Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Методы изучения вклада матки в установление беременности на овариэктомированной мышиной модели

2.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64763

⸱

7 апреля 2023 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Biomedicine Discovery Institute, Department of Anatomy and Developmental Biology, Monash University, 2Gynaecology Research Centre, Royal Women’s Hospital and Department of Obstetrics and Gynaecology, University of Melbourne, 3The Ritchie Centre, Hudson Institute for Medical Research and Department of Obstetrics and Gynaecology, Monash University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Установление беременности - это динамический процесс, включающий сложные перекрестные помехи эмбриона и матки. Точный вклад материнской маточной среды в эти процессы остается активной областью исследований. Здесь представлены подробные протоколы, помогающие в разработке моделей животных in vivo для решения этих исследовательских вопросов.

Аннотация

Чтобы беременность была установлена, жизнеспособная бластоциста должна успешно взаимодействовать с рецептивной слизистой оболочкой матки (эндометрием), чтобы облегчить имплантацию и формирование плаценты и обеспечить продолжение беременности. Ограничения на успешность беременности, вызванные эмбриональными дефектами, хорошо известны и были в значительной степени преодолены в последние десятилетия с появлением экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) и вспомогательных репродуктивных технологий. Однако до сих пор эта область не преодолела ограничения, вызванные недостаточно рецептивным эндометрием, что приводит к стагнации показателей успешности ЭКО. Функции яичников и эндометрия тесно переплетены, так как гормоны, вырабатываемые яичником, отвечают за менструальную цикличность эндометрия. Таким образом, при использовании моделей беременности на грызунах может быть трудно определить, связан ли наблюдаемый результат с дефицитом яичников или матки. Чтобы преодолеть это, была разработана овариэктомия мышиной модели с переносом эмбрионов или искусственной децидуализацией, чтобы можно было изучить специфический для матки вклад в беременность. В этой статье будут представлены инструкции о том, как выполнить овариэктомию, и предложены различные методы поставки экзогенных гормонов для поддержки успешной искусственной децидуализации или беременности после переноса эмбрионов от здоровых доноров. Эти методы включают подкожные инъекции, гранулы с медленным высвобождением и осмотические мини-насосы. Будут обсуждаться основные преимущества и недостатки каждого метода, что позволит исследователям выбрать наилучший дизайн исследования для своего конкретного исследовательского вопроса.

Введение

С ростом использования вспомогательных репродуктивных технологий в последние десятилетия многие барьеры на пути к зачатию были преодолены, что позволило многим парам создавать семьи, несмотря на проблемы с фертильностью1. Дефицит ооцитов или сперматозоидов часто можно обойти с помощью экстракорпорального оплодотворения или интрацитоплазматической инъекции сперматозоида; Однако проблемы, связанные с маткой и восприимчивостью эндометрия, остаются неуловимым «черным ящиком» репродуктивного потенциала2.

Беременность устанавливается, когда качественный эмбрион успешно взаимодействует с рецептивным эндометрием (слизистой оболочкой матки). Шансы на успешную беременность в любом менструальном цикле невелики и составляют около 30%3,4. Из тех, которые успешны, только 50-60% продвигаются после 20 недель беременности, при этом неудача имплантации является причиной 75% беременностей, которые не достигают 20 недель3. Несмотря на то, что эти цифры относятся к концу 1990-х годов, этой области еще предстоит преодолеть ограничения, вызванные недостаточно рецептивным эндометрием. Это привело к стагнации, а иногда и к снижению показателей успешности ЭКО в последние годы 5,6.

Женщины с необъяснимым бесплодием часто имеют смещенное окно восприимчивости или не могут достичь восприимчивости по неизвестным причинам. Недавно был разработан массив рецептивности эндометрия, который оценивает экспрессию сотен генов с целью адаптации времени переноса эмбрионов к окну восприимчивости человека 7,8,9. Тем не менее, в этой области до сих пор отсутствует понимание патогенеза осложнений беременности, которые проявляются после завершения процесса имплантации.

Женская репродуктивная система очень динамична и находится под жестким гормональным контролем. Гипоталамо-гипофизарно-гонадная ось (HPG) контролирует высвобождение лютеинизирующего гормона и фолликулостимулирующего гормона, которые регулируют аспекты овариального цикла, включая созревание фолликулов и активность эстрогена и прогестерона. В свою очередь, менструальный цикл матки регулируется эстрогенами и прогестероном10,11. Таким образом, изучение биологических механизмов матки осложняется влиянием яичников. Например, при изучении того, как терапия рака может повлиять на матку, может быть трудно различить, является ли какой-либо наблюдаемый фенотип матки (например, потеря беременности или менструальная ацикличность) результатом прямого оскорбления матки или косвенного эффекта от повреждения яичников.

