Методическая статья

Улучшение состояния остеоартрита у мышей с помощью наночастиц серебра

DOI:

10.3791/65111

⸱

2 июня 2023 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedics, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь представлен протокол использования наночастиц серебра для эффективного облегчения острых симптомов мышей с остеоартритом, вызванным коллагеназой II типа, включая воспаление синовиальной оболочки, синовиальную гиперплазию, сосудистую гиперплазию и т.д.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Остеоартроз коленного сустава (КОА) является одним из наиболее часто встречающихся дегенеративных заболеваний суставов у людей старше 45 лет. В настоящее время не существует эффективных методов лечения КОА, и единственной конечной стратегией является тотальное эндопротезирование коленного сустава (ТКА); Таким образом, KOA связан с экономическим бременем и социальными издержками. Иммунная воспалительная реакция участвует в возникновении и развитии КОА. Ранее мы создали мышиную модель КОА с использованием коллагена II типа. Гиперплазия синовиальной ткани присутствовала в модели наряду с большим количеством инфильтрированных воспалительных клеток. Наночастицы серебра обладают значительным противовоспалительным действием и широко используются в терапии опухолей и хирургической доставке лекарств. Таким образом, мы оценили терапевтические эффекты наночастиц серебра в модели КОА, индуцированной коллагеназой II. Результаты эксперимента показали, что наночастицы серебра значительно снижают гиперплазию синовиальной оболочки и инфильтрацию нейтрофилов в синовиальной ткани. Таким образом, данная работа демонстрирует определение новой стратегии для ОА и обеспечивает теоретическую основу для предотвращения прогресса КОА.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Остеоартроз коленного сустава (КОА) является одной из наиболее частых форм остеоартроза и включает в себя сложный патологический процесс во всем синовиальном суставе1. По мере того, как население планеты постепенно стареет, заболеваемость КОА значительно увеличивается. Постоянная боль в коленном суставе обычно побуждает пациентов с КОА обращаться за медицинской помощью. Этиология боли при КОА может быть связана с воспалительной реакцией, гиперплазией синовиальной оболочки и дегенерацией хряща2. Ткани синовиальной оболочки состоят из двух типов клеток: синовиальных фибробластов и макрофагов 3,4,5. Синовиальные фибробласты вырабатывают синовиальную жидкость. Синовиальные макрофаги в норме находятся в спящем состоянии и активируются воспалительной реакцией. Начальное воспаление синовиальной оболочки вызывает боль в коленном суставе6.

Воспалительный иммунный ответ синовиальной оболочки играет важнейшую роль в патогенезе КОА. Предыдущие исследования подтвердили, что в синовиальных тканях при КОА есть воспалительные реакции, известные как синовит, а степень синовита КОА тесно связана с воспалительной клеточной инфильтрацией тканей синовиальной оболочки 7,8,9. Синовит – это воспалительная реакция синовиальной оболочки, а ее патологическими особенностями являются пролиферация синовиальных клеток, образование новых сосудов и инфильтрация воспалительных клеток 5,10,11.

Целью лечения КОА является снятие воспалительной реакции синовиальной оболочки и замедление прогрессирования заболевания. В настоящее время основными клиническими препаратами для лечения КОА являются нестероидные противовоспалительные препараты (НПВП); Однако они проявляют значительные побочные эффекты, такие как нефротоксичность12,13. Внутрисуставные инъекции глюкокортикоидов являются еще одним вариантом лечения КОА; Тем не менее, глюкокортикоид быстро распространяется и может быстро метаболизироваться суставным выпотом. Между тем, пациенты с сахарным диабетом и фоновой гипергликемией должны быть осторожны в отношении продолжающихся инъекций стероидов14. Таким образом, не существует доступной лекарственной терапевтической стратегии для КОА. Поэтому поиск новых препаратов для лечения КОА крайне актуален.

