы
Арахис - профессиональная машинка для стрижки волосWhal8655-200 Подготовка к операции
Раствор повидон-йода USP, 10% (w/v), 1% (w/v) доступный йод, для лабораторииRicca3955-16Surgery
Puralube Vet Oinment,вазелин офтальмологическая мазь, стерильная глазная смазкаDechra17033-211-38Surgery
Rabbit anti-GFAP DakoZ0334IHC
Кролик анти-IBA1 Wako019-19741IHC
8-рычажный радиальный рукав ВодныйлабиринтИнженерын/дRAWM 
ВесыOHAUS CS seriesBAL-101Ручка для подготовки
к хирургии # 7 Твердая 6.25" RobozRS-9847Прокладки для подготовки к операции
стерильным спиртом (изопропиловый спирт 70% v/v)Fisher Brand22-363-750Подготовка к операции
SumnoSuite система низкопоточной анестезииKent ScientificSS-01Хирургия
10 мл шприц Luer-Lok TipBD Bard-Parker302995Аппарат поддержки головы
ТаймерыFisher Scientific6KED8Хирургия
Крем для местного обезболиванияL.M.X 4NDC 0496-0882-15Подготовка к операции
Мазь с тройным антибиотикомMajorNDC 0904-0734-31Послеоперационная
трубкаMasterFlex96410-16Аппарат поддержки головы
Вапорайзер Одноканальная система анестезииKent ScientificVetFlo-1210SПодготовка к операции

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management. The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).
  2. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  3. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  4. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury). Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  5. Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1(2012).
  6. Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits. Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).
  7. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  8. Schwulst, S. J., Islam, M. Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury. Journal of Visualized Experiments. (150), e60027(2019).
  9. Cole, J. T., et al. Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  10. Brody, D. L., et al. Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).
  11. Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment. The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).
  12. Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury. PLoS One. 15 (8), 0232862(2020).
  13. Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice. Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831(2020).
  14. Bachstetter, A. D., et al. Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic. Journal of Neuroinflammation. 12, 69(2015).
  15. Bachstetter, A. D., et al. The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review. Experimental Neurology. 326, 113180(2020).
  16. Lyons, D. N., et al. A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism. Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).
  17. Yanckello, L. M., et al. Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase. Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).
  18. Bachstetter, A. D., et al. Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology. The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).
  19. Zvejniece, L., et al. Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice. Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).
  20. Flierl, M. A., et al. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).
  21. Yang, Z., et al. Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model. Scientific Reports. 5, 11178(2015).
  22. Petraglia, A. L., et al. The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy. Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).
  23. Laskowitz, D. T., et al. COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).
  24. Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury. Journal of Neuroinflammation. 5, 28(2008).
  25. Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans. Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).
  26. Kawakami, M., Yamamura, K. Cranial bone morphometric study among mouse strains. BMC Evolutionary Biology. 8, 73(2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Mild Traumatic Brain InjuryClosed Head InjuryMouse TBI ModelElectromagnetic ImpactorStereotaxic FrameCognitive ImpairmentNeuroimaging AnalysisBehavioral AssessmentControlled Cortical ImpactDiffuse Brain Injury

Похожие статьи