Чтобы всесторонне понять фертильность, необходимо охарактеризовать вклад матки в беременность. Важно отметить, что это понимание должно выходить за рамки функции матки под контролем яичников. Это не может быть изучено на людях; Поэтому часто используются модели животных. Таким образом, овариэктомия (OVX) обычно используется для того, чтобы позволить исследователям регулировать эстральные циклы грызунов (аналогично менструальному циклу) путем экзогенного снабжения гормонами. Кроме того, OVX позволяет изучать реакцию матки независимо от влияния яичников12. Однако, если гормоны не будут немедленно доставлены после OVX, возникнет фенотип менопаузы, который должен быть тщательно рассмотрен исследователями.

OVX часто используется в моделях грызунов 13,14,15,16,17 и относительно легко выполняется после адекватного обучения. Методы варьируются в зависимости от того, удаляется ли только яичник или яичник и яйцевод, а также в зависимости от возраста животного (взрослые животные имеют более крупные яичники с видимым желтым телом на поверхности, что означает, что их яичники легче визуализировать). Точно так же существует множество методов гормональных добавок, включая подкожные инъекции14, гранулы с медленным высвобождением 15, осмотической мини-помпы18 и пересадку яичников.

В этой статье приведены подробные инструкции о том, как выполнять овариэктомию и готовить три типа гормональных добавок, включая подкожные инъекции, гранулы с медленным высвобождением и осмотические мини-помпы. Два подробных протокола предоставляются для экспериментальных конечных точек, которые выигрывают от OVX с последующим добавлением экзогенных гормонов (перенос эмбрионов и искусственная децидуализация). В этой статье обсуждаются сильные и слабые стороны каждого подхода с целью руководства исследователями относительно того, как проводить исследования, чтобы изолировать воздействие на матку, особенно в областях исследований беременности и фертильности.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все животные были размещены в помещениях с контролируемой температурой и высокими барьерами (Лаборатория исследований животных Университета Монаша) с бесплатным доступом к пище и воде и 12-часовым циклом света-темноты. Все процедуры были выполнены в соответствии с одобрением Комитета по этике платформы исследований животных Монаша (#21908, 17971) и выполнены в соответствии с Кодексом практики Национального совета по здравоохранению и медицинским исследованиям по уходу за животными и их использованию.

1. Хирургическая подготовка

  1. Автоклавируйте все хирургические инструменты, марлю и бумажные полотенца, необходимые для проведения процедур, в цикле твердых/сухих грузов при температуре 121 °C со временем выдержки 30 минут и временем сушки 30 минут.
  2. Разложите стерильную настольную подушечку для хирургического рабочего пространства и приготовьте анальгетики.
    1. Разбавьте карпрофен в стерильном физиологическом растворе до 1 мг/мл и разбавьте бупивакаин в стерильном физиологическом растворе до 0,5% (мас./об.) раствора.
    2. Добавьте 3,5 мл мелоксикама в бутылку с водой в клетке объемом 400 мл.
  3. Предварительно разогрейте грелку (подушки) для клеток для восстановления и установите нагревательные лампы, чтобы направлять непрямой свет на выздоравливающих животных.
  4. Убедитесь, что вы носите все необходимые средства индивидуальной защиты, включая сетку для волос, маску для лица, халат и перчатки.
  5. Практикуйте хорошую стерильную технику, в том числе регулярно опрыскивайте перчатки этанолом и позволяйте им испаряться перед обращением с животным или хирургическими инструментами, чтобы избежать загрязнения этанолом.