Размер наночастиц серебра составляет менее 100 нм. Благодаря своему выраженному противовоспалительному, антибактериальному и антиоксидантному действию, они широко используются в различных аспектах здравоохранения и медицины, таких как заживление ран и ожогов15,16. Они также используются для адресной доставки лекарств, медицинской визуализации и молекулярной диагностики17. Серебро (Ag) обладает большим противовоспалительным и антибактериальным действием, чем другие металлические наночастицы, такие как медь (Cu), цинк (Zn) и железо (Fe)15. Наночастицы серебра, новый тип наноматериала, обладают широким спектром действия и мощными антимикробными свойствами. Предыдущее исследование показало, что в моделях18,19 мышей с ожоговой травмой и перитонитом наночастицы серебра могут эффективно ингибировать выработку воспалительных факторов и способствовать заживлению ран. Предыдущее исследование также продемонстрировало, что наночастицы серебра улучшают заживление диабетических ран, способствуя синтезу факторов роста и отложению коллагена20.

Основываясь на противовоспалительном действии наночастиц серебра, мы стремились использовать наночастицы серебра для лечения коллаген-индуцированной КОА II типа у мышей. Результаты показали, что количество клеток воспалительной инфильтрации синовиального сустава у мышей было значительно снижено при таком лечении. Результаты также показали, что наночастицы серебра могут значительно облегчить симптомы КОА у мышей. Таким образом, применение наночастиц серебра может способствовать разработке новых вариантов лечения клинической КОА.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все работы с животными были одобрены Комитетом по этике и благополучию животных (AEWC) Медицинского центра лабораторных животных Гуанчжоу Forevergen (2018-0186).

1. Создание модели мыши KOA

  1. Содержать мышей BALB/c (18-24 г; 12-14 недель) в среде с влажностью 70% и температурой 26 °C с циклом свет/темнота 12 часов. Для этого эксперимента животные содержались в Медицинском лабораторном центре животных Гуанчжоу Фореген.
  2. Используйте коллаген II типа для создания мышиной модели КОА, как описано ранее21. Выполните внутрисуставную инъекцию, как описано ниже.
    1. Применяют 2% пентобарбитал натрия (40 мг/кг) для анестезии и бупренорфин (0,05 мг/кг, подкожная инъекция) для обезболивания. Затем зафиксируйте конечности мыши скотчем, удалите волосы бритвой и продезинфицируйте чередующимся скрабом из 0,1% йодофора и спирта три раза.
    2. Наденьте стерильные перчатки и используйте стерильные ножницы, чтобы последовательно обнажить кожу, подкожную клетчатку и подпателлярную связку. Следите за тем, чтобы область разреза не превышала 0,5 см.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для поддержания температуры тела мышей во время операции использовалось нагревательное одеяло.
    3. Используйте инсулиновый шприц объемом 1 мл для введения 10 ЕД 30 мг/кг (0,4 мг/мл) коллагеназы II типа в полость сустава (под подпателлярной связкой)22.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Угол между иглой и кожей должен быть примерно 15°; Затем следует изменить направление иглы, а иглу и вовсе вынуть.
    4. После инъекции зашивают сначала подкожную клетчатку, а затем кожу. Простерилизуйте область шва 0,1% йодофором. Поместите мышей в клетки с индивидуальной вентиляцией (IVC) отдельно после того, как они проснутся после анестезии.

2. Синтез наночастиц серебра

ПРИМЕЧАНИЕ: Получение наночастиц серебра было подробно описано ранее19. Весь процесс составления рецептуры осуществляется на льду. После приготовления смесь хранят при температуре 4 °С; В противном случае смесь легко застывает при комнатной температуре.

  1. Добавьте в общей сложности 400 мкл коллагена типа I (4 мг/мл) в пробирку с микроцентрифугой объемом 1,5 мл и поместите на лед.
  2. Добавьте в общей сложности 200 мкл фосфатно-солевого буфера (PBS) к вышеуказанному коллагену, хорошо перемешайте раствор и поместите его на лед.
  3. Наконец, добавьте 400 мкл наночастиц серебра к вышеуказанному раствору, а затем достаточно перемешайте. Конечная концентрация раствора наночастиц составляет 1 мМ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Средний диаметр наночастиц серебра колеблется от 5 нм до 15 нм23. Это было подтверждено с помощью электронной микроскопии.

