Методическая статья

Катетер-ассоциированная модель инфекции Candida albicans у мышей

2.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/65307

⸱

22 марта 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Pharmacy, Health Science Center, Xi’an Jiaotong University, 2Key Laboratory of Livestock Infectious Diseases in Northeast China, Ministry of Education, College of Animal Science and Veterinary Medicine, Shenyang Agricultural University

В этой статье

Краткое содержание

Мы создали мышиную модель катетер-ассоциированной инфекции (CRI), связанной с C.albicans, при которой на катетере образуется биопленка, а взаимодействие между C.albicans и хозяином хорошо коррелирует с клиническим CRI. Эта модель помогает проводить скрининг терапии для биопленкоассоциированных CRI, связанных с C.albicans , закладывая основу для клинической трансформации.

Аннотация

Катетер-ассоциированная инфекция (CRI) является распространенной внутрибольничной инфекцией, вызываемой Candida albicans во время имплантации катетера. Как правило, биопленки образуются на внешней поверхности катетера и приводят к диссеминированным инфекциям, которые приводят к летальному исходу для пациентов. В клиниках отсутствует эффективная профилактика и ведение лечения. Поэтому необходимо срочно создать животную модель КРИ для доклинического скрининга новых стратегий его профилактики и лечения. В этом исследовании полиэтиленовый катетер, широко используемый медицинский катетер, был введен в заднюю часть мышей BALB/c после удаления волос. Кандида белая (Candida albicans) ATCC MYA-2876 (SC5314), экспрессирующий усиленный зеленый флуоресцентный белок, впоследствии инокулировали на поверхность кожи вдоль катетера. Интенсивная флуоресценция наблюдалась на поверхности катетера под флуоресцентным микроскопом через 3 суток. Зрелые и толстые биопленки были обнаружены на поверхности катетера с помощью сканирующей электронной микроскопии. Эти результаты указывали на адгезию, колонизацию и образование биопленки Candida albicans на поверхности катетера. Гиперплазия эпидермиса и инфильтрация воспалительных клеток в образцах кожи указывали на гистопатологические изменения CRI-ассоциированной кожи. Подводя итог, можно сказать, что модель CRI мыши была успешно создана. Ожидается, что эта модель будет полезна в исследованиях и разработке терапевтического менеджмента при CRI, ассоциированном с Candida albicans .

Введение

В последние годы, с развитием и применением биомедицинских материалов, инфекции, связанные с имплантатами, становятся сложными клиническими проблемами 1,2. При широком применении медицинских катетеров в клиниках количество сопутствующих инфекций и смертей ежегодно огромно 3,4. Распространенные пути инфицирования катетер-ассоциированной инфекции (CRI) включают: (1) патогенные микроорганизмы на поверхности кожи проникают в организм и прикрепляются к внешней поверхности катетера 5,6,7; (2) патогенные микроорганизмы, полученные в результате неправильной асептической операции, проникают, прилипают и колонизируются на катетере; (3) болезнетворные микроорганизмы в кровотоке прикрепляются и колонизируются на катетере; (4) лекарственные средства, контаминированные патогенными микроорганизмами.

Кандидоз является третьей по частоте причиной CRI 8,9. Очень вероятно, что он вызовет инфекцию кровотока и другие опасные для жизни инвазивные кандидозы после того, как на поверхности имплантата образуются биопленки. Прогноз неблагоприятный, а летальность высокая2. Сообщается, что биопленки образуются на поверхности катетера в течение 2 недель после введения центральной вены и в просвете катетера через несколько недель10,11.

Биопленки Candida albicans (C. albicans), образующиеся на медицинских катетерах, представляют собой двухслойную сеть, состоящую из дрожжей, стромы и мицелия12,13. Образование биопленок C. albicans является не только ключом к лекарственной устойчивости и уклонению от иммунного ответа13, но и жизненно важным для образования диссеминированных спор, что приводит к дальнейшей гематогенной инфекции 2,12 и приводит к более серьезным и даже опасным для жизни последствиям. C. albicans-ассоциированный CRI является основной причиной клинических грибковых инфекций кровотока 7,14, и более чем у 40% пациентов с инфекцией C. albicans в центральном венозном катетере развивается бактериемия15.

По данным Американского общества инфекционных заболеваний, рекомендуемое лечение Candida CRI включает: (1) удаление инфицированного катетера; (2) 14-дневная системная противогрибковая терапия8; (3) реимплантация нового катетера4. Однако в клинической практике катетеры иногда не могут быть полностью удалены. Некоторые пациенты могут лечиться только системными антибиотиками и антимикробной замочной терапией, сопровождающейся сильными побочными эффектами16,17.

Существующие животные модели C. albicans, такие как модель кандидоза ротоглотки, модель вагинального кандидоза и модель инвазивной системной инфекции, вызванной кандидозом18,19, не могут хорошо коррелировать с клиническим CRI. Таким образом, в данном исследовании была установлена модель CRI, ассоциированная с C. albicans, у мышей. В качестве подкожных имплантатов использовали клинически широко используемые полиэтиленовые катетеры20,21, а C. albicans инокулировали на поверхность кожи для имитации адгезии C. albicans к медицинским катетерам и образования биопленок.

Эта модель была успешно использована в нашей лаборатории для скрининга антибиопленочного эффекта различных терапевтических средств22. Кроме того, из-за задержки обнаружения C. albicans после катетерной инфекции был сконструирован штамм C. albicans , содержащий усиленный зеленый флуоресцентный белок (EGFP), и инокулирован мышам, чтобы облегчить интуитивное наблюдение колоний и биопленок C. albicans на имплантированном катетере.

Протокол

Экспериментальные животные, самцы мышей BALB/c (12-16 г), были приобретены в Центре лабораторных животных Научного центра здоровья Сианьского университета Цзяотун. Все процедуры были одобрены Институциональным комитетом по этике животных Сианьского университета Цзяотун с номером лицензии SCXK (Шэньси) 2021-103.

1. Подготовка буфера и оборудования

  1. Трансфект штаммов C. albicans плазмидой pCaExp с высокой экспрессией.
    1. Приобретите C. albicans (SC5314) в ATCC. Флуоресцентный штамм22 с высокой экспрессией EGFP получают путем трансфекции C. albicans плазмидой pCaExp с высокой экспрессией, содержащей полную открытую рамку считывания гена EGFP (плазмидная карта показана на рисунке 1), и используют ее для последующих экспериментов.
  2. Культивирование трансфицированных штаммов C. albicans .
    1. Выберите моноклональные колонии флуоресцентного штамма C. albicans из чашки пептона декстрозы экстракта дрожжей (YPD) и культивирования в течение ночи (30 °C и 220 об/мин) в 5 мл жидкой среды YPD (YPD + 50 мкг/мл карбенициллина).
    2. Ресуспендант C. albicans в физиологическом растворе после центрифугирования при 400 x g в течение 5 мин при RT.
    3. Отрегулируйте концентрацию суспензии C. albicans до 1 x 108 клеток/мл, сравнив мутность со стандартом 0,5 по Мак-Фарланду.
  3. Подготовьте хирургические инструменты.
    1. Убедитесь, что все хирургические инструменты (ножницы, щипцы, гемостатические щипцы, иглодержатели, шовные иглы) автоклавированы при температуре 121°C в течение 30 минут. Используются стерильные полиэтиленовые катетеры (внутренний диаметр: 0,28 мм; наружный диаметр: 0,63 мм).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Катетеры, использованные в этом исследовании, были стерилизованы газообразным окисью этилена, а упаковка была открыта в сверхчистом столе, подверженном воздействию ультрафиолета в течение более 30 минут. Перед имплантацией мышам катетеры погружали в 75% этанол для предотвращения загрязнения.

2. Создание модели CRI мыши

ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая процедура показана на рисунке 2.

  1. Акклиматизируйте 30 мышей BALB/c (12-16 г, самец) в условиях, свободных от специфических патогенов (SPF) со свободным доступом к воде и пище и чередованием светового и темного цикла в течение 12-12 часов.
  2. Случайным образом разделите 30 мышей BALB/c на три группы (n = 10 мышей/группа): (A) нормальная контрольная группа; (В) катетерная группа (катетеры, имплантированные без C. albicans); (C) Модельная группа (катетеры, имплантированные C. albicans).
  3. Обезболивайте мышей 1-4% изофлураном и положите мышей на операционный стол в положении лежа. Потеря рефлекса выпрямления и отсутствие реакции на стимуляцию пальцев ног подтверждает успешную анестезию. Удалите волосы и простерилизуйте место операции тремя чередующимися циклами йодофора или хлоргексидина и спиртовыми скрабами.
  4. Оставьте мышей в нормальной контрольной группе без какого-либо лечения и обеспечьте свободный доступ к еде и воде.
  5. Для мышей в катетерной и модельной группах поддерживайте анестезию на уровне 3% изофлурана. Подтвердите достаточную глубину анестезии отсутствием реакции на защемление пальца ноги и при необходимости отрегулируйте концентрацию изофлурана.
  6. Для мышей в катетерной группе внутрикожно введите стерильную иглу шприца объемом 1 мл в область обратной депиляции, чтобы сделать отверстие. Вставьте катетер (около 1 см в длину) в отверстие после извлечения иглы шприца.
  7. Для мышей в модельной группе пипетка 20 мкл суспензии C. albicans на область депиляции спины, чтобы имитировать комменсал C. albicans на коже.
  8. После того, как раствор впитается кожей, введите катетер в область обратной депиляции, выполнив те же процедуры, что описаны в шаге 2.5.
  9. Пипеткой еще 20 мкл суспензии C. albicans вдоль катетера в ткани для имитации C. albicans во внешней среде.
  10. Зафиксируйте катетеры скотчем и марлей и верните мышей в клетки для кормления. В конце лечения мышам подкожно вводят мелоксикам (4 мг/кг) в качестве обезболивающего средства в течение трех дней подряд.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После операции мышей осторожно кормили водой и пищей. За мышами наблюдали два раза в день. Мышей усыпляли методом, одобренным IACUC, если они испытывали трудности с кормлением, значительную потерю веса (10-20%) и гипотермию.

3. Оценка модели CRI

  1. Через 3 дня обезболивайте мышей 3% изофлураном и приносите их в жертву вывихом шейки матки. Соберите катетеры и образцы кожных тканей со спины мышей.
  2. Наблюдение за C. albicans и биопленками на катетере с помощью сканирующей электронной микроскопии.
    1. Погружают катетеры в 2,5% раствор глутарового альдегида при 4 °C на 48 ч. Промыть катетеры стерильным ПБС три раза.
    2. Зафиксируйте катетеры 1% осминовой кислотой на 3 ч и трижды промойте стерильным ПБС.
    3. Обезвоживают клетки на катетерах в градиентном растворе этанола с возрастающими концентрациями (50%, 70%, 80%, 90% и 100%, 15 мин/градиент).
    4. Погрузить катетеры в трет-бутиловый спирт три раза (каждый раз по 30 мин).
    5. Быстро заморозьте катетеры в жидком азоте и высушите образец в сублимационной сушилке в соответствии с инструкциями производителя.
    6. Напылите на образцы катетера золото с длиной волны 10 нм методом осаждения ионным пучком.
    7. Наблюдение за присутствием C. albicans и его биопленки на поверхности катетера каждой группы под сканирующим электронным микроскопом (в условиях высокого вакуума, 1,5 кВ) и запись изображений в каждой группе.
  3. Наблюдают C. albicans на катетере с помощью флуоресцентной микроскопии.
    1. Погружают катетеры в 4% раствор параформальдегида для фиксации при 4 °С на 48 ч.
    2. Наблюдают присутствие C. albicans и его биопленки на поверхности катетера каждой группы с помощью флуоресцентного микроскопа при возбуждении 484 нм и записывают изображения в каждой группе.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение составляет 400x. Флуоресценцию Candida albicans можно наблюдать при возбуждении на длине волны 490 нм и испускании на длине волны 510 нм.
  4. Понаблюдайте за C. albicans, живущим в коже мышей.
    1. Погружают дорсальные ткани кожи мышей в 4% раствор параформальдегида для фиксации при 4 °С на 48 ч.
    2. Обезвоживают ткани тыльной поверхности кожи в градиентном растворе этанола с возрастающими концентрациями (50%, 70%, 80%, 90% и 100%, 15 мин/градиент).
    3. Обезвоженные ткани спинной кожи закапывают в парафин при температуре 55-60 °С. Обращайте внимание на температуру, чтобы избежать ломкости тканей. Чтобы удалить как можно больше загрязнений, повторите этот шаг три раза (по 30 мин).
    4. Разрез дорсальных тканей кожи (толщина = 5 мкм) с помощью микротома.
    5. Очистите парафиновые срезы от парафина, дважды погрузив предметные стекла в ксилол на 20 минут.
    6. Регидратируйте срезы с помощью элюирования градиентным этанолом (абсолютный этанол, 90% этанол, 75% этанол, вода) каждый раз в течение 5 минут.
    7. Окрасьте срезы периодической кислотой, погрузив срез в периодический раствор кислоты на 15 мин, перед промывкой проточной водой один раз и дистиллированной водой дважды.
    8. Прокрасьте срезы раствором для окрашивания шеврона (в соответствии с инструкциями производителя) в течение 30 минут в темноте и промойте срезы под проточной водой в течение 5 минут.
    9. Срезы погружают в раствор гематоксилина на 3-5 мин перед промыванием проточной водой (2-3 мин), дифференцированным раствором (5-10 мин) и проточной водой соответственно.
    10. Погрузите срезы в этанол три раза (по 5 минут каждый) и ксилол два раза (по 5 минут каждый), прежде чем заклеить срез нейтральной смолой.
    11. Посмотрите на изображения образца с помощью микроскопа и проанализируйте остатки C. albicans в коже мыши.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение составляет 10x для окуляра и 4x или 10x для объектива.
  5. Наблюдают за гистопатологическими изменениями в дорсальных тканях кожи.
    1. Погрузить ткани тыльной кожи в 4% раствор параформальдегида для фиксации при 4 °С на 48 ч. Обезвоживают дорсальные ткани кожи в градиентном растворе этанола с возрастающими концентрациями (50%, 70%, 80%, 90% и 100%, 15 мин/градиент).
    2. Поместите обезвоженные ткани дорсальной кожи в парафин, как описано в шаге 3.4.3.
    3. Разрез дорсальных тканей кожи (толщина = 5 мм) микротомом.
    4. Очистите парафиновые срезы от парафина, дважды погрузив предметные стекла в ксилол на 20 минут.
    5. Регидратируйте срезы с помощью элюирования градиентным этанолом (абсолютный этанол, 90% этанол, 75% этанол, вода) каждый раз в течение 5 минут.
    6. Окрасьте срезы гематоксилином в течение 4 минут, а затем промойте водопроводной водой, чтобы удалить цвет поплавка.
    7. Дифференцируйте образец 1%-ным раствором соляной кислоты и этанола перед промывкой предметных стекол проточной водой.
    8. Погрузите образец в 85% и 95% этанол на 5 минут и окрасьте их раствором эозина на 3 минуты.
    9. Обезвоживайте образцы, погружая их в градиентный этанол (70%, 90%, 95% и 100%) и ксилол на 2 минуты каждый.
    10. Запечатайте образец нейтральной смолой.
    11. Наблюдайте за изображениями образца с помощью микроскопа и анализируйте патологические изменения.

Результаты

C. albicans и биопленки на катетерах могут быть обнаружены с помощью SEM. Как показано на рисунке 322, поверхность полиэтиленовых катетеров в катетерной группе была гладкой, и прилипших патогенных микроорганизмов не наблюдалось. Однако на поверхности полиэтиленовых катетеров в модельной группе были видны зрелые и плотные биопленки C. albicans, что указывает на то, что C. albicans может успешно колонизировать и формировать биопленки на поверхности катетера у мышей в экспериментальных условиях. Более того, результаты флуоресцентной микроскопии дополнительно подтвердили вышеуказанные выводы (рис. 4)22. Явной флуоресценции на поверхности полиэтиленовых катетеров в катетерной группе не было. Однако сильная флуоресценция, испускаемая адгезивными клетками C. albicans, была видна на поверхности катетера в модельной группе. Это указывало на то, что большое количество клеток C. albicans прилипало к поверхности катетеров, что продемонстрировало успешное построение моделей CRI, связанных с биопленкой C. albicans, у мышей.

Для более интуитивной верификации инфекции кожных тканей мышей был проведен анализ окрашивания по шкале Шеффа Периодата. Он обнаруживает углеводы в грибковых клетках, что обычно используется в клинических исследованиях (рис. 5)22. Кожная ткань в нормальной контрольной и катетерной группе была окрашена периодической кислотой-Шиффом (PAS), что свидетельствовало об отсутствии клеток C. albicans в тканях. В модельной группе было обнаружено небольшое количество положительных PAS-окрашенных клеток C. albicans , что еще раз подтвердило успешное моделирование инвазии и адгезии, связанных с C. albicans.

Далее патологические изменения в кожных тканях мышей, индуцированные C. albicans , оценивали с помощью гистопатологического анализа. Как показано на рисунке 622, в модельной группе слой эпидермиса был значительно утолщен и расширен до внутренней части кожи. Также была видна воспалительная инфильтрация, указывающая на то, что инфекция C. albicans вызвала явные патологические изменения в кожной ткани мыши. Слой эпидермиса, слой дермы, сальные железы, волосяные фолликулы и другие структуры были чистыми и полными в катетерной группе. Отека и воспалительной инфильтрации не наблюдалось, как и в контрольной группе в норме. Эти результаты показали, что введение катетера само по себе не вызывает явных изменений в кожной ткани. Патологические изменения в тканях модельной группы обусловлены инфекцией, вызванной C. albicans. Таким образом, полученные результаты подтверждают успешное создание мышиной модели CRI, ассоциированной с биопленкой C. albicans .

figure-results-1
Рисунок 1: Атлас плазмид pCaExp. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-2
Рисунок 2: Схема, показывающая процедуру модели CRI мышей, ассоциированных с C.albicans. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3
Рисунок 3: СЭМ на поверхности катетера в каждой группе. (А) группа катетеров; (B) Модельная группа (1000x, масштабная линейка = 50 мкм; 5000x, масштабная линейка = 10 мкм). Эта цифра была изменена с разрешения Mo et al.22. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4
Рисунок 4: Катетерная поверхностная флуоресцентная микроскопия в каждой группе. (А) Катетерная группа; (B) Группа моделей (масштабная линейка = 100 мкм). Эта цифра была изменена с разрешения Mo et al.22. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-5
Рисунок 5: Окрашивание H&E кожи спины мышей в каждой группе. (А) Катетерная группа; (B) Модельная группа; (C) Контрольная группа, (40x, масштабная линейка = 400 мкм; 100x, масштабная линейка = 200 мкм). Эта цифра была изменена с разрешения Mo et al.22. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-6
Рисунок 6: PAS-окрашивание кожи спины мышей в каждой группе. (А) Катетерная группа; (B) Модельная группа; (C) Контрольная группа, (40x, масштабная линейка = 400 мкм; 100x, масштабная линейка = 200 мкм). Значительное утолщение и расширение слоя эпидермиса на внутреннюю часть кожи можно увидеть в модельной группе (красные прямоугольники). Эта цифра была изменена с разрешения Mo et al.22. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

ХРИ является одной из наиболее распространенных внутрибольничных инфекций в клинической практике23. Патогенные микроорганизмы в придатках кожи, таких как эпидермис, сальные железы и волосяные фолликулы, являются возможными причинами CRI 23,24. Кандида является третьим по величине патогеном, вызывающим CRI, при этом Candida albicans был наиболее распространенным типом инфекции биопленки25,26. Таким образом, мы стремились построить соответствующую животную модель CRI, связанную с биопленкой Candida albicans, чтобы поддержать лечение и профилактику родственных CRI.

Для построения модели CRI небольшое количество C. albicans было добавлено в дорсальную кожу мышей, что моделирует клиническую ситуацию, при которой часть C. albicans не может быть полностью уничтожена в глубоких тканях и придатках кожи путем обычной стерилизации. После имплантации катетера C. albicans был повторно инокулирован, чтобы имитировать присутствие C. albicans во внешней среде во время операции.

В этом исследовании для построения модели был выбран 3-дневный временной отрезок, который ниже, чем у традиционных моделей животных, связанных с биопленкой C. albicans 18,27 из-за трудности формирования биопленки. На поверхности катетера в этой модели была видна постинфекционная адгезия C. albicans и образование биопленки, что было доказано результатами СЭМ и флуоресцентной микроскопии (рис. 3 и рис. 4). Это может быть связано с тем, что концентрация C. albicans в данном исследовании составила 1 × 108 КОЕ/мл, что было значительно выше, чем у других моделей животных18,27. Кроме того, кожа вокруг катетера находится в постоянном контакте с внешней средой. Чтобы смоделировать экстремальные условия, с которыми может столкнуться CRI, C. albicans снова привили после операции.

Рецидив инфекции часто вызывается болезнетворными микроорганизмами, которые остаются в окружающих тканях 23,28,29. Поэтому наличие или отсутствие возбудителей в тканях имеет важное значение для CRI. В данной работе было проведено окрашивание PAS для исследования остатков C. albicans в тканях кожи. Этот метод также может быть использован для оценки эффекта клиренса новых терапевтических препаратов или методов лечения CRI.

В заключение, штамм Candida albicans с eGFP был использован для построения модели CRI мыши, чтобы облегчить интуитивное наблюдение колонизации Candida albicans на катетерах. Этот штамм также может быть использован для оценки взаимодействия между Candida albicans и клетками хозяина, например, инвазии и адгезии Candida albicans к хозяину, эффекта терапии против Candida albicans и иммунного ответа. Кроме того, был использован двухэтапный метод инокуляции для моделирования патогенов, полученных из внешней среды и организма. Стоит отметить, что последующая микробная культура после заражения не проводилась. Наличие биопленок является важным фактором низкой чувствительности культур 30,31,32. Предыдущие сообщения свидетельствуют о том, что микробный посев после инфекции имел низкую чувствительность, специфичность и точность 30,31,32,33,34. Зато наличие биопленок на имплантате является более надежным показателем. Поэтому в данном исследовании были использованы СЭМ и флуоресцентная микроскопия для визуализации и идентификации Candida albicans, образующих биопленки.

Однако эта модель не имитировала взаимодействие между ослабленным иммунитетом пациента и инфекцией Candida albicans , наблюдаемой в клиниках. Если бы модель могла учитывать лечение ослабленного иммунитета (например, непрерывные инъекции глюкокортикоидов) до инокуляции Candida albicans , можно было бы лучше моделировать инфекции, возникающие в клинических ситуациях.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет известных конкурирующих финансовых интересов или личных отношений, которые могли бы повлиять на работу, представленную в этой статье.

Благодарности

Мы благодарны за финансовую поддержку Фонду естественных наук провинции Шэньси (номер гранта 2021SF-118) и Национальному фонду естественных наук Китая (грант No 81973409, 82204631).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,5 Mactutrius turbidibrisShanghai Lujing Technology Co., Ltd5106063
2,5% раствор фиксатора глутаральдегидаXingzhi Biotechnology Co., LtdDF015
4 ° C холодильникElectrolux (China) Electric Co., LtdESE6539TA
AgarBeijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd01-023
Аналитические весыShimadzuATX124
Стерилизатор автоклавовSANYOMLS-3750
БутанолTianjin Chemio Reagent Co., Ltd200-889-7
КарбенициллинAmrescoC0885
Eclipse Ci Вертикальный оптический микроскоп Nikon NikonEclipse Ts2-FL
ГлюкозаMacklin 
Кольцо для инокуляцииThermo Scientific251586
ИзофлуранRWD20210103
ПараформальдегидBeyotime BiotechnologyP0099
PAS Набор красителейServicebioG1285
ПептонBeijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd01-001
Полиэтиленовый катетерShining Plastic MallPE100
RWD R550 многоканальный аппарат для анестезии мелких животных RWDR550
SEMHitachiTM-1000
Температурный инкубаторShanghai Zhichu Instrument Co., LtdZQTY-50N
Генератор воды сверхчистой водыHeal ForceNW20VF
Ультразвуковой аппаратDo-ChromDS10260D
ксилолSinopharm  Chemical Reagent Co., Ltd10023428
Дрожжевой экстрактThermo Scientific  ОксоидныйLP0021B
D823520

Ссылки

  1. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. microbiology reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  2. Giri, S., Kindo, A. J. A review of Candida species causing blood stream infection. Indian Journal of Medical Microbiology. 30 (3), 270-278 (2012).
  3. Weinstein, R. A., Darouiche, R. O. Device-associated infections: A macroproblem that starts with microadherence. Clinical Infectious Diseases. 33 (9), 1567-1572 (2001).
  4. Mermel, L. A., et al. Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clinical Infectious Diseases. 32 (9), 1249-1272 (2001).
  5. Seidler, M., Salvenmoser, S., Müller, F. -M. C. In vitro effects of micafungin against Candida biofilms on polystyrene and central venous catheter sections. International Journal of Antimicrobial Agents. 28 (6), 568-573 (2006).
  6. Chaves, F., et al. Diagnosis and treatment of catheter-related bloodstream infection: Clinical guidelines of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology and (SEIMC) and the Spanish Society of Spanish Society of Intensive and Critical Care Medicine and Coronary Units (SEMICYUC). Medicina Intensiva. 42 (1), 5-36 (2018).
  7. Raad, I. I., Bodey, G. P. Infectious complications of indwelling vascular catheters. Clinical Infectious Diseases. 15 (2), 197-208 (1992).
  8. Paul DiMondi, V., Townsend, M. L., Johnson, M., Durkin, M. Antifungal catheter lock therapy for the management of a persistent Candida albicans bloodstream infection in an adult receiving hemodialysis. Pharmacotherapy. 34 (7), e120-e127 (2014).
  9. Bouza, E., Guinea, J., Guembe, M. The role of antifungals against candida biofilm in catheter-related candidemia. Antibiotics (Basel). 4 (1), 1-17 (2014).
  10. Raad, I., et al. Ultrastructural analysis of indwelling vascular catheters: a quantitative relationship between luminal colonization and duration of placement. The Journal of Infectious Diseases. 168 (2), 400-407 (1993).
  11. Yousif, A., Jamal, M. A., Raad, I. Biofilm-based central line-associated bloodstream infections. Advances in Experimental Medicine and Biology. 830, 157-179 (2015).
  12. Douglas, L. J. Candida biofilms and their role in infection. Trends in Microbiology. 11 (1), 30-36 (2003).
  13. Mack, D., et al. Biofilm formation in medical device-related infection. International Journal of Artificial Organs. 29 (4), 343-359 (2006).
  14. Schinabeck, M. K., et al. Rabbit model of Candida albicans biofilm infection: liposomal amphotericin B antifungal lock therapy. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (5), 1727-1732 (2004).
  15. Anaissie, E. J., Rex, J. H., Uzun, O., Vartivarian, S. Predictors of adverse outcome in cancer patients with candidemia. The American Journal of Medicine. 104 (3), 238-245 (1998).
  16. Fujimoto, K., Takemoto, K. Efficacy of liposomal amphotericin B against four species of Candida biofilms in an experimental mouse model of intravascular catheter infection. Journal of Infection and Chemotherapy. 24 (12), 958-964 (2018).
  17. Shuford, J. A., Rouse, M. S., Piper, K. E., Steckelberg, J. M., Patel, R. Evaluation of caspofungin and amphotericin B deoxycholate against Candida albicans biofilms in an experimental intravascular catheter infection model. The Journal of Infectious Diseases. 194 (5), 710-713 (2006).
  18. Koh, A. Y., Köhler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), e35(2008).
  19. Tucey, T. M., et al. Glucose homeostasis is important for immune cell viability during candida challenge and host survival of systemic fungal infection. Cell Metabolism. 27 (5), 988-1006 (2018).
  20. Lawrence, E. L., Turner, I. G. Materials for urinary catheters: a review of their history and development in the UK. Medical Engineering & Physics. 27 (6), 443-453 (2005).
  21. Schumm, K., Lam, T. B. Types of urethral catheters for management of short-term voiding problems in hospitalized adults: a short version Cochrane review. Neurourology and Urodynamics. 27 (8), 738-746 (2008).
  22. Mo, F., et al. Development and evaluation of a film forming system containing myricetin and miconazole nitrate for preventing candida albicans catheter-related infection. Microbial Drug Resistance. 28 (4), 468-483 (2022).
  23. Balikci, E., Yilmaz, B., Tahmasebifar, A., Baran, E. T., Kara, E. Surface modification strategies for hemodialysis catheters to prevent catheter-related infections: A review. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 109 (3), 314-327 (2021).
  24. María, L. T., Alejandro, G. S., María Jesús, P. G. Central venous catheter insertion: Review of recent evidence. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 35 (1), 135-140 (2021).
  25. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clinical Microbiology Reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  26. He, Y., et al. Retrospective analysis of microbial colonization patterns in central venous catheters, 2013-2017. Journal of Healthcare Engineering. 2019, 8632701(2019).
  27. Mo, F., et al. In vitro and in vivo effects of the combination of myricetin and miconazole nitrate incorporated to thermosensitive hydrogels on C. albicans biofilms. Phytomedicine. 71, 153223(2020).
  28. Cantón-Bulnes, M. L., Garnacho-Montero, J. Practical approach to the management of catheter-related bloodstream infection. Revista Espanola de Quimioterapia. 32 Suppl 2 (Suppl 2), 38-41 (2019).
  29. Böhlke, M., Uliano, G., Barcellos, F. C. Hemodialysis catheter-related infection: prophylaxis, diagnosis and treatment. The Journal of Vascular Access. 16 (5), 347-355 (2015).
  30. Fang, X., et al. Effects of different tissue specimen pretreatment methods on microbial culture results in the diagnosis of periprosthetic joint infection. Bone & Joint Research. 10 (2), 96-104 (2021).
  31. Naumenko, Z. S., Silanteva, T. A., Ermakov, A. M., Godovykh, N. V., Klushin, N. M. Challenging diagnostics of biofilm associated periprosthetic infection in immunocompromised patient: A clinical case. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (5), 786-790 (2019).
  32. Cai, Y., et al. Metagenomic next generation sequencing improves diagnosis of prosthetic joint infection by detecting the presence of bacteria in periprosthetic tissues. International Journal of Infectious Diseases. 96, 573-578 (2020).
  33. Samanipour, A., Dashti-Khavidaki, S., Abbasi, M. R., Abdollahi, A. Antibiotic resistance patterns of microorganisms isolated from nephrology and kidney transplant wards of a referral academic hospital. Journal of Research in Pharmacy Practice. 5 (1), 43-51 (2016).
  34. Huang, G., Huang, Q., Wei, Y., Wang, Y., Du, H. Multiple roles and diverse regulation of the Ras/cAMP/protein kinase A pathway in Candida albicans. Molecular Microbiology. 111 (1), 6-16 (2019).
  35. Garlito-Díaz, H., et al. A new antifungal-loaded sol-gel can prevent candida albicans prosthetic joint infection. Antibiotics (Basel). 10 (6), 711(2021).

Перепечатки и разрешения

Теги

Инфекция катетерамодель инфекции у мышейобразование биопленкибиопленка на катетереполиэтиленовый катетерфлуоресцентная микроскопиясканирующая электронная микроскопиягистопатология кожиинфильтрация воспалительными клетками
Катетер-ассоциированная модель инфекции Candida albicans у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.