2. Выполнение овариэктомии

  1. Используя газоанестезиологический аппарат изофлураном, предварительно заполните индукционную коробку в течение 3-5 минут 5% изофлураном со скоростью потока, установленной на уровне 4 л/мин.
  2. Поместите мышь в индукционную коробку и, когда она потеряет сознание, переместите ее в носовой конус и уменьшите скорость потока до 0,4 л / мин, установив испаритель изофлурана на ~ 2,5%.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Процент изофлурана, используемого для оставшейся части процедуры, варьируется в зависимости от штамма мыши, возраста и воздействия лечения (например, химиотерапии) и должен быть скорректирован на основе тщательной оценки характера дыхания каждого отдельного животного. Паттерны дыхания должны оставаться такими же, как обычные дыхания живота. Быстрые грудные вдохи могут указывать на то, что глубокая хирургическая плоскость не была достигнута или поддерживалась; В этом случае отрегулируйте процент испарителя изофлурана по мере необходимости.
  3. Обильно нанесите смазку для глаз, сжав тюбик и аккуратно промокнув глаз.
  4. Побрейте небольшую область (2 см х 2 см) на уровне и ниже горбинки позвоночника.
  5. Вводят 5 мг / кг карпрофена из разбавленного раствора 1 мг / мл подкожно на загривке.
  6. Проверьте глубину анестезии с помощью рефлекса защемления пальца ноги, ущипнув задний палец мыши. Если нет реакции защемления пальцев ног, животное находится в глубокой хирургической плоскости, и процедура может продолжаться.
  7. Нанесите бетадин на операционную область и накройте хирургической простыней (марля с вырезанным окошком размером 2 см х 2 см).
  8. С помощью крысиных щипцов потяните кожу на горбинке спины вверх и сделайте продольный разрез ~5 мм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разрез кожи на этой высоте на спине животного лучше всего подходит для установки хирургических зажимов, чтобы уменьшить вероятность того, что животное удалит зажимы и потребует ремонта зажима.
  9. Используя тупые щипцы, приступайте к тупому рассечению кожи от нижележащего мышечного слоя, двигаясь вниз и в одну сторону к почкам.
  10. Определите почку, яичник и жировой подушку яичников визуально через мышечную стенку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Почка будет иметь темно-красный цвет, жировая подушка будет ярко-белой, и если ее увидеть, яичник будет выглядеть как маленькая розовая точка внутри жировой подушечки.
  11. С помощью щипцов захватите и поднимите мышечный слой. Сделайте разрез ~0,5-1 см острыми хирургическими ножницами. Продолжайте удерживать мышечную стенку щипцами и переходите от ножниц к тупым щипцам, чтобы протянуть жировую подушечку яичника через разрез.
  12. Используя изогнутый иглодержатель, зажмите под яичник и яйцевод на дистальном конце рога матки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы можно удалить только яичник, оставив яйцевод нетронутым. Однако для точной визуализации различия между яичником и яйцеводом требуется рассекающий микроскоп.
  13. Удаляют яичник ножницами или скальпелем. Продолжайте зажимать в течение 30 с, чтобы избежать чрезмерного кровотечения.
  14. Снимите зажим и при необходимости промокните его стерильной марлей.
  15. Чтобы закрыть разрез мышечной стенки, используйте щипцы, чтобы поднять верхнюю часть разреза, чтобы разрез естественным образом стянулся.
  16. Используйте шелковые швы (размер 3-0), чтобы закрыть разрез мышечной стенки узлом хирурга.
  17. Нанесите две-три капли бупивакаина местно с помощью шприца объемом 1 мл без прикрепленной иглы и повторите шаги 2.9-2.17 с другой стороны.
  18. Чтобы закрыть разрез кожи, используйте марлю, чтобы намочить область насухо от избытка бупивакаина, и прижмите две стороны кожи друг к другу.
  19. Установите один-два хирургических зажима диаметром 7 мм, оставляя пространство для отека в рамках процесса заживления.
  20. Переместите мышь в клетку для восстановления и внимательно следите за ней в течение 15 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животные должны быстро просыпаться; Обязательно внимательно следите за дыханием, чтобы убедиться в нормальном дыхании грудной клетки.

3. Гормональная подготовка: Подкожная инъекция

  1. Сделайте 1 мг / мл исходного раствора эстрадиола.
    1. Взвесьте 0,001 г (1 мг) порошка эстрадиола в стерильную пробирку объемом 1,5 мл.
    2. Добавьте 1 мл 100% этанола в пробирку и встряхните в течение нескольких секунд.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этанол останется прозрачным с видимыми пятнами порошка эстрадиола.
    3. Оберните трубку пленкой, чтобы предотвратить испарение этанола.
    4. Заверните тюбик в алюминиевую фольгу и поместите его на коромысло на ночь, чтобы полностью растворить порошок эстрадиола.
    5. Разбавьте этот бульон 1 мг / мл в кунжутном масле до желаемой конечной концентрации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Дозы 100 нг в течение 3 дней необходимы для праймирования перед искусственной децидуализацией, а дополнительные низкие дозы 25 нг требуются при введении прогестерона. Это необходимо для борьбы с петлей обратной связи, контролирующей экспрессию рецепторов прогестерона. Для переноса эмбрионов требуются две дозы по 100 нг в 1-й день и 3-й день до переноса эмбрионов на 4-й день. Во время переноса эмбрионов также требуется низкая доза 25 нг.
    6. Наберите необходимое количество эстрадиола в масле в шприц объемом 1 мл, а затем приложите кончик иглы 26 г.
    7. Вводите соответствующую дозу подкожно (либо в загривок, либо в бок; 100 нг/100 мкл или 25 нг/100 мкл для прайминга перед переносом эмбрионов или искусственной децидуализацией или во время переноса эмбрионов) с требуемой частотой.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Масло очень вязкое, поэтому обязательно вводите медленно и сделайте паузу на несколько секунд, прежде чем вынимать иглу. Это позволит свести к минимуму количество масла, которое вытекает из места впрыска.
  2. Сделайте 200 мг / мл исходного раствора прогестерона.
    1. Взвесьте 0,4 г (400 мг) порошка прогестерона в стерильную пробирку объемом 5 мл.
    2. Добавьте 2 мл 100% этанола в пробирку и встряхните в течение нескольких секунд.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этанол станет белого цвета.
    3. Повторите шаги 3.1.3-3.1.4.
    4. Разбавьте бульон 200 мг / мл в кунжутном масле до желаемой конечной концентрации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Дозы 2 мг в день необходимы для поддержки переноса эмбрионов.
    5. Вводите соответствующую дозу (например, 2 мг/100 мкл в день для поддержки беременности) подкожно, как показано на этапах 3.1.6-3.1.7.

4. Гормональная подготовка: гранулы с медленным высвобождением

  1. Уложите фольгу по поверхности ламинарного потока или капюшона биобезопасности II класса.
  2. Поместите все оборудование (перчатки, чашки Петри, шприцы объемом 1 мл, тонкие щипцы) в капюшон и включите ультрафиолетовое излучение на 20 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не включайте УФ-излучение с герметиком внутри вытяжки, так как он застынет.
  3. Вымойте силастическую трубку в 100% этаноле и дайте ей высохнуть на воздухе в вытяжке. После высыхания отметьте длину ~ 1 см вдоль трубки и разрежьте скальпелем.
  4. Снимите поршень со шприца и выдавите ~ 200 мкл герметика. Замените поршень и выдавите небольшое количество герметика из шприца.
  5. Нанесите небольшое количество герметика на один конец трубки и разгладьте его пальцем в перчатке.
  6. Дайте высохнуть в течение ночи или в течение 20-30 минут в ультрафиолетовом свете внутри вытяжки.
  7. Налейте необходимое количество прогестерона в стерилизованную чашку Петри. Используя щипцы, зачерпните гранулы в порошок прогестерона, чтобы заполнить гранулы.
    1. Постучите запечатанным концом гранулы по поверхности вытяжки, чтобы сконденсировать прогестерон. В качестве альтернативы используйте конец стерилизованных щипцов, чтобы набить прогестерон. Оставьте достаточно места для большего количества герметика.
  8. Запечатайте открытый конец герметиком, как описано в шагах 3.4-3.5.
  9. Заверните чашку Петри, содержащую гранулы прогестерона, в фольгу, чтобы защитить ее от света.
  10. Активируйте гранулы в течение как минимум 72 часов перед подкожным введением путем инкубации в 1% очищенном древесным углем FCS (cs-FCS: PBS) при 37 ° C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пеллеты могут быть изготовлены навалом с одним запечатанным концом заранее. Тем не менее, свежий прогестерон следует использовать для их восполнения каждый раз. Убедитесь, что готовые гранулы стерилизованы ультрафиолетовым излучением перед заполнением прогестероном. Гранулы будут выделять ~ 500 мкг / день в течение 6-10 дней, что является достаточной поддержкой для процедур искусственной децидуализации и переноса эмбрионов, хотя для поддержания активности рецептора прогестерона в течение 4-5 дней может потребоваться дополнительная инъекция низких доз эстрогена. По истечении 10 дней может потребоваться замена гранул прогестерона.

5. Гормональная подготовка: осмотические мини-насосы

  1. Приготовьте прогестерон в нужной концентрации в водном растворе и выберите подходящую модель мини-осмотического насоса (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для раздела 7 (экспериментальная процедура: перенос эмбрионов) требуется доставка 2 мг / день в течение 12 дней. Поэтому растворите 28 мг прогестерона в ~ 100 мкл стерильной воды на животное (следуйте инструкциям производителя для конкретного объема). Могут потребоваться последовательные разведения. Для секции 8 (экспериментальная процедура: искусственная децидуализация) требуется доставка 500 мкг в сутки в течение 3 дней. Поэтому растворяют 1,500 мкг прогестерона в ~ 100 мкл стерильной воды на животное. Приготовьте дополнительный раствор, чтобы учесть объем, потерянный во время процедуры наполнения.
  2. Установите оборудование (перчатки, салфетки с низким содержанием ворса, чашки Петри, стерильный физиологический раствор, шприцы объемом 1 мл, небольшие весы, фольгу и весы с точностью до 0,01 г) в капюшоне биобезопасности класса II, а затем включите ультрафиолетовое излучение на 20 минут.
  3. Наберите раствор гормона в шприц объемом 1 мл, а затем прикрепите стерильную заливочную трубку, тщательно следя за тем, чтобы в ней не было пузырьков воздуха.
  4. Взвесьте насос и его замедлитель потока в стерильной весовой лодке.
  5. Вставьте заправочную трубку через отверстие в верхней части насоса до тех пор, пока она не перестанет идти дальше.
  6. Удерживая насос в вертикальном положении, медленно нажмите на поршень шприца, чтобы заполнить трубку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следует избегать быстрого наполнения, так как это может привести к попаданию пузырьков воздуха в насос.
  7. Когда раствор выльется из верхней части насоса, осторожно снимите заливную трубку и вытрите излишки раствора стерильной салфеткой с низким ворсом.
  8. Вставьте замедлитель потока через отверстие в верхней части насоса до тех пор, пока он не сможет двигаться дальше. После того, как он полностью войдет в систему, плотно прижмите насос и замедлитель потока друг к другу.
  9. Взвесьте заполненный насос с установленным замедлителем потока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разница в весе, полученная на шагах 5.3 и 5.8, даст вес нетто загруженного раствора (т.е. увеличение на 0,1 г = 100 мкл добавленного раствора).
  10. Поместите заполненный насос в стерильную чашку Петри, наполненную стерильным физиологическим раствором.
  11. После того, как все насосы заполнены, заверните чашку Петри в фольгу и поместите ее в инкубатор с температурой 37 ° C для заправки не менее чем на 4-6 часов (или до готовности к использованию).

6. Хирургическая процедура: введение подкожных гормональных гранул и мини-насосов

  1. Подготовьте область в соответствии с разделом 1 (хирургическая подготовка).
  2. Обезболивайте животных в соответствии с этапами 2.1-2.3.
  3. Побрейте небольшой участок на загриве (~1 см х 1 см).
  4. Вводят 5 мг / кг карпрофена из разбавленного раствора 1 мг / мл подкожно в бок ноги.
  5. Тест на рефлекс защемления пальцев ног. Если рефлекса нет, животное находится в глубокой хирургической плоскости, и можно начинать процедуру.
  6. Нанесите бетадин на операционную область и накройте ее хирургической простыней (марлей с вырезанным окошком размером 2 см х 2 см).
  7. С помощью крысиных щипцов потяните кожу на загривке шеи (на полпути между истинным загривком и горбинкой спины) вверх и сделайте продольный разрез ~5 мм.
  8. С помощью тупых щипцов тупыми рассекайте кожу от нижележащего мышечного слоя в направлении вниз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для введения осмотической мини-помпы создайте карман вдоль одной стороны животного, чтобы насос не ограничивал движения животного и не прижимался к месту разреза.
  9. После того, как будет сделано достаточно места для гормональной гранулы или мини-помпы, используйте стерильные щипцы, чтобы взять гранулы или мини-помпу и вставить их в подкожный карман, сделанный с тупым рассечением.
  10. Чтобы закрыть разрез кожи, убедитесь, что гранулы или мини-насос находятся достаточно далеко в кармане, чтобы хирургические зажимы не повредили его.
  11. Местно применяют бупивакаин в соответствии с шагом 2.17.
  12. Закройте рану одним хирургическим зажимом. Переместите мышь в клетку для восстановления и внимательно следите за ней в течение 15 минут. Поскольку это короткая процедура, животные должны быть амбулаторны в течение нескольких минут.

7. Экспериментальная процедура: перенос эмбрионов

  1. Для животных, подвергшихся овариэктомии, гормональный прайм за 3 дня до переноса эмбрионов путем подкожной инъекции эстрадиола 100 нг/100 мкл (этап 3.1).
  2. За день до переноса эмбрионов подкожную инъекцию 2 мг/100 мкл медроксипрогестерона ацетата (этап 3.2).
  3. Подготовьте область в соответствии с разделом 1 (хирургическая подготовка).
  4. Обезболивайте животных в соответствии с этапами 2.1-2.3.
  5. Начните процедуру в соответствии с шагами 2.4-2.10.
  6. Под рассекающим микроскопом создайте точку внутриматочной инъекции с помощью кончика иглы 26 G.
  7. Пипеткой поместите пять бластоцист в каплю среды M2, а затем перенесите их в рог матки.
  8. Чтобы закрыть разрез мышечной стенки, приподнимите верхнюю часть разреза с помощью щипцов, чтобы разрез естественным образом стянулся.
  9. С помощью шелковых швов закройте участок мышечной стенки хирургическим узлом. Применяют капли бупивакаина местно.
  10. Повторите шаги 7.5-7.8 с другой стороны.
  11. Чтобы закрыть разрез кожи, используйте марлю, чтобы намочить область насухо от избытка бупивакаина, и прижмите две стороны кожи друг к другу.
  12. Наложите один-два хирургических зажима, оставляя место для отека в рамках процесса заживления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если животные подвергнуты овариэктомии, во время переноса эмбрионов требуются экзогенные гормоны. Либо подкожно вводят прогестерон (2 мг), либо вводят подкожные гранулы прогестерона или осмотическую мини-помпу. Для борьбы с избытком прогестерона во время переноса эмбрионов требуется подкожная инъекция низкой дозы (25 нг/100 мкл) эстрогена.
  13. Осторожно отнесите мышь в клетку для восстановления и внимательно следите за ней в течение 15 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животные должны быстро просыпаться; Обязательно внимательно следите за дыханием, чтобы убедиться в нормальном дыхании грудной клетки.

8. Экспериментальная процедура: Искусственная децидуализация

  1. Гормонально вводите животным эстрадиол 100 нг/100 мкл в 1-й, 2-й и 3-й дни в соответствии с разделом 3 (гормональный препарат: подкожная инъекция) за 8 дней до искусственной децидуализации.
  2. Гормонально вводите животным эстрадиол 5 нг/100 мкл на 7-й, 8-й и 9-й день в соответствии с разделом 3 (гормональный препарат: подкожная инъекция) за 2 дня до искусственной децидуализации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Окончательная инъекция должна произойти минимум за 3 часа (и максимум за 4 часа) до процедуры искусственной децидуализации.
  3. Животные с гормональным препаратом с подкожной гранулой прогестерона или мини-осмотическим насосом (500 мкг / день) в соответствии с разделом 4, разделом 5 и разделом 8, за 2 дня до искусственной децидуализации.
  4. Подготовьте область в соответствии с разделом 1 (хирургическая подготовка).
  5. Обезболивайте животных в соответствии с этапами 2.1-2.2.
  6. Проверьте глубину анестезии рефлексом защемления пальца ноги. Если нет реакции защемления пальцев ног, животное находится в глубокой хирургической плоскости, и процедура может продолжаться.
  7. Поместите мышь в положение лежа, поднимите хвост и медленно вставьте во влагалище зеркало диаметром 6 мм.
  8. Удерживая нос животного в анестезирующем носовом конусе, поместите нижнюю часть тела животного между первым и вторым пальцами недоминантной руки. Большим пальцем осторожно подтолкните хвост вверх, чтобы влагалищное отверстие было в поле зрения.
  9. Перенесите 20 мкл кунжутного масла в один рог матки с помощью нехирургического наконечника для переноса эмбрионов (прикрепленного к пипетке объемом 20 мкл).
    1. Держа пипетку на одном уровне с отверстием влагалища, вводят наконечник во влагалище и через шейку матки в рог матки. Как только наконечник окажется в роге матки, осторожно прижмите наконечник к поверхности эндометрия (если вы используете технику обращения, описанную выше, это движение будет ощущаться против второго пальца) и медленно вытесните масло.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Держите поршень пипетки нажатым, подождите 10 секунд, чтобы убедиться, что все масло рассеялось, и медленно снимите передаточный наконечник, удерживая поршень нажатым.
  10. Извлеките зеркало из влагалища.
  11. Осторожно поднесите мышь к клетке для восстановления и внимательно следите за ней в течение 15 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животные должны быстро просыпаться. Внимательно следите за их дыханием, чтобы убедиться в нормальном дыхании грудной клетки.
  12. Ограничьте обращение с животными и держите их в тихой обстановке в течение 96 часов после процедуры.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Громкие звуки или резкие изменения их светлого и темного цикла повлияют на успех процедуры. Во время рассечения тканей степень успешности децидуализации может быть измерена как отношение массы матки к массе тела. Процедура искусственной децидуализации имеет 80% успеха. Поэтому исключите животных, которые не могут децидуализировать, и учитывайте это при выборе размеров выборки для экспериментов.

9. Хирургическая процедура: послеоперационное восстановление, мониторинг и восстановление зажимов

  1. Дайте животным восстановиться наполовину включенные, наполовину выключенные грелки в течение ночи, прежде чем возвращать их в домашнюю клетку.
  2. Наблюдайте за животными ежедневно в течение 5 дней после операции, уделяя пристальное внимание месту раны на наличие признаков инфекции.
  3. При необходимости выполните ремонт зажима.
    1. Подготовьте область в соответствии с разделом 1 (хирургическая подготовка).
    2. Обезболивайте животных в соответствии с этапами 2.1-2.3.
    3. Удалите существующий клип с помощью средства для удаления клипов, если он все еще присутствует.
    4. Установите новый хирургический зажим в соответствии с шагами 2.19-2.21.
  4. Удалите хирургические зажимы через 7 дней после операции в соответствии с шагами 9.3.1-9.3.3 или когда животное находится под наркозом (например, для переноса эмбрионов, процедуры искусственной децидуализации или подкожной инъекции после операции).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Хорошо описанная модель искусственной децидуализации описана в данной протокольной статье (рис. 1А). Здесь молодые взрослые самки мышей (8 недель) подверглись хирургической овариэктомии, как описано в разделах 1 и 2. Затем мышей отдыхали в течение 2 недель, чтобы убедиться, что эндогенные гормоны яичников рассеиваются, прежде чем их поддерживали экзогенными гормонами, как описано в разделах 3-7 и разделе 9. Искусственная децидуализация была вызвана интравагинальной инъе...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой статье представлены пошаговые инструкции о том, как выполнять OVX и предоставлять экзогенные гормоны для исследований, направленных на понимание вклада матки в беременность и фертильность. Представлены два подробных протокола по двум экспериментальным применениям этих методов, включая перенос эмбрионов и искусственное индуцирование децидуализации.

Несмотря на то, что выполнение OVX может быть сложным на начальном этапе, особенно для исследователей, плохо знакомых с моделями грызунов, эт...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых или иных интересов.

Благодарности

Эта работа стала возможной благодаря поддержке оперативной инфраструктуры правительства штата Виктория и Национальному совету по здравоохранению и медицинским исследованиям правительства Австралии (NHMRC) IRIISS. Эта работа была поддержана грантом на доступ к платформе медицины, сестринского дела и медицинских наук Университета Монаша для A.L.W. (Winship-PAG18-0343) для доступа к платформе репродуктивных услуг Монаша. A.L.W. поддерживается финансированием DECRA DE21010037 от Австралийского исследовательского совета (ARC). J.N.H. и L.R.A. поддерживаются стипендией Австралийской правительственной программы обучения исследованиям. L.R.A. поддерживается стипендией Monash Graduate Excellence Scholarship. K.J.H. поддерживается стипендией ARC Future Fellowship FT190100265.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Мини-осмотические насосы ALZET 1002BioScientific1002обеспечивают 0,25 & микро; Л/ч в течение 14 дней. Использование для секции 7 (Экспериментальная процедура - Перенос эмбрионов).
ALZET 1003D мини осмотические насосыBioScientific1003DОбеспечивает 1 & микро; Л/ч в течение 14 дней. Использование для раздела 8 (Экспериментальная процедура - Искусственная децидуализация).
Клипсы ALZET Reflex 7 ммBioScientific0009971Для закрытия раны можно использовать либо клипсы Reflex, либо клипсы Michel, в зависимости от предпочтений
аппликатор клипс ALZET ReflexBioScientific0009974Для закрытия раны можно использовать клипсы Reflex или клипсы Michel, в зависимости от предпочтений
Клипса ALZET Reflex Clip removerBioScientific0009976Для закрытия раны можно использовать либо рефлекторные клипсы, либо клипсы Мишеля, в зависимости от предпочтений
бупивикаин для инъекцийPfizerNAStock 0,5%. Применение в дозе 0,05% в физрастворе
ЭстрадиолСигмаЕ8875
МелоксикамПодвздошнаяНААктивный компонент 0,5 мг/мл. Используйте 3,5 мл на бутылку воды в клетке объемом 400 мл или в соответствии с предписаниями ветеринарного врача вашего учреждения.
Зажимы MichelDanielsNS-000242
Многоцелевой герметикDow Corning732
Устройство для нехирургического переноса эмбрионов (NSET)ParaTechs60010Содержит 6 мм зеркало. Только для одноразового использования.
ПрогестеронSigmaP0130растворим в этаноле. Использовать для  раздел 3 (Гормональный препарат - подкожное введение) и  раздел 4 (Гормональный препарат - гранулы с медленным высвобождением)
ПрогестеронSigmaP7556Растворим в воде. Применение для секции 5 (Гормональный препарат - осмотические мини-помпы)
Освежающая глазная мазьAllerganNA42,5% по объему жидкий парафин, 57,3% по объему мягкий белый парафин
Rimadyl CarprofenZoetisNAStock 50 мг/мл. Использовать в дозе 1 мг/мл (для дозы 5 мг/кг)
Резиновая трубкаDow Corning508-008Промыть в 100% этаноле и разрезать на кусочки по 1 см. Внутренний диаметр 1,57 мм &   0,23 мм; наружный диаметр 3,18 мм & 0,23 мм; стена 0,81 мм.
Кунжутное маслоSigmaS3547
Sofsilk Шелковые шовные материалы размер 3-0CovidienGS-832

Ссылки

  1. Szamatowicz, M. Assisted reproductive technology in reproductive medicine - Possibilities and limitations. Ginekologia Polska. 87 (12), 820-823 (2016).
  2. Evans, J., et al. Fertile ground: Human endometrial programming and lessons in health and disease. Nature Reviews. Endocrinology. 12 (11), 654-667 (2016).
  3. Norwitz, E. R., Schust, D. J., Fisher, S. J. Implantation and the survival of early pregnancy. The New England Journal of Medicine. 345 (19), 1400-1408 (2001).
  4. Zinaman, M. J., Clegg, E. D., Brown, C. C., O'Connor, J., Selevan, S. G. Estimates of human fertility and pregnancy loss. Fertility & Sterility. 65 (3), 503-509 (1996).
  5. Kupka, M. S., et al. Assisted reproductive technology in Europe, 2010: Results generated from European registers by ESHRE†. Human Reproduction. 29 (10), 2099-2113 (2014).
  6. Gleicher, N., Kushnir, V. A., Barad, D. H. Worldwide decline of IVF birth rates and its probable causes. Human Reproduction Open. 2019 (3), (2019).
  7. Diaz-Gimeno, P., et al. A genomic diagnostic tool for human endometrial receptivity based on the transcriptomic signature. Fertility & Sterility. 95 (1), 50-60 (2011).
  8. Amin, J., et al. Personalized embryo transfer outcomes in recurrent implantation failure patients following endometrial receptivity array with pre-implantation genetic testing. Cureus. 14 (6), e26248(2022).
  9. Patel, J. A., Patel, A. J., Banker, J. M., Shah, S. I., Banker, M. R. Personalized embryo transfer helps in improving in vitro fertilization/ICSI outcomes in patients with recurrent implantation failure. Journal of Human Reproductive Sciences. 12 (1), 59-66 (2019).
  10. Khan, K. N., et al. Biological differences between functionalis and basalis endometria in women with and without adenomyosis. European Journal of Obstetrics, Gynecology, and Reproductive Biology. 203, 49-55 (2016).
  11. Richards, J. S., Ren, Y. A., Candelaria, N., Adams, J. E., Rajkovic, A. Ovarian follicular theca cell recruitment, differentiation, and impact on fertility: 2017 update. Endocrine Reviews. 39 (1), 1-20 (2018).
  12. Corciulo, C., et al. Pulsed administration for physiological estrogen replacement in mice. F1000Research. 10, 809(2021).
  13. Greaves, E., et al. A novel mouse model of endometriosis mimics human phenotype and reveals insights into the inflammatory contribution of shed endometrium. The American Journal of Pathology. 184 (7), 1930-1939 (2014).
  14. Griffiths, M. J., Alesi, L. R., Winship, A. L., Hutt, K. J. Development of an embryo transfer model to study uterine contributions to pregnancy in vivo in mice. Reproduction & Fertility. 3 (1), 10-18 (2022).
  15. Cousins, F. L., et al. Evidence from a mouse model that epithelial cell migration and mesenchymal-epithelial transition contribute to rapid restoration of uterine tissue integrity during menstruation. PLoS One. 9 (1), e86378(2014).
  16. Cousins, F. L., et al. Androgens regulate scarless repair of the endometrial "wound" in a mouse model of menstruation. FASEB Journal. 30 (8), 2802-2811 (2016).
  17. Fullerton, P. T., Monsivais, D., Kommagani, R., Matzuk, M. M. Follistatin is critical for mouse uterine receptivity and decidualization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (24), E4772-E4781 (2017).
  18. Rowland, R. R., Reyes, E., Chukwuocha, R., Tokuda, S. Corticosteroid and immune responses of mice following mini-osmotic pump implantation. Immunopharmacology. 20 (3), 187-190 (1990).
  19. Barton, B. E., et al. Roles of steroid hormones in oviductal function. Reproduction. 159 (3), R125-R137 (2020).
  20. Lee, J. E., et al. Autophagy regulates embryonic survival during delayed implantation. Endocrinology. 152 (5), 2067-2075 (2011).
  21. Hamatani, T., et al. Global gene expression analysis identifies molecular pathways distinguishing blastocyst dormancy and activation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (28), 10326-10331 (2004).
  22. Cui, L., et al. Transcervical embryo transfer in mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 53 (3), 228-231 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Методы изучения вклада матки в установление беременности на овариэктомированной мышиной модели
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.