3. Лечение наночастицами серебра мышей с КОА, индуцированных коллагеназой II типа

  1. Через 1 неделю мышей КОА, индуцированных коллагеназой II типа, из клеток и вводите им наночастицы серебра. Вводите наночастицы серебра один раз в неделю и собирайте образцы через 30 дней.
  2. Введите в общей сложности 2% пентобарбитал натрия (доза: 2 мл/кг) для анестезии через внутрибрюшинную инъекцию, а затем зафиксируйте, подготовьте кожу и стерилизуйте, как описано в шагах 1.2.
  3. Наденьте стерильные перчатки и используйте стерильные ножницы для последовательного обнажения кожи, подкожной клетчатки и связок колена.
  4. Используйте инсулиновый шприц объемом 1 мл и введите иглу в полость сустава под углом 15°. Медленно введите примерно 20 мкл коллагеновой смеси наночастиц серебра и медленно извлеките иглу24.
  5. Зашить подкожную клетчатку и кожу по очереди и стерилизовать. Поместите мышей в клетки с индивидуальной вентиляцией (IVC) отдельно после того, как они проснутся после анестезии.
  6. Выполняйте эту инъекцию коллагеновой смеси наночастиц серебра (20 мкл) четыре раза с частотой один раз в неделю.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мышей, обработанных смесью коллагена с наночастицами серебра, следует содержать в отдельных клетках. Драки мышей могут происходить, когда они содержатся вместе, и это повлияет на результаты эксперимента. Во время инъекции будет возникать ощущение напряжения, когда игла достигнет полости сустава, а в коленном суставе после инъекции возникает отек. Сочетание этих двух методов позволяет исследователю убедиться в том, что препарат был успешно введен в коленный сустав.

4. Забор ткани коленного сустава и синовиальной оболочки

  1. Принесите мышей в жертву с помощью удушья углекислым газом или любого другого протокола, одобренного соответствующим комитетом по этике животных.
  2. Последовательно стерилизовать и рассечь кожу и подкожную клетчатку, полностью обнажить коленный сустав.
  3. Соберите коленные суставы, включая бедренную и большеберцовую кости, и удалите мышечные ткани.
  4. Соберите ткани коленного сустава, включая бедренную кость, большеберцовую кость и окружающие мягкие ткани (связки и капсулу), в 10% формалине для сохранения и фиксации.

5. Окрашивание гематоксилин-эозином

  1. После ночной фиксации срезы заклеить парафином и с помощью микротома разрезать залитую парафином ткань толщиной 0,4 мкм. Подготовленные срезы используют для дальнейшего окрашивания (окрашивание гематоксилин-эозином, Safranin O/Fast Green и иммуногистохимическое (ИГХ) окрашивание).
  2. Дважды депарафинизируйте срезы ксилолом, последовательно замочите 100%, 95%, 80% и 70% этанола на 5 минут каждый и регидратируйте.
  3. Окрасьте срезы гематоксилином (0,1 г/100 мл) в течение 5 мин, а затем непосредственно поместите 1% HCl на 10 с и эозин (0,5 г/100 мл) на 1 мин.
  4. Наблюдайте за гистопатологическими изменениями синовиальной оболочки под микроскопом.

6. Сафранин О/Фаст Грин

  1. Поместите ткань в парафин и подготовьте гистологические срезы, как описано в шаге 5.1.
  2. Дважды депарафинизируйте секции ксилолом и регидратируйте их с помощью этанола (например, 100%, 95%, 80% и 70% этанола в дистиллированной воде, каждый в течение 5 минут).
  3. Подготовленные участки окрасьте гематоксилином и промойте ПБС три раза по 2 минуты каждый.
  4. Дифференцируйте срезы солянокислым спиртом и промойте их ПБС три раза по 2 минуты каждый.
  5. Погрузите срезы в 0,02% раствор окрашивания Fast Green на 5-10 мин, затем 0,1% окрашивание Safranin O на 1-2 мин.
  6. Дифференцируют срезы 1%-ной уксусной кислотой с последующей промывкой ПБС.
  7. Выявляют и анализируют образование фиброзно-хрящевой ткани в разрезах.

7. Иммуногистохимическое (ИГХ) окрашивание

  1. Закапывают ткань в парафин и подготавливают гистологические срезы, как описано в шаге 5.1.
  2. Дважды депарафинизируйте секции ксилолом и регидратируйте их с помощью этанола (например, 100%, 95%, 80% и 70% этанола в дистиллированной воде, каждый в течение 5 минут). Погрузите срезы в буфер Tris-EDTA (10 мМ Tris base, 1 мМ раствор EDTA; pH 9,0) и нагрейте в микроволновой печи при 95 °C в течение 10 мин для получения антигена.
  3. Подвергают срезы воздействию 3% раствора перекиси водорода в течение 10 мин для удаления эндогенной пероксидазы.
  4. Обработайте срезы 5% козьей сывороткой, чтобы заблокировать неспецифическое связывание.
  5. Добавьте разбавленные первичные антитела (в разведении 1:1000) против CD177 и инкубируйте в течение ночи при 4°C. Затем трижды промойте срезы ПБС.
  6. Срезы замочить PBS и инкубировать срезы с соответствующим вторичным антителом (HRP-конъюгированная полимерная антикроличья система) в течение 30 мин при комнатной температуре.
  7. Выполните визуализацию окрашивания ВПХ с использованием 3,3'-диаминобензидина (DAB) в качестве хромогена.
  8. Просмотрите срезы под микроскопом и проанализируйте полученные изображения.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мышиная модель КОА индуцировалась с помощью коллагеназы II типа. Начиная с 1 недели после индукции модели, приготовленную смесь коллагена с наночастицами серебра вводили в полость сустава один раз в неделю в течение 4 недель (рис. 1). Вес мышей в каждой группе наблюдали и записывали ежедневно. Результаты показали, что средняя масса тела мышей КОА была значительно ниже, чем у мышей в контрольной группе с нормальным состоянием. Однако средняя масса тела мышей в группе коллагеназа II типа + AgNPs была выше по сравнению с мышами КОА, хотя эта разница не была статистически значимой (рис. 2). Через 30 дней у мышей собирали синовиальные ткани коленных суставов и подвергали патологоанатомическому исследованию. Проанализированы гиперплазия, сосудистая пролиферация, воспалительная инфильтрация синовиальной оболочки и повреждение хряща 5,10,11. Результаты показали, что толщина синовиальной оболочки мышей в группе КОА была значительно выше по сравнению с нормальной контрольной группой. В группе, получавшей коллагеновую смесь с наночастицами серебра, толщина синовиальной оболочки была уменьшена по сравнению с группой КОА (рис. 3). Наблюдалась сосудистая гиперплазия в синовиальной оболочке мышей КОА по сравнению с нормальной контрольной группой, а сосудистая гиперплазия была значительно снижена в синовиальной оболочке мышей, получавших коллагеновую смесь наночастиц серебра (рис. 4). Результаты окрашивания Safranin-O показали, что хрящевой матрикс мышей КОА был разрушен, в то время как мыши, обработанные смесью коллагена с наночастицами серебра, показали значительно лучший хрящевой матрикс (рис. 5). Баллы морфологических признаков в каждой группе оценивали, как описано ранее22. Результаты были следующими: 0 ± 0 для группы физраствора, 7 ± 0,63 для группы коллагена II типа и 4,2 ± 1,17 для группы коллагеназа II типа + AgNPs (рис. 6). CD177 является основным маркером нейтрофилов25. CD177 экспрессируется в 40–60% нейтрофилов в нормальных условиях. Однако экспрессия CD177 в нейтрофилах значительно возрастает во время острого воспаления. Результаты окрашивания ВПХ показали, что инфильтрированные нейтрофилы в синовиальной области были значительно снижены в группе, получавшей AgNPs, по сравнению с группой KOA (рис. 7), что позволяет предположить, что лечение AgNPs может улучшить симптомы KOA.

figure-results-1
Рисунок 1: Место инъекции. (A) Репрезентативные изображения инъекции коллагеназы II типа. (B) Репрезентативные изображения после инъекции коллагеназы II типа. (C) Репрезентативные изображения инъекции коллагеновой смеси наночастиц серебра на мышиной модели KOA. (D) Репрезентативные изображения после инъекции коллагеновой смеси наночастиц серебра на мышах модели KOA. Красной пунктирной линией обозначена линия, параллельная связкам колена мыши. Черная стрелка представляет собой угол между иглой инсулинового шприца и кожей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-2
Рисунок 2: Изменение массы тела мышей в каждой группе. Эта панель показывает средний вес мышей в каждой группе в разные моменты времени; ось X указывает на количество дней после инъекции коллагеназы II типа, а ось Y указывает на изменение массы тела в складке. Физиологическая группа (n = 7), группа коллагеназ II типа (n = 5), коллагеназа II типа + группа AgNPs (n = 5). *p < 0,05. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3
Рисунок 3: Окрашивание гематоксилин-эозином (H&E), представляющее гиперплазию синовиальной оболочки. Синовиальные ткани в каждой группе мышей собирали, фиксировали, секционировали и окрашивали H&E через 30 дней после операции. Двойные стрелки обозначают обнаруженную толщину синовиальной оболочки. Масштабная линейка = 0,1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4
Рисунок 4: Репрезентативное изображение гиперплазии перисиновиальных сосудов. Стрелками обозначены сосуды. Масштабная линейка = 0,05 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-5
Рисунок 5: Окрашивание коленного сустава Сафранином-О в каждой группе мышей. Масштабная линейка = 0,2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-6
Рисунок 6: Оценка морфологических признаков в каждой группе. Синовиальная ткань была использована для измерения оценки морфологических признаков у мышей в каждой группе. Для анализа степени гиперплазии/увеличения клеточного слоя синовиальной оболочки, степени инфильтрации нейтрофилов в синовиальной ткани и степени активации синовиальной стромы были отобраны пять срезов тканей в каждой группе (табл. 1). В качестве итоговой оценки использовалось среднее значение. **p < 0,01 и ***p < 0,001 с t-критерием Стьюдента для каждой когорты по сравнению с группой КОА, не получавшей лечения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-7
Рисунок 7: Иммуногистохимическое окрашивание на маркер нейтрофилов в синовиальной ткани в каждой группе мышей. Иммуногистохимическое окрашивание использовали для выявления экспрессии маркера нейтрофилов CD177 в синовиальной ткани мышей в каждой группе. Стрелками обозначены нейтрофилы. Масштабная линейка = 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Таблица 1: Оценка морфологических признаков. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать эту таблицу.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Наночастицы серебра проявляют противовоспалительное, антибактериальное, антиоксидантное и иммуномодулирующее действие, что означает, что они могут защищать клетки и ткани от повреждений за счет снижения выработки активных форм кислорода26. Некоторые исследователи обеспокоены токсичностью наночастиц серебра27. Токсичность наночастиц серебра напрямую связана с присутствием свободных ионов серебра. Из-за наноразмерного размера наночастиц серебра они могут легко взаимодействовать с биомолекулами, клетками и органами человека 15,28,29. В нескольких исследованиях сообщалось, что наночастицы серебра могут вызывать окислительный стресс и ухудшать функцию митохондрийв клетках человека. Кроме того, Ag может быть обнаружен в органах человека, особенно в печени и селезенке, после использования большого количества наночастиц серебра. Исследователи также сообщили, что наночастицы серебра обладают способностью пересекать гематоэнцефалический барьер посредством транссинаптического транспорта и накапливатьсяв мозге. Систематического отчета о биотоксичности наночастиц серебра не проводилось, хотя некоторые исследователи признают безопасность наночастиц серебра32.

В этом исследовании мы приготовили коллагеновую смесь с наночастицами серебра. Действительно, период длительности наночастиц серебра в тканях человека короткий, но период длительности наночастиц серебра может быть увеличен при нанесении с коллагеновой смесью; Это не только снижает травматичность, но и дозу препаратов. Учитывая токсичность наночастиц серебра, доза наночастиц серебра, примененных в этом исследовании, составила 30 мг/кг, что соответствуетпредыдущим исследованиям.

Вот несколько важных моментов, связанных с экспериментальной эксплуатацией. Коллагеназу II типа следует хранить при температуре −20 °C после приготовления, чтобы предотвратить деградацию из-за ферментативного расщепления. Приготовление коллагеновой смеси с наночастицами серебра должно осуществляться на льду непрерывно при комнатной температуре, потому что коллагеновая смесь наночастиц серебра быстро превращается в полутвердый гель и не может быть использована для инъекций. После приготовления раствор следует хранить при температуре 4 °С. Для внутрисуставного введения следует выбрать инсулиновый шприц объемом 1 мл с иглой меньшего размера, и это может эффективно предотвратить утечку вводимых препаратов. Игла должна быть введена под углом 15° для введения коллагеновой смеси с наночастицами серебра. Когда игла не сопротивляется, это указывает на то, что игла достигла полости коленного сустава. После инъекции следует изменить угол инъекции, а иглу медленно извлечь, чтобы избежать утечки введенного препарата.

В этом исследовании наночастицы серебра эффективно улучшали симптомы КОА, вызванной коллагеназой II типа, у мышей, демонстрируя противовоспалительный эффект наночастиц серебра. В нескольких исследованиях сообщалось о наличии апоптоза в клетках, инкубированных in vitro с наночастицами серебра 34,35,36. Уменьшение синовиальной гиперплазии могло быть вызвано наночастицами серебра из-за их участия в нарушении функции митохондрий, или эти результаты могли быть опосредованы активными формами кислорода. Сосудистая гиперплазия наблюдалась в синовиальной оболочке мышей модельной группы КОА. Возможно, что во время этого процесса хемокины выталкивали нейтрофилы из кровеносных сосудов в синовиальную ткань, и что вспышка воспаления заставляла клетки потреблять больше кислорода, что приводило к гиперплазии сосудов. Следовательно, необходимы дальнейшие эксперименты, чтобы доказать достоверность этой гипотезы. Данное исследование обеспечивает теоретическую пользу для исследований в области лечения клинической КОА. В будущих исследованиях мы стремимся объединить метод передней крестообразной связки (ACL) с химически индуцированным модельным методом KOA для наблюдения за эффектом наночастиц серебра. Результаты эксперимента показывают, что наночастицы серебра могут значительно снижать инфильтрацию воспалительных клеток в синовиальную оболочку у мышей с КОА, но механизмы этого эффекта все еще нуждаются в дальнейшем изучении, которое может разгадать патогенез КОА.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была профинансирована Фондом естественных наук провинции Гуандун (номер: 2019A1515010209) и Научно-техническим проектом города Гуанчжоу, Китай (номер: 202102010164).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 мл инсулинового шприцаBD305932Нет
CD177 Поликлональное антителоThermoFisher ScientificPA5-98759Нет
Хлорал гидратSigma-Aldrich302-17-0Нет
DABMCEHY-15912Нет
ЭозинBeyotime BiotechnologyC0109Нет
ФормалинSigma-AldrichHT501128None
ГематоксилинBeyotime BiotechnologyC0107Нет
Световая микроскопияLeicaDM500Нет
Наночастицы серебраWolcacvi S-10-20Хранить продукт в темноте при температуре 4°С; C
Safranine O-Fast Green FCF Набор для окрашивания хрящаSolarbio90-15-3Нет
Коллаген II типаSigma-AldrichC6885-500мгНет

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: Classification, update, and measurement of outcomes. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, 19(2016).
  2. Kraus, V. B., Blanco, F. J., Englund, M., Karsdal, M. A., Lohmander, L. S. Call for standardized definitions of osteoarthritis and risk stratification for clinical trials and clinical use. Osteoarthritis and Cartilage. 23 (8), 1233-1241 (2015).
  3. Smith, M. D. The normal synovium. Open Rheumatology Journal. 5, 100-106 (2011).
  4. de Sousa, E. B., Casado, P. L., Moura, N. V., Duarte, M. E., Aguiar, D. P. Synovial fluid and synovial membrane mesenchymal stem cells: Latest discoveries and therapeutic perspectives. Stem Cell Research and Therapy. 5 (5), 112(2014).
  5. Scanzello, C. R., Goldring, S. R. The role of synovitis in osteoarthritis pathogenesis. Bone. 51 (2), 249-257 (2012).
  6. Glyn-Jones, S., et al. Osteoarthritis. Lancet. 386 (9991), 376-387 (2015).
  7. Roemer, F. W., et al. Presence of MRI-detected joint effusion and synovitis increases the risk of cartilage loss in knees without osteoarthritis at 30-month follow-up: The MOST study. Annals of Rheumatic Diseases. 70 (10), 1804-1809 (2011).
  8. Furman, B. D., et al. Articular ankle fracture results in increased synovitis, synovial macrophage infiltration, and synovial fluid concentrations of inflammatory cytokines and chemokines. Arthritis and Rheumatology. 67 (5), 1234-1239 (2015).
  9. Ayral, X., Pickering, E. H., Woodworth, T. G., Mackillop, N., Dougados, M. Synovitis: A potential predictive factor of structural progression of medial tibiofemoral knee osteoarthritis -- Results of a 1 year longitudinal arthroscopic study in 422 patients. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (5), 361-367 (2005).
  10. Henrotin, Y., Lambert, C., Richette, P. Importance of synovitis in osteoarthritis: Evidence for the use of glycosaminoglycans against synovial inflammation. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 43 (5), 579-587 (2014).
  11. Liu-Bryan, R. Synovium and the innate inflammatory network in osteoarthritis progression. Current Rheumatology Reports. 15 (5), 323(2013).
  12. Towheed, T., Shea, B., Wells, G., Hochberg, M. Analgesia and non-aspirin, non-steroidal anti-inflammatory drugs for osteoarthritis of the hip. Cochrane Database of Systematic Reviews. (2), (2000).
  13. Co, C. M., et al. Click chemistry-based pre-targeting cell delivery for cartilage regeneration. Regenerative Biomaterials. 8 (3), (2021).
  14. Oo, W. M., Liu, X., Hunter, D. J. Pharmacodynamics, efficacy, safety and administration of intra-articular therapies for knee osteoarthritis. Expert Opinion on Drug Metabolism and Toxicology. 15 (12), 1021-1032 (2019).
  15. Morozova, O. V. Silver nanostructures: Limited sensitivity of detection, toxicity and anti-inflammation effects. International Journal of Molecular Sciences. 22 (18), 9928(2021).
  16. He, M., et al. A pH-responsive mesoporous silica nanoparticles-based drug delivery system with controlled release of andrographolide for OA treatment. Regenerative Biomaterials. 8 (4), (2021).
  17. Samuel, M. S., Jose, S., Selvarajan, E., Mathimani, T., Pugazhendhi, A. Biosynthesized silver nanoparticles using Bacillus amyloliquefaciens; Application for cytotoxicity effect on A549 cell line and photocatalytic degradation of p-nitrophenol. Journal of Photochemistry and Photobiology B. 202, 111642(2020).
  18. Liu, X., et al. Silver nanoparticles mediate differential responses in keratinocytes and fibroblasts during skin wound healing. ChemMedChem. 5 (3), 468-475 (2010).
  19. Tian, J., et al. Topical delivery of silver nanoparticles promotes wound healing. ChemMedChem. 2 (1), 129-136 (2007).
  20. Vendidandala, N. R., et al. Gallocatechin-silver nanoparticle impregnated cotton gauze patches enhance wound healing in diabetic rats by suppressing oxidative stress and inflammation via modulating the Nrf2/HO-1 and TLR4/NF-kappaB pathways. Life Sciences. 286, 120019(2021).
  21. Kikuchi, T., Sakuta, T., Yamaguchi, T. Intra-articular injection of collagenase induces experimental osteoarthritis in mature rabbits. Osteoarthritis and Cartilage. 6 (3), 177-186 (1998).
  22. Lorenz, J., Grässel, S. Experimental osteoarthritis models in mice. Methods in Molecular Biology. 1194, 401-419 (2014).
  23. Zhao, Z., et al. Design and synthesis of Ag NPs/chitosan-starch nano-biocomposite as a modern anti-human malignant melanoma drug. International Journal of Biological Macromolecules. 236, 123823(2023).
  24. Ahmed, E., et al. Decellularized extracellular matrix-rich hydrogel-silver nanoparticle mixture as a potential treatment for acute liver failure model. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 108 (12), 2351-2367 (2020).
  25. Bai, M., et al. CD177 modulates human neutrophil migration through activation-mediated integrin and chemoreceptor regulation. Blood. 130 (19), 2092-2100 (2017).
  26. Singh, D., Chaudhary, D., Kumar, V., Verma, A. Amelioration of diethylnitrosamine (DEN) induced renal oxidative stress and inflammation by Carissa carandas embedded silver nanoparticles in rodents. Toxicology Reports. 8, 636-645 (2021).
  27. Singh, N., et al. NanoGenotoxicology: The DNA damaging potential of engineered nanomaterials. Biomaterials. 30 (23-24), 3891-3914 (2009).
  28. Noronha, V. T., et al. Silver nanoparticles in dentistry. Dental Materials. 33 (10), 1110-1126 (2017).
  29. Ahamed, M., Alsalhi, M. S., Siddiqui, M. K. Silver nanoparticle applications and human health. Clinica Chimica Acta. 411 (23-24), 1841-1848 (2010).
  30. Palacios-Hernandez, T., et al. cellular uptake and apoptotic responses in human coronary artery endothelial cells exposed to ultrasmall superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Journal of Applied Toxicology. 40 (7), 918-930 (2020).
  31. Lebda, M. A., et al. Potential role of alpha-lipoic acid and Ginkgo biloba against silver nanoparticles-induced neuronal apoptosis and blood-brain barrier impairments in rats. Life Sciences. 212, 251-260 (2018).
  32. Yin, I. X., et al. The antibacterial mechanism of silver nanoparticles and its application in dentistry. International Journal of Nanomedicine. 15, 2555-2562 (2020).
  33. Kim, Y. S., et al. Subchronic oral toxicity of silver nanoparticles. Particle and Fibre Toxicology. 7, 20(2010).
  34. Pascarelli, N. A., et al. Effects of gold and silver nanoparticles in cultured human osteoarthritic chondrocytes. Journal of Applied Toxicology. 33 (12), 1506-1513 (2013).
  35. Braydich-Stolle, L. K., et al. Silver nanoparticles disrupt GDNF/Fyn kinase signaling in spermatogonial stem cells. Toxicological Sciences. 116 (2), 577-589 (2010).
  36. Eom, H. J., Choi, J. p38 MAPK activation, DNA damage, cell cycle arrest and apoptosis as mechanisms of toxicity of silver nanoparticles in Jurkat T cells. Environmental Science and Technology. 44 (21), 8337-8342 (2010).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи