Методическая статья

Определение тепловых пределов для зоопланктона с помощью теплового блока

1.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64762

⸱

18 ноября 2022 г.

 ,  , 
1Biology Department, Swarthmore College

В этой статье

Краткое содержание

Настоящий протокол иллюстрирует использование коммерчески доступных компонентов для генерации стабильного и линейного теплового градиента. Такой градиент затем может быть использован для определения верхнего теплового предела планктонных организмов, особенно личинок беспозвоночных.

Аннотация

Тепловые пределы и широта широко используются для прогнозирования распространения видов. Поскольку глобальная температура продолжает расти, понимание того, как тепловой предел изменяется с акклиматизацией и как он варьируется между этапами жизни и популяциями, имеет жизненно важное значение для определения уязвимости видов к будущему потеплению. Большинство морских организмов имеют сложные жизненные циклы, которые включают ранние планктонные стадии. Хотя количественная оценка теплового предела этих небольших ранних стадий развития (от десятков до сотен микрон) помогает выявить узкие места в развитии, этот процесс может быть сложным из-за небольшого размера целевых организмов, больших требований к пространству на скамейке и высокой начальной стоимости изготовления. Здесь представлена установка, ориентированная на небольшие объемы (от мл до десятков мл). Эта установка сочетает в себе коммерчески доступные компоненты для создания стабильного и линейного теплового градиента. Также представлены производственные спецификации установки, а также процедуры введения и перечисления живых и мертвых людей и расчета летальной температуры.

Введение

Термическая толерантность является ключом к выживанию и функции организмов 1,2. Поскольку планета продолжает нагреваться из-за антропогенных выбросов углерода, все большее внимание уделяется определению и применению тепловых пределов3. Различные конечные точки, такие как смертность, неспособность развиваться и потеря подвижности, использовались для определения как верхних, так и нижних температурных пределов4. Эти тепловые пределы часто считаются прокси для тепловой ниши организма. Эта информация, в свою очередь, используется для выявления видов, которые более уязвимы к глобальному потеплению, а также для прогнозирования будущего распространения видов и результирующих видовых взаимодействий 3,5,6,7. Однако определение тепловых пределов, особенно для небольших планктонных организмов, может быть сложной задачей.

Для планктонных организмов, особенно личиночных стадий морских беспозвоночных, тепловой предел может быть определен путем хронического воздействия. Хроническое воздействие достигается путем выращивания личинок при нескольких температурах в течение дней до недель и определения температуры, при которой выживаемость личинок и/или скорость развития снижаются на 8,9,10. Однако этот подход является довольно трудоемким и требует больших инкубаторов и опыта в личиночном животноводстве (см. ссылку11 для хорошего введения в культивирование личинок морских беспозвоночных).

В качестве альтернативы, острое воздействие теплового стресса может быть использовано для определения тепловых пределов. Часто этот подход к определению включает в себя помещение небольших флаконов с личинками в сухие ванны с контролируемой температурой 12,13,14, использование функций теплового градиента в тепловых циклерах ПЦР 15,16 или помещение стеклянных флаконов / микроцентрифужных трубок вдоль теплового градиента, генерируемого примененным нагревом и охлаждением на концах больших алюминиевых блоков с отверстиями, в которые флаконы плотно помещаются17, 18,19. Типичные сухие ванны генерируют единичную температуру; следовательно, несколько блоков должны эксплуатироваться одновременно для оценки производительности в диапазоне температур. Термоциклеры генерируют градиент, но вмещают только небольшой объем образца (120 мкл) и требуют тщательных манипуляций. Подобно тепловым циклерам, большие алюминиевые блоки создают линейные и стабильные температурные градиенты. Оба подхода могут быть объединены с логистической или пробитовой регрессией для вычисления летальной температуры для 50% процентов населения (LT50)12,20,21. Тем не менее, используемые алюминиевые блоки были ~ 100 см в длину; этот размер требует большого лабораторного пространства и доступа к специализированным компьютерным фрезерным станкам с числовым программным управлением для сверления отверстий. Вместе с использованием двух гидромассажных водяных бань для поддержания целевой температуры финансовые затраты на сборку установки высоки.

Поэтому эта работа направлена на разработку альтернативных средств для генерации стабильного линейного градиента температуры с коммерчески доступными деталями. Такой продукт должен иметь небольшую площадь и должен быть легко использован для экспериментов по воздействию острого теплового стресса для планктонных организмов. Этот протокол разработан с использованием зоопланктона размером <1 мм в качестве целевых организмов, и, таким образом, он был оптимизирован для использования микроцентрифужной трубки объемом 1,5 или 2 мл. Более крупным исследуемым организмам потребуются контейнеры больше, чем используемые микроцентрифужные трубки объемом 1,5 мл, и увеличенные отверстия в алюминиевых блоках.

Помимо того, чтобы сделать экспериментальный аппарат более доступным, эта работа направлена на упрощение конвейера обработки данных. В то время как коммерческое статистическое программное обеспечение предоставляет процедуры для вычисления LT50 с использованием логистической или пробитной регрессии, стоимость лицензирования нетривиальна. Поэтому простой в использовании скрипт, основанный на статистической программе R22 с открытым исходным кодом, сделает анализ данных более доступным.

Этот протокол показывает, как компактный тепловой блок может быть изготовлен из коммерчески доступных деталей и применен к воздействию зоопланктона (личинок песочного доллара Dendraster excentricus) на острый тепловой стресс для определения их верхнего теплового предела.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Изготовление теплового блока

  1. Подключите полосовой нагреватель напряжением 120 В, 100 Вт к реостату (см. Таблицу материалов).
  2. Подготовьте алюминиевый блок размером 20,3 см x 15,2 см x 5 см (8 дюймов x 5 дюймов x 2 дюйма), просверлив 60 отверстий в сетке 6 x 10 (см. Таблицу материалов). Убедитесь, что отверстия расположены на расстоянии 2 см от центра до центра в обоих направлениях. Каждый из них должен быть 1,1 см в диаметре и 4,2 см в глубину (рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните сверление на фрезерном станке или сверлильном прессе с высокоскоростными стальными сверлами. Нагревательный элемент и охлаждающий элемент были выбраны таким образом, чтобы покрыть как можно большую часть контактной поверхности поверхностей размером 15,2 см х 5 см.
  3. Просверлите два дополнительных отверстия на одной из поверхностей размером 20,3 см х 5 см между1-й и2-й колоннами и9-й и 10-й колоннами, соответствующие размеру датчиков регулятора температуры (см. Таблицу материалов).
  4. Сконструируйте корпус из прозрачных акриловых листов размером 1,2 см (0,5 дюйма) (см. Таблицу материалов), чтобы удерживать элементы на месте и изолировать готовый тепловой блок. Используйте два слоя акрила для изоляции задней стороны нагревательного элемента (рисунок 1).
  5. При окончательной сборке нанесите термопасту (см. Таблицу материалов) для максимизации теплопроводности от нагревательного элемента в блок и от блока к охлаждающему элементу.

2. Определение параметров теплового градиента

  1. Соедините водяную баню/аквариумный чиллер с трубкой Tygon (см. Таблицу материалов). При необходимости изолируйте трубы изоляцией из пенопласта.
  2. Вставьте датчик термостата в отверстия на боковой стороне алюминиевого блока. Убедитесь, что зонд 1 расположен рядом с нагревательным элементом.
  3. Поместите микроцентрифужные трубки, заполненные до краев (1,5 мл) водопроводной водой, во все фрезерованные отверстия (всего 60 трубок).
  4. Включите регулятор температуры и установите температуру стоп-нагрева зонда 1 на 35-37 °C и зонда 2 на 21,5-22,5 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предлагаемый термостат имеет два выхода, которые работают независимо; только зонд 1 используется для регулирования температуры тепла в данном конкретном случае использования. Поэтому установите температуру зонда 2 на температуру низкого уровня.
  5. Поверните реостат, чтобы включить нагревательный элемент и установить его на средний.
  6. Включите водяную баню/аквариумный чиллер и установите температуру чиллера на 15 °C.
  7. Убедитесь, что блок теплый на одном конце и холодный на другом через 10 минут.
    ВНИМАНИЕ: Открытые концы нагревательного элемента могут быть горячими; не трогайте их.
  8. Проверяйте температуру внутри каждой микроцентрифужной трубки с помощью термопары с электродом К-типа (см. Таблицу материалов) каждые 10 минут после этого. Температура стабилизируется через ~60 мин и будет казаться линейной (рисунок 2).
  9. Отрегулируйте значения конечных точек, изменив настройки регулятора температуры и водяной бани по мере необходимости.

3. Тепловое воздействие и перечисление живых:мертвых

ПРИМЕЧАНИЕ: Шаг 2 может быть опущен после определения желаемых настроек градиента температуры.

  1. Включите циркуляционную водяную баню и нагреватель и установите их на 15 °C и 37 °C соответственно, чтобы создать градиент температуры от 19,5 °C до 37 °C.
  2. Чтобы убедиться, что тепловой градиент является линейным, поместите микроцентрифужные трубки, заполненные до краев (1,5 мл) водопроводной водой, во все фрезерованные отверстия (всего 60 трубок).
  3. Дайте тепловому блоку достичь заданной температуры, подождав 45-60 мин. Проверьте температуру внутри каждой микроцентрифужной трубки с помощью термопары с электродом K-типа, чтобы увидеть, достигла ли она ожидаемой температуры. Обратите внимание на эти температуры.
  4. Если исследуемые организмы имеют размер >500 мкм и могут быть легко перенесены из одного контейнера в другой (например, копепод), заполните микроцентрифужную трубку объемом 1,5 мл 750 мкл 0,45 мкм фильтрованной морской воды. В качестве альтернативы, если исследуемые организмы небольшие, заполните микроцентрифужную трубку 1,5 мл 250 мкл 0,45 мкм фильтрованной морской воды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для репрезентативных данных использовались личинки песчаных эксцентриков Dendraster, которым 2, 4 и 6 дней после оплодотворения (см. Таблицу материалов). Средний (± S.D., n = 15 для каждого возраста) размер этих особей составлял 152 ± 7 мкм, 260 ± 17 мкм и 292 ± 14 мкм соответственно. Учитывая, что эти личинки могут быть легко сконцентрированы (стадия 3.5), микроцентрифужные трубки были заполнены 750 мкл фильтрованной морской воды.
  5. Сконцентрируйте культуру исследуемых организмов с помощью обратной фильтрации (т.е. поместите сетку в емкость, содержащую исследуемые организмы, и удалите воду через верхнюю часть сетки), чтобы исследуемые организмы оставались в нижней части стакана11.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для изученных личиночных песочных долларов использовалась нейлоновая сетка размером 30 мкм (см. Таблицу материалов).
  6. Промыть концентрированный образец животного фильтрованной морской водой (например, при культивировании с водорослями или другими химическими веществами). Повторите обратную фильтрацию еще раз, чтобы сконцентрировать образец животного.
  7. Поместите известное количество отдельных организмов в наполовину заполненные микроцентрифужные трубки. Подсчитайте мелкие планктонные организмы под рассекающим микроскопом (см. Таблицу материалов) и переложите их стеклянными пипетками Пастера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество организмов, подлежащих размещению, зависит от размера; для личиночных песочных долларов размером ~200 мкм было уместно 20 особей на микроцентрифужную трубку.
    ВНИМАНИЕ: Стеклянные пипетки более желательны, чем пластиковые, так как некоторые планктонные организмы являются гидрофобными и будут прилипать к пластиковым поверхностям.
  8. Добавьте 0,45 мкм отфильтрованной морской воды в микроцентрифужные трубки, содержащие животных, пока конечный объем не составит 1 мл.
  9. Чтобы позволить организмам постепенно прогреться до желаемой экспериментальной температуры, поместите микроцентрифужные трубки с животными, подготовленные на этапе 3.7, в тепловой блок, начиная с холодного конца. Разместите пары микроцентрифужных трубок на каждом ряду (всего 12 трубок).
  10. Подождите 10 минут.
  11. Переместите пары микроцентрифужных трубок, вставленных на шаге 3.9, в соседние просверленные отверстия с более высокими температурами. Поместите дополнительные пары микроцентрифужных трубок в каждый ряд на холодном конце. Каждый ряд теперь будет иметь четыре трубки. Подождите еще 10 минут.
  12. Продолжайте добавлять микроцентрифужные трубки с животными, смещая их положения с более холодного конца на более теплый конец парами. Подождите 10 минут между каждой сменой, пока тепловой блок не будет полностью заполнен.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этапы 3.9-3.12 рассматриваются как фаза наращивания для постепенного повышения температуры, испытываемой исследуемыми организмами.
  13. Дайте животным высиживаться при заданной температуре в течение 2 ч. Этот этап является фазой постоянного температурного воздействия эксперимента.
    1. Проверяйте температуру микроцентрифужных трубок термопарой каждый час, если инкубационный период превышает 2 ч.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте время инкубации в зависимости от экспериментальных потребностей. Если инкубация длится более 2 ч, проверьте температуру трубок через равные промежутки времени с помощью термопары в случае непредвиденного отказа оборудования. Чтобы свести к минимуму помехи исследуемым организмам, случайным образом поместите шесть или более микроцентрифужных трубок, заполненных только отфильтрованной морской водой, в блок для мониторинга температуры.
  14. В конце инкубационного периода измеряют температуру внутри каждой микроцентрифужной трубки с помощью термопары с электродом К-типа. Обратите внимание на эти температуры.
  15. Удалите все 60 микроцентрифужных трубок с животными и поместите их в предварительно маркированные держатели.
  16. Инкубировать трубы (стадия 3.14) при заданной температуре, такой как температура выращивания, в течение 1 ч, что является периодом восстановления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Период восстановления может быть видоспецифичным. Для личиночного песочного доллара температура выращивания составляла 18 °C, и поэтому образец помещали в экологическую камеру. Обратитесь к соответствующей литературе и / или проведите пробный эксперимент, чтобы убедиться, что количество живых: мертвых не было затронуто продолжительностью периода восстановления. В репрезентативных данных количество животных, живших через 1 ч, было таким же, как и после 12 или 24 ч выздоровления.
  17. Чтобы перечислить долю исследуемого организма, который жив после теплового воздействия, перенесите содержимое отдельной микроцентрифужной трубки на чашку Петри толщиной 35 мм с помощью стеклянной пипетки.
  18. Понаблюдайте и обратите внимание на относительное количество особей, которые еще активны (живы) и тех, кто захватил плавание или растворился (умер) под рассекающим микроскопом. Убедитесь, что общее число наблюдаемых особей равно числу особей, помещенных в трубки на этапе 3.7. Проверьте боковые стороны микроцентрифужных трубок и чашки Петри для отдельных лиц, если цифры не совпадают.

4. Вычисление LT50

  1. Сгенерируйте таблицу данных в формате CSV с по крайней мере следующими заголовками: группирующая переменная, представляющая интерес, температура трубки в °C, количество живых особей и количество погибших особей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для репрезентативных данных интересующая группирующая переменная заменяется возрастом, поскольку цель состоит в сравнении между возрастными группами.
  2. Чтобы сопоставить данные с логистической регрессией, используйте обобщенную линейную модель с биномиальным распределением. Дополнительный файл кодирования 1 показывает пример сценария с использованием программного обеспечения с открытым исходным кодом R22.
  3. Чтобы определить медианный верхний тепловой предел (LT50), вычислите предикторное значение (т.е. температуру), при котором выжило 50% особей. Файл дополнительного кодирования 2 показывает пример скрипта, использующего функцию dose.p из MASS23 в R22.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Целью данного протокола является определение верхнего теплового предела зоопланктона. Для этого необходим стабильный и линейный тепловой градиент. Предложенная установка была способна генерировать тепловой градиент в диапазоне от 14 °C до 40 °C путем установки температуры водяной бани на 8 °C и нагревателя на 39 °C (рисунок 2A). Градиент температуры можно сузить и сместить, изменив значения конечных точек. Тепловой градиент с более узким диапазоном (от 19 °C до 37 °C) также создавался путем ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол обеспечивает доступный и настраиваемый подход к определению тепловых пределов малых планктонных организмов при остром тепловом воздействии. Конструкция с 10 отверстиями и гибкие конечные точки температуры, контролируемые водяной баней на нижнем конце и нагревателем на верхнем конце, позволяют точно определить LT50. Используя этот подход, можно обнаружить разницу в тепловом пределе, который составляет <1 °C (рисунок 3). Этот подход обеспечивает быстрое определение теп...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Эта работа поддерживается Исследовательским фондом факультета колледжа Суортмор [KC] и Летней исследовательской стипендией Роберта Рейнольдса и Люсинды Льюис '70 для BJ.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,45 & микро; м мембранный фильтрVWR74300-042
½ ” Акриловый листMcMaster-Carr8560K266Используется для изготовления ребристого корпуса с достаточной изоляцией.
Шприц объемом 1 млVWR76290-420
2 канала 7 типов термопар Регистраторданных Omega EngineeringHH506AМожет быть заменен на любой термометр, который поместится внутри микроцентрифужной трубки
Автоматическая пипетка Ранин 
Нагреватель полосы на болтах и зажимах
с оболочкой из нержавеющей стали 430, 120 В переменного тока, ширина 1-1/2 дюйма, 100 Вт		McMaster-Carr3619K32
Кристаллическая смесь для морского биотестированияPentairCM2BИспользуйте для приготовления искусственной морской воды 
Denraster excentricusM-Rep Песочные доллары из Калифорнии 
Препарирующий микроскоп Nikon SMZ645
DIYhz Алюминиевый блок водяного охлаждения, жидкостный водяной охладитель Система радиатора для ПК Процессор Графический радиатор Радиатор Эндотермическая головка Серебристый (40 мм x 120 мм x 12 мм)AmazonПодключается к водяной бане и используется для охлаждения одного конца блока.
Легко обрабатываемый литой алюминиевый лист MIC6 толщиной 2 дюйма 8 дюймов x 8 дюймов;McMaster-Carr86825K953Обработан до 2" x 6" x 8" с 60 равномерно расположенными отверстиями (диаметр 11 мм, глубина 42 мм) с двумя дополнительными отверстиями, просверленными с одной стороны для термостатных щупов.
Экономичная гибкая изоляция труб из вспененного полиэтиленаMcMaster-Carr4530K121Закрывает пластиковую трубку между чиллером и блоком для снижения потерь тепла. Можно не указывать, если диапазон температур близок к комнатной температуре 
EVERSECU 72 Вт 110-240 В Аквариумный чиллер для воды Согреватель/охладитель Регулятор температуры для аквариума с креветками для рыб Аквариум с коралловыми рифами до 20 л/30 лАмазонкаМожет использоваться вместо лабораторной водяной бани 
Пример с личиночным песком 
GENNEL 100 г серебряный силиконовый теплопроводящий составной паста для охлаждения светодиодных печей GPU CPU IC ОхлаждениеУлучшает теплопроводность между блоком и нагревательными и охлаждающими элементами.
Inkbird WiFi Reptile Термостат Регулятор температуры с 2 зондами и 2 розетками, IPT-2CH Reptiles Термостат с нагревательным ковриком (макс. 250 Вт на розетку)Amazonконтролирует горячие и холодные концы. Поддерживает горячую часть в диапазоне
Lauda Ecoline Silver Рефрижераторные циркуляционные насосы с воздушным охлаждениемVWR89202-386Могут быть заменены на аквариумный чиллер 
Микроцентрифужные пробиркиVWR76019-014Если используются более крупные животные, хорошей альтернативой являются пробирки для сканирования (VWR 66022-004).
Сетчатый фильтр Nitex  СамодельныйИспользованный горячий клей для прикрепленной сетки Nitex к трубке из ПВХ 1/2"
Пастеурский пипеткаVWR14673-010
Калия хлорид (0,35 м)Millpore-SigmaP3911-500G
R. R Проект по статистическим вычислениям
Игла шприцаVWR89219-346В зависимости от размера целевого организма гага 14 и 16 может быть использована
трубка Tygon McMaster-Carr5233K65Отрегулируйте в соответствии с используемым чиллером и блоком 
Zoo Med Repti Temp RheostatChewy.comрассчитан на 150 Вт и перемонтирован для подачи непосредственно в нагревательный элемент. Используется для управления скоростью тепловой мощности
Amazon Статистическое программное обеспечение

Ссылки

  1. Dowd, W. W., King, F. A., Denny, M. W. Thermal variation, thermal extremes and the physiological performance of individuals. Journal of Experimental Biology. 218 (12), 1956-1967 (2015).
  2. García, F. C., Bestion, E., Warfield, R., Yvon-Durocher, G. Changes in temperature alter the relationship between biodiversity and ecosystem functioning. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (43), 10989-10994 (2018).
  3. Sinclair, B. J., et al. Can we predict ectotherm responses to climate change using thermal performance curves and body temperatures. Ecology Letters. 19 (11), 1372-1385 (2016).
  4. Lutterschmidt, W. I., Hutchison, V. H. The critical thermal maximum: history and critique. Canadian Journal of Zoology. 75 (10), 1561-1574 (1997).
  5. Bennett, J. M., et al. The evolution of critical thermal limits of life on Earth. Nature Communications. 12 (1), 1198(2021).
  6. Sunday, J. M., Bates, A. E., Dulvy, N. K. Thermal tolerance and the global redistribution of animals. Nature Climate Change. 2 (9), 686-690 (2012).
  7. Deutsch, C. A., et al. Impacts of climate warming on terrestrial ectotherms across latitude. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (18), 6668-6672 (2008).
  8. Collin, R., Chan, K. Y. K. The sea urchin Lytechinus variegatus lives close to the upper thermal limit for early development in a tropical lagoon. Ecology and Evolution. 6 (16), 5623-5634 (2016).
  9. Wang, W., Ding, M. -w, Li, X. -x, Wang, J., Dong, Y. -w Divergent thermal sensitivities among different life stages of the pulmonate limpet Siphonaria japonica. Marine Biology. 164 (6), 1-10 (2017).
  10. Mak, K. K. -Y., Chan, K. Y. K. Interactive effects of temperature and salinity on early life stages of the sea urchin Heliocidaris crassispina. Marine Biology. 165 (3), 1-11 (2018).
  11. Strathmann, R. R. Culturing larva of marine invertebrates. Developmental Biology of the Sea Urchin and Other Marine Invertebrates. , Humana Press. Totowa, NJ. 1-25 (2014).
  12. Stillman, J. H., Somero, G. N. A comparative analysis of the upper thermal tolerance limits of Eastern Pacific porcelain crabs, Genus Petrolisthes: Influences of latitude, vertical Zonation, acclimation, and phylogeny. Physiological and Biochemical Zoology. 73 (2), 200-208 (2000).
  13. Sasaki, M. C., Dam, H. G. Integrating patterns of thermal tolerance and phenotypic plasticity with population genetics to improve understanding of vulnerability to warming in a widespread copepod. Global Change Biology. 25 (12), 4147-4164 (2019).
  14. Sasaki, M. C., Dam, H. G. Genetic differentiation underlies seasonal variation in thermal tolerance, body size, and plasticity in a short-lived copepod. Ecology and Evolution. 10 (21), 12200-12210 (2020).
  15. Kelly, M. W., Sanford, E., Grosberg, R. K. Limited potential for adaptation to climate change in a broadly distributed marine crustacean. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 279 (1727), 349-356 (2012).
  16. Rivera, H. E., Chen, C. -Y., Gibson, M. C., Tarrant, A. M. Plasticity in parental effects confers rapid larval thermal tolerance in the estuarine anemone Nematostella vectensis. Journal of Experimental Biology. 224 (5), 236745(2021).
  17. Sewell, M. A., Young, C. M. Temperature limits to fertilization and early development in the tropical sea urchin Echinometra lucunter. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 236 (2), 291-305 (1999).
  18. Walther, K., Crickenberger, S. E., Marchant, S., Marko, P. B., Moran, A. L. Thermal tolerance of larvae of Pollicipes elegans, a marine species with an antitropical distribution. Marine Biology. 160 (10), 2723-2732 (2013).
  19. Byrne, M., Gall, M. L., Campbell, H., Lamare, M. D., Holmes, S. P. Staying in place and moving in space: contrasting larval thermal sensitivity explains distributional changes of sympatric sea urchin species to habitat warming. Global Change Biology. 28 (9), 3040-3053 (2022).
  20. Zippay, M. L., Hofmann, G. E. Physiological tolerances across latitudes: thermal sensitivity of larval marine snails (Nucella spp). Marine Biology. 157 (4), 707-714 (2010).
  21. Collin, R., Rebolledo, A. P., Smith, E., Chan, K. Y. K. Thermal tolerance of early development predicts the realized thermal niche in marine ectotherms. Functional Ecology. 35 (8), 1679-1692 (2021).
  22. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. , Vienna, Austria. https://www.R-project.org/ (2021).
  23. Venables, W. N., Ripley, B. D. Modern Applied Statistics with S-PLUS. Fourth edn. , Springer. (2002).
  24. Fumo, J. T., et al. Contextualizing marine heatwaves in the southern California bight under anthropogenic climate change. Journal of Geophysical Research: Oceans. 125 (5), (2020).
  25. Wheeler, M. W., Park, R. M., Bailer, A. J. Comparing median lethal concentration values using confidence interval overlap or ratio tests. Environmental Toxicology and Chemistry: An International Journal. 25 (5), 1441-1444 (2006).
  26. Kingsolver, J. G., MacLean, H. J., Goddin, S. B., Augustine, K. E. Plasticity of upper thermal limits to acute and chronic temperature variation in Manduca sexta larvae. Journal of Experimental Biology. 219 (9), 1290-1294 (2016).
  27. Kuo, E. S. L., Sanford, E. Geographic variation in the upper thermal limits of an intertidal snail: implications for climate envelope models. Marine Ecology Progress Series. 388, 137-146 (2009).
  28. Hammond, L. M., Hofmann, G. E. Thermal tolerance of Strongylocentrotus purpuratus early life history stages: mortality, stress-induced gene expression and biogeographic patterns. Marine biology. 157 (12), 2677-2687 (2010).
  29. Sasaki, M., Dam, H. G. Global patterns in copepod thermal tolerance. Journal of Plankton Research. 43 (4), 598-609 (2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи