Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Модифицированная гетеротопическая трансплантация брюшной полости сердца и новая модель аортальной регургитации у крыс

3.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64813

⸱

2 июня 2023 г.

 ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, The University of Tokyo

В этой статье

Краткое содержание

Это исследование демонстрирует воспроизводимую гетеротопическую технику трансплантации брюшной полости сердца у крыс, которую новички могут изучить и выполнить. Кроме того, новая модель аортальной регургитации у крыс создается путем выполнения гетеротопической трансплантации брюшной полости сердца и повреждения аортального клапана донора с использованием проводника после забора.

Аннотация

За последние 50 лет многие исследователи сообщали о гетеротопической трансплантации брюшной полости сердца у мышей и крыс с некоторыми вариациями в хирургической технике. Модификация процедуры трансплантации для усиления защиты миокарда может продлить время ишемии при сохранении сердечной функции донора. Ключевые моменты этого метода заключаются в следующем: пересечение брюшной аорты донора перед сбором для разгрузки сердца донора; перфузия коронарных артерий донора холодным кардиоплегическим раствором; и местное охлаждение донорского сердца во время процедуры анастомоза. Следовательно, поскольку эта процедура продлевает приемлемое время ишемии, новички могут легко выполнить ее и добиться высокого успеха.

Более того, в этой работе была создана новая модель аортальной регургитации (АР) с использованием методики, отличной от существующей, которая создается путем введения катетера из правой сонной артерии и прокалывания нативного аортального клапана под непрерывным эхокардиографическим контролем. Гетеротопическая трансплантация брюшной полости сердца была выполнена с использованием новой модели AR. В протоколе после забора донорского сердца жесткая направляющая проволока вставляется в брахиоцефальную артерию донора и продвигается к корню аорты. Аортальный клапан прокалывается, проталкивая направляющую проволоку дальше даже после того, как ощущается сопротивление, тем самым вызывая AR. С помощью этого метода легче повредить аортальный клапан, чем при процедуре, описанной в обычной модели AR. Кроме того, эта новая модель дополненной реальности не способствует тиражу реципиента; следовательно, ожидается, что этот метод даст более серьезную модель AR, чем обычная процедура.

Введение

Гетеротопическая трансплантация брюшной полости сердца у крыс была впервые описана в 1964 году Abbott et al.1 и использовалась для изучения острого и хронического отторжения аллотрансплантата, васкулопатии сердечного аллотрансплантата, ишемии-реперфузионного повреждения и ремоделирования сердца 2,3,4,5,6,7,8,9,10,11 . За последние 50 лет в процедуру были внесены некоторые изменения. Основы нынешней процедуры заключаются в следующем. Восходящая аорта и легочная артерия донора (ПА) анастомозируются встык брюшной аорты и нижней полой вены реципиента соответственно. Хотя левое предсердие и желудочек донора не получают внутриполостного потока, кровь поступает в коронарную систему донора; Таким образом, сердце донора снова начинает биться после снятия зажима.

Некоторые эксперты, имеющие опыт проведения сотен или тысяч операций, сообщают о высокой успешности при коротком времени ишемии при гетеротопической трансплантации брюшной полости сердца 2,3,4,5; Тем не менее, новичкам трудно достичь короткого времени ишемии с самого начала. Достаточная кардиопротекция является важным фактором для получения хорошего сердечного сокращения донорского сердца. Недостаточная защита миокарда может затруднить донорское сердце. Поэтому мы модифицировали процедуру трансплантации, чтобы усилить защиту донорского сердца. Одной из целей этого исследования является демонстрация воспроизводимой гетеротопической процедуры трансплантации брюшной полости, которую могут легко выполнить новички, поскольку она продлевает приемлемое время ишемии.

Кроме того, некоторые исследователи сообщили о модели аортальной регургитации (AR) у крыс, которая использовалась для изучения влияния агентов на ремоделирование левого желудочка (ЛЖ)12,13,14,15. Традиционная процедура включает в себя следующее: (1) делается правый боковой разрез шеи, чтобы обнажить правую сонную артерию после анестезии; (2) катетер канюлируется из этого сосуда и продвигается к корню аорты; и (3) AR индуцируется прокалыванием нативного аортального клапана под непрерывным эхокардиографическим контролем.

Однако прокалывание аортального клапана с помощью эхокардиографического зонда и получение хорошего обзора восходящей аорты, аортального клапана и катетера с помощью эхокардиограммы является сложной задачей. Кроме того, сердечная недостаточность после острой АР является еще одним осложнением. Таким образом, для решения этих проблем в этой работе была создана новая модель дополненной реальности, которая может быть легко создана и не способствует тиражу реципиента. Другой целью этого исследования является создание модели дополненной реальности с использованием гетеротопической трансплантации брюшной полости сердца и повреждения аортального клапана донора с помощью проводника после забора.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры на животных проводились в соответствии с «Набросками Закона о благополучии животных и управлении ими» и «Стандартами, касающимися ухода, содержания и уменьшения боли лабораторных животных» Министерства окружающей среды правительства Японии и «Руководством по надлежащему проведению экспериментов на животных» Научным советом Японии16, 17,18. Протоколы для животных были рассмотрены и одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию Токийского университета (M-P19-065).

1. Гетеротопическая трансплантация брюшной полости сердца у крыс

ПРИМЕЧАНИЕ: Гетеротопическая трансплантация брюшной полости сердца проводилась у самцов крыс Jcl:Wistar в возрасте 7-9 недель. Для выполнения процедуры использовался микроскоп с увеличением от 6,7 до 45 раз. Хирургические инструменты были автоклавированы для стерилизации.

  1. Забор донорского сердца
    1. Обезболивают крыс-доноров внутрибрюшинной инъекцией медетомидина (0,15 мг/кг), мидазолама (2,0 мг/кг) и буторфанола (2,5 мг/кг).
    2. Положите крысу в положение лежа на спине на грелке над операционной доской, а конечности зафиксируйте с помощью резинок. Удалите как можно больше меха с помощью электробритвы и крема для депиляции. Впоследствии трижды очистите рабочую зону йодом и 70% спиртовым скрабом для дезинфекции.
    3. Сделайте небольшой разрез примерно 1 см ножницами, а затем введите гепарин в брюшную полость (100 ЕД).
    4. Расширите ножницами разрез брюшной полости в продольном направлении от наружного уретрального прохода до субксифоидного отростка.
    5. Обнажьте брюшную аорту стерилизованными ватными тампонами и пересеките ножницами, чтобы разгрузить сердце донора.
    6. Надрежьте диафрагму вдоль передней грудной стенки, а грудную стенку вскройте V-образным разрезом с помощью ножниц. Поднимите переднюю грудную стенку рядом с головой и зафиксируйте ее булавками.
    7. Инициируйте местное охлаждение сердца с помощью слякотного льда.
    8. Заклейте нижнюю полую вену шелковым швом 5-0.
    9. Удалите тимус ножницами, а впоследствии определите восходящую аорту и ПА, идущую от сердца. Восходящая аорта и ПА находятся справа и слева соответственно.
    10. Пересеките брахиоцефальную артерию, идущую от дуги аорты, ножницами Поттса для дополнительного обескровливания.
    11. Вставьте иглу 23 г в нижнюю полую вену и введите 2-3 мл холодно-модифицированного кардиоплегического раствора Кребса-Хенселейта. После введения сердце постепенно перестает биться. Одновременно следите за тем, чтобы кровь в сердце была высушена как можно больше.
    12. Соедините нижнюю полую вену шелком 5-0 и разделите ее дистально до лигатуры с помощью ножниц Поттса.
    13. Рассекая ножницами соединительную ткань между правым легким и пищеводом, перевязать бугорок правого легкого шелком 5-0 и разделить ножницами дистально до лигатуры.
    14. Соедините правую верхнюю полую вену шелком 5-0 и разделите ее дистально до лигатуры ножницами Поттса.
    15. Вставьте одно лезвие ножниц Поттса в поперечную пазуху и разделите восходящую аорту и PA en bloc как можно дистальнее.
    16. Перевязать левую верхнюю полую вену шелковым швом 5-0 и разделить ее дистально к лигатуре и проксимально к азиготной вене ножницами Поттса.
    17. Рассекая ножницами соединительную ткань между левым легким и пищеводом, перевязать бугорок левого легкого шелковым швом 5-0 и разделить ножницами дистально до лигатуры.
    18. Соедините основание сердца шелковым швом 5-0 и разделите ножницами дистально до лигатуры. Этот шелк используется для втягивания донорского сердца во время анастомоза донорского сердца. В это время извлекают донорское сердце из полости перикарда.
    19. Поместив сердце донора на пластину, наполненную слякотным льдом и холодным физиологическим раствором, рассеките соединительную ткань между восходящей аортой и ПА с помощью микропинцета.
    20. Перфузируют 2-3 мл холодномодифицированного кардиоплегического раствора Кребса-Хенселейта из восходящей аорты в коронарные артерии, зажимая пинцетом устье восходящей аорты до уменьшения красного цвета коронарных артерий.
    21. Храните сердце донора в холодном модифицированном кардиоплегическом растворе Кребса-Хенселейта.
  2. Подготовка реципиента
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед забором сердца донора завершите подготовку реципиента.
    1. Обезболивают крысу-реципиента внутрибрюшинной инъекцией медетомидина (0,15 мг/кг), мидазолама (2,0 мг/кг) и буторфанола (2,5 мг/кг). После эндотрахеальной интубации с помощью внутривенного катетера 16 г поддерживайте анестезию с помощью ингаляции севофлурана (индукция на уровне 5,0% и поддержание на уровне 2,5% при скорости потока O2 0,3 л / мин).
    2. Поместите крысу в положение лежа на спине на грелку, положенную поверх операционной доски, и зафиксируйте конечности с помощью резинок. Удалите как можно больше меха с помощью электробритвы и крема для депиляции. Кроме того, трижды очистите место операции йодом и 70% спиртовым скрабом для дезинфекции.
    3. С помощью ножниц сделайте срединный разрез живота примерно на 6-7 см выше наружного прохода уретры до субксифоидного отростка.
    4. Втяните тонкую кишку к верхней правой стороне реципиента стерилизованными ватными тампонами и оберните ее марлей, смоченной теплым физиологическим раствором.
    5. Рассеките ножницами соединительную ткань между тонкой кишкой и толстой кишкой.
    6. Рассеките аваскулярную область толстой кишки ножницами и заклейте лентой с двумя полоскообразными кусочками марли, чтобы втянуть толстую кишку влево.
    7. Обнажить брюшную аорту и нижнюю полую вену стерилизованными ватными тампонами. Перевязывайте относительно крупные ветви обоих сосудов нейлоном 9-0 и разделяйте.
  3. Гетеротопическая трансплантация сердца
    1. Введите гепарин в брюшную полость реципиента (100 ЕД) перед началом трансплантации донорского сердца.
    2. Зажмите брюшную аорту и нижнюю полую вену блоком зажимными щипцами для бокового укуса.
    3. Проколите брюшную аорту изогнутой на 90° иглой 23 G и расширьте отверстие в продольном направлении ножницами Поттса как минимум до диаметра восходящей аорты донора. Затем промойте просвет гепаринизированным физиологическим раствором (10 ЕД / мл) для удаления сгустков.
    4. Поместите стерилизованную маленькую пластину на правую сторону брюшной аорты реципиента и нижней полой вены. Поместите сердце донора на тарелку, наполненную слякотным льдом и холодным физиологическим раствором, который следует пополнять каждые 5 минут.
    5. Привяжите восходящую аорту донора к брюшной аорте реципиента двумя нейлоновыми швами 9-0 в положениях «12 часов» и «6 часов».
    6. Поверните рабочую плату по часовой стрелке на 90°.
    7. Анастомозируйте левую сторону брюшной аорты реципиента и восходящую аорту донора с помощью нейлонового шва 9-0 от каудального до краниального направления и завязывайте нейлоновым швом 9-0 в положении «12 часов» (всего от семи до восьми швов).
    8. Поверните операционную плату против часовой стрелки на 180°. Переместите донорское сердце слева от брюшной аорты реципиента и нижней полой вены. Донорское сердце легко втянуть в левую сторону с помощью шелкового шва 5-0, который использовался при перевязке основания донорского сердца (этап 1.1.18).
    9. Анастомозируйте правую сторону брюшной аорты реципиента и восходящую аорту донора с помощью нейлонового шва 9-0 от краниального до каудального направления и свяжите нейлоновым швом 9-0 в положении «6 часов» (всего от семи до восьми швов).
    10. Проколите нижнюю полую вену с помощью согнутой под углом 90° иглы 23 G дистально к анастомузу между восходящей аортой донора и брюшной аортой реципиента и расширите отверстие в продольном направлении ножницами Поттса до диаметра, превышающего диаметр ПА донора. Впоследствии промывают просвет гепаринизированным физиологическим раствором для устранения сгустков.
    11. Привяжите ПА донора к нижней полой вене реципиента с помощью нейлонового шва 9-0 в положении «6 часов».
    12. Анастомозирует левую сторону нижней полой вены реципиента и ПА донора нейлоновым швом 9-0 от каудального до краниального направления (всего от семи до восьми швов).
    13. Привяжите PA донора к нижней полой вене реципиента нейлоновым швом 9-0 в положении «12 часов». Кроме того, привяжите этот остаточный шов к нейлону 9-0 на левой стороне анастомоза между ПА донора и нижней полой веной реципиента.
    14. Анастомозирует правую сторону нижней полой вены реципиента и ПА донора с помощью нейлонового шва 9-0 от краниального к каудальному направлению и связывает швом 6 часов (всего 10-12 швов).
    15. Нанесите кровоостанавливающие средства на оба анастомоза и наложите на них марлю.
    16. Отпустив зажимные щипцы, аккуратно сожмите анастомозы стерилизованными ватными тампонами, чтобы облегчить гемостаз. Затем нанесите теплый физиологический раствор на сердце донора, чтобы обеспечить тепло. Сердце донора начинает фибриллировать в течение нескольких десятков секунд и восстанавливается до синусового ритма через несколько минут.
    17. Верните тонкую кишку в брюшную полость реципиента с помощью стерилизованных ватных тампонов. Следует соблюдать осторожность, чтобы предотвратить сдавливание донорского сердца или перекручивание тонкой кишки.
    18. Закройте брюшную стенку с помощью шелкового шва 4-0. После введения атипамезола (0,75 мг/кг) в брюшную полость закройте кожу шелковым швом 4-0.
    19. Прекратите ингаляционную анестезию и введите 1 мл 1% лидокаина под разрез. Кроме того, введите 2 мл теплого физиологического раствора подкожно, чтобы компенсировать кровопотерю.
    20. Согрейте крысу-реципиента с помощью светодиодной лампы. Крыса-реципиент приходит в сознание и может быть экстубирована примерно через 30-40 минут после прекращения ингаляционной анестезии.

2. Новая модель дополненной реальности с использованием гетеротопической трансплантации брюшной полости сердца у крыс

ПРИМЕЧАНИЕ: Новая модель дополненной реальности с использованием гетеротопической трансплантации брюшной полости сердца была создана с использованием самцов крыс Jcl:Wistar в возрасте 7-9 недель. Для выполнения процедуры использовался микроскоп с увеличением от 6,7 до 45 раз. Хирургические инструменты были автоклавированы для стерилизации.

  1. Забор донорского сердца
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для создания новой модели дополненной реальности требуется модифицированная чашка Петри с отверстием в центре, плоскогубцами и жесткой направляющей проволокой (рис. 1).
    1. Как описано выше, забор донорского сердца с использованием процедуры, аналогичной обычной трансплантации у крыс, за исключением этапов, касающихся восходящей аорты и пересечения ПА (1.1.1-1.1.14, 1.1.16-1.1.17)
    2. Перед пересечением восходящей аорты и ПА удалите жировую ткань на передней части обоих сосудов с помощью ножниц Поттса. Впоследствии рассекают соединительную ткань между обоими сосудами с помощью пинцета.
    3. Вставьте одно лезвие ножниц Поттса в поперечную пазуху. Потяните ножницы Поттса к оператору и вставьте лезвие между восходящей аортой и ПА. Затем пересекают только ПА (рис. 2А), а затем пересекают аорту дистально до брахиоцефальной артерии с помощью ножниц Поттса (рис. 2Б).
    4. После перевязки основания сердца с помощью шелкового шва 5-0 и разделения его дистально до лигатуры ножницами рассекают соединительную ткань между восходящей аортой и ПА и перфузируют холодномодифицированный кардиоплегический раствор Кребса-Хенселейта в коронарные артерии, используя процедуру, аналогичную обычной трансплантации (этапы 1.1.18-1.1.20).
    5. Зафиксируйте сердце донора плоскогубцами (рис. 2В). Затем накройте сердце донора модифицированной чашкой Петри с отверстием в центре и иммобилизуйте восходящую аорту сосудистым зажимом.
    6. Вставьте жесткую направляющую проволоку в брахиоцефальную артерию (рис. 2D). Протолкните направляющую проволоку дальше даже после того, как сопротивление будет удовлетворено, и проткните аортальный клапан, если подтвердится потеря сопротивления. Выполните несколько проколов, если необходимо создать серьезную модель дополненной реальности.
    7. Пересеките аорту проксимальнее брахиоцефальной артерии, чтобы удалить участок, зажатый сосудистым зажимом (рис. 2E). Затем храните сердце донора в холодно-модифицированном кардиоплегическом растворе Кребса-Хенселейта, используя процедуру, аналогичную обычной трансплантации (этап 1.1.21).
  2. Подготовка реципиента
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед забором сердца донора завершите подготовку реципиента.
    1. Как описано выше, процедура подготовки реципиента аналогична процедуре обычной трансплантации (этапы 1.2.1-1.2.7).
  3. Гетеротопическая трансплантация сердца
    1. Как описано выше, процедура трансплантации сердца донора аналогична обычной трансплантации (этапы 1.3.1-1.3.20).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Что касается нормальной модели, то после снятия зажима было успешно установлено хорошее сокращение LV. Время ишемии трансплантированного сердца и время анестезии реципиента составляли приблизительно 60 мин и 130 мин соответственно (табл. 1).

Хорошее сокращение LV также было получено после снятия зажима в новой модели AR. Время ишемии трансплантированного сердца и время анестезии реципиента в модели AR были примерно на 5 мин и 10 мин больше, чем время нормальной модели (

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Были обнаружены ключевые шаги для предотвращения затвердевания донорского сердца во время имплантации. Во-первых, жизненно важно пересечь брюшную аорту донора перед забором, чтобы разгрузить сердце донора 4,7. Если хирургическая процедура донора выполняется без эндотрахеальной интубации, дыхание прекращается после торакотомии, что затрудняет легочное кровообращение донора. Следовательно, сердце донора становится перегруженным, препятствуя хорошему сокращению серд...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Мы хотели бы поблагодарить Editage (www.editage.com) за редактирование на английском языке.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Антиседан (атипамезол)Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd.
Домитор (медетомидин)Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd.
Dormicum (мидазолам)Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd.
гепаринAY Pharmaceuticals Co., Ltd.
Jcl:Wistar крысыCLEA Japan, Inc.
микроскопOrinpas Co., Ltd.SZ61
модифицированный кардиоплегический раствор Krebs-HenseleitMerck KGaA
севофлуранFUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation
SURGICEL FIBRILLARJohnson & Джонсон К.К.
Веторфал (буторфанол)Meiji Animal Health Co., Ltd.

Ссылки

  1. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O. Jr, Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  2. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. Journal of Investigative Surgery. 26 (4), 223-228 (2013).
  3. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  4. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).
  5. Hasegawa, T., et al. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
  6. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).
  7. Weigle, C. A., et al. An immunological model for heterotopic heart and cardiac muscle cell transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e60956(2020).
  8. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), e238(2007).
  9. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  10. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), e51511(2014).
  12. Munakata, H., et al. Aortic conduit valve model with controlled moderate aortic regurgitation in rats: A technical modification to improve short- and long-term outcome and to increase the functional results. Circulation Journal. 77 (9), 2295-2302 (2013).
  13. Eskesen, K., et al. Sildenafil treatment attenuates ventricular remodeling in an experimental model of aortic regurgitation. Springerplus. 4, 592(2015).
  14. Plante, E., et al. Effectiveness of beta-blockade in experimental chronic aortic regurgitation. Circulation. 110 (11), 1477-1483 (2004).
  15. Plante, E., et al. Left ventricular response to sustained volume overload from chronic aortic valve regurgitation in rats. Journal of Cardiac Failure. 9 (2), 128-140 (2003).
  16. An Outline of the Act on Welfare and Management of Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: https://www.care.nagoya-u.ac.jp/statute/public/02OutlineAct.pdf (2007).
  17. Standards Relating to the Care and Keeping and Reducing Pain of Laboratory Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: https://www.env.go.jp/nature/dobutsu/aigo/2_data/laws/nt_h25_84_en.pdf (2013).
  18. Guidelines for Proper Conduct of Animal Experiment. Science Council of Japan. , Available from: https://www.scj.go.jp/ja/info/kohyo/pdf/kohyo-20-k16-23.pdf (2006).
  19. Shimada, S., et al. Distention of the immature left ventricle triggers development of endocardial fibroelastosis: An animal model of endocardial fibroelastosis introducing morphopathological features of evolving fetal hypoplastic left heart syndrome. Biomed Research International. 2015, 462469(2015).
  20. Shimada, S., et al. Development of a vascularized heterotopic neonatal rat heart transplantation model. European Surgical Research. 57 (3-4), 240-251 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Гетеротопическая трансплантация сердцатрансплантация сердца крысызащита миокардахолодный кардиоплегический растворместное охлаждение сердцапункция аортального клапанаметод с использованием проводникаэхокардиографический контроль
Модифицированная гетеротопическая трансплантация брюшной полости сердца и новая модель аортальной регургитации у крыс
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.