Методическая статья

Эффективность подкожного иглоукалывания Фу при боли в седалищном нерве: поведенческие и электрофизиологические изменения в модели крысы с хронической травмой сужения

DOI:

10.3791/65406

⸱

30 июня 2023 г.

 ,  ,  , 
1Department of Chinese Medicine, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 2Graduate Institute of Integrated Medicine, College of Chinese Medicine, China Medical University, 3Institute of Fu's Subcutaneous Needling, Beijing University of Chinese Medicine, 4Clinical Medical College of Acupuncture & Moxibustion and Rehabilitation, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5Experimental Animal Center, Department of Molecular Biology and Cell Research, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 6Department of Pharmacy and Master Program, Tajen University, 7Department of Physical Medicine and Rehabilitation, China Medical University Hospital, 8Department of Physical Therapy and Graduate Institute of Rehabilitation Science, China Medical University, 9Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Asia University Hospital, Asia University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы представляем протокол использования подкожного иглоукалывания Фу в модели хронической констрикционной травмы для индуцирования боли в седалищном нерве у крыс.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Подкожное иглоукалывание Фу (FSN), изобретенная техника иглоукалывания из традиционной китайской медицины, используется во всем мире для облегчения боли. Однако механизмы действия до сих пор до конца не изучены. Во время лечения ФСН игла ФСН вводится и удерживается в подкожных тканях в течение длительного времени покачивающим движением. Тем не менее, исследователи сталкиваются с проблемами, связанными с поддержанием позы при манипулировании FSN на животных моделях (например, крысах). Некомфортное лечение может привести к страху и резистентности к иглам FSN, увеличивая риск травм и даже может повлиять на данные исследований. Анестезия также может повлиять на результаты исследования. Следовательно, существует необходимость в стратегиях терапии FSN на животных, которые минимизируют травмы во время вмешательства. В этом исследовании используется модель хронической травмы сужения у крыс Спрэга-Доули для индуцирования нейропатической боли. Эта модель воспроизводит боль, вызванную повреждением нерва, наблюдаемую у людей при хирургическом сужении периферического нерва, имитируя компрессию или защемление, наблюдаемое при таких состояниях, как синдромы компрессии нервов и периферические невропатии. Мы вводим соответствующую манипуляцию для легкого введения иглы FSN в подкожный слой тела животного, включая введение и направление иглы, удержание иглы и покачивание. Сведение к минимуму дискомфорта крысы предотвращает напряжение крысы, которое заставляет мышцу сокращаться и препятствовать вхождению иглы, а также повышает эффективность исследования.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

По оценкам, нейропатическая боль, определяемая как боль, вызванная повреждением нерва, затрагивает 6,9–10% населения мира, а распространенность в течение жизни составляет 49–70%1,2. Он также считается одним из самых сложных для лечения болевых синдромов. Использование фармакологических средств для купирования нейропатической боли дало ограниченный успех, поскольку обычно назначаемые обезболивающие препараты, такие как нестероидные противовоспалительные препараты и опиоиды, показали низкую эффективность в облегчении этого типа боли 3,4. Поэтому существует большая потребность в изучении новых вариантов лечения, особенно немедикаментозных методов лечения. Иглоукалывание, как немедикаментозное вмешательство, потенциально облегчает нейропатическую боль, оказывая обезболивающее действие на соматосенсорную систему. Как клинические, так и доклинические исследования показали, что иглоукалывание эффективно в облегчении симптомов нейропатической боли без значительных побочных эффектов 5,6,7. Тем не менее, центральный механизм лечения иглоукалыванием для облегчения боли при нейропатической боли еще предстоит исследовать.

В последние годы подкожное иглоукалывание Фу (FSN) приобрело популярность для лечения неврологических расстройств, связанных с болью8. FSN берет свое начало от традиционной китайской акупунктуры и была впервые описана традиционным китайским врачом Чжунхуа Фу в 1996 году 9,10. Несмотря на то, что FSN берет свое начало от традиционной акупунктуры, она значительно отличается по своим методам и теориям от акупунктуры, основанной на меридианах, принципах инь и ян и концепциях акупунктурных точек. FSN уделяет больше внимания нейрофизиологическим и анатомическим подходам для эффективного лечения миофасциальной боли11. FSN-терапия применяется в клинической практике для лечения различных болезненных мышечных расстройств, воздействуя на соединительные ткани, тесно связанные с мышцами, уделяя особое внимание лечению напряженных мышц (ТМ)12. В качестве дополнительной терапии для облегчения боли также имеются клинические доказательства того, что FSN эффективна при лечении травм мягких тканей в дополнение к быстрому обезболиванию и значительному уменьшению спазмов мягких тканей13,14. Терапия FSN включает в себя специальные методы, адаптированные для воздействия на основные миофасциальные триггерные точки (MTrP), связанные с этим заболеванием. Положение введения иглы FSN тщательно выбирается в зависимости от расположения этих триггерных точек, что позволяет точно нацеливаться на пораженные участки. Во время процедуры игла FSN вводится в подкожный слой, где намеренно останавливается для оптимизации терапевтического эффекта. Затем используется особая техника, известная как покачивающее движение, включающая мягкое колебательное движение иглы для стимуляции тканей и стимулирования терапевтических реакций10. Развитие MTrP связано с теорией энергетического кризиса, которая объясняет, что такие факторы, как хроническая мышечная перегрузка, чрезмерные физические нагрузки, неправильные позы при физической нагрузке, мышечная атрофия и дегенерация могут способствовать возникновению ишемии и гипоксии мышечной ткани. Считается, что дефицит кислорода и энергии в мышечной ткани играет ключевую роль в образовании MTrP15,16. Предыдущие исследования на животных показали, что лечение хронической боли у крыс FSN в некоторой степени улучшает морфологическую структуру и функцию митохондрий в ТМ, подтверждая потенциал терапии FSN для содействия восстановлению поврежденных нервов и мышц17.

Ишиас классифицируется как нейропатическая боль18. Считается, что источник нейропатической боли лежит где-то между моторной концевой пластиной и внешним фиброзным слоем мышцы, вовлекая микрососудистую систему и нейротрансмиттеры на клеточном уровне. Потеря мышечной иннервации и апоптоз иннервированных нервных клеток происходит при повреждении нерва19, что приводит к болевой походке в пораженной конечности. Кроме того, хроническое сдавливание или раздражение нерва может привести к различным изменениям в способе нервных функций, что может еще больше усугубить симптомы ишиаса20. Однако сложность нервной системы затрудняет ее воспроизведение in vitro, что обуславливает необходимость использования животных моделей для таких исследований. При исследовании нейропатических болевых расстройств обычно используются модельные организмы, включающие различные методы прямого повреждения периферических нервов, такие как лигатура седалищного нерва, рассечение или компрессия21,22. Модель хронического повреждения сужения (CCI) у крыс Спрэга-Доули была использована для индуцирования нейропатической боли. Эта модель воспроизводит боль, вызванную повреждением нерва, наблюдаемую у людей при хирургическом сужении периферического нерва, имитируя компрессию или защемление, наблюдаемое при таких состояниях, как синдромы компрессии нервов и периферические невропатии.

В этом исследовании мы оценили обезболивающие эффекты терапии FSN и низкочастотной электротерапии (чрескожный электрический стимулятор нервов, TENS) у крыс с хронической травмой сужения и нейропатической болью. Поскольку анестезия замедляет или блокирует нервные импульсы и влияет на синаптическую передачу и функцию нейронов23, животных нельзя обезболивать при всех процедурах иглоукалывания и покачивающих движениях. Поэтому для уменьшения дискомфорта у крыс требуется соответствующая игольчатая техника. Подробно описаны этапы создания модели ЧМТ крыс, способ лечения крыс комбинированными покачивающимися движениями без анестезии, возможные тесты поведенческих паттернов животных и электрофизиологические исследования.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В октябре 2022 года все процедуры, связанные с животными, были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Мемориальной больницы Чан Бин Шоу Чван, Чанхуа, Тайвань (111031) (рисунок 1).

1. Подготовка животных

  1. Приобретите 48 крыс-самцов породы Спрэг-Доули (SD) (возраст: 8-10 недель, вес: 250-300 г).
  2. Комнатные крысы по отдельности в вентилируемых клетках при температуре 24 ± 2 °C и 12-часовом цикле темноты и света.
  3. Кормите крыс стандартным гранулированным кормом стерильной питьевой водой, готовой к употреблению, и обеспечьте им мягкую подстилку.

2. Группировка животных

  1. Случайным образом разделите 48 крыс SD на шесть групп (n = 8 в каждой группе): фиктивная группа, группа CCI, группа CCI+FSN, группа CCI+TENS, группа только FSN и группа только TENS, как в предыдущем исследовании, проведенном Chan et al.24.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подробная информация о шести группах: (1) Фиктивная группа: без хирургического вмешательства и лечения; (2) Группа ЧМТ: подготовлена к операции без лечения; (3) Группа лечения CCI+FSN: лечение FSN после успешного моделирования CCI; (4) Группа лечения CCI+TENS: лечение TENS после успешного моделирования CCI; (5) Группа только по лечению ФСН: только лечение ФСН без хирургического вмешательства; (6) Группа только по лечению TENS: только лечение TENS без хирургического вмешательства.

3. Создание модели крысы CCI

ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая модель ЧМТ на крысах была модифицирована в соответствии с Беннеттом и Се, проведенной в 1988 г.25.

  1. Убедитесь, что оператор носит хирургическую маску, одноразовую операционную шапочку и стерильные перчатки.
  2. Продезинфицируйте поверхность операционного стола 70% этиловым спиртом. Стерилизуйте инструменты (например, ножницы, щипцы и ретракторы), марлю, скобы и ватные палочки в автоклаве.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Асептические методы используются на протяжении всей хирургической процедуры.
  3. Обезболивайте крыс 4%-ным изофлураном после стандартной подготовки кожи (бритье) и поддерживайте 2%-ным изофлураном (рис. 2A).
    1. Подтвердите надлежащую глубину анестезии, наблюдая за отсутствием реакции после защемления задней лапы и наблюдая за крысами, находящимися под наркозом, на протяжении всей процедуры.
    2. Нанесите достаточное количество ветеринарной офтальмологической мази на глаза для защиты от пересыхания.
  4. Поместите крысу в положение лежа на операционном столе и сбрейте шерсть со стороны правой задней лапы, затем трижды продезинфицируйте кожу раствором повидон-йода и 75% этанолом. Обеспечьте тепловую поддержку на протяжении всей процедуры и используйте стерильные простыни, чтобы прикрыть место операции.
    1. Сделайте параллельный надрез на коже на 3-4 мм ниже бедренной кости примерно на 20-50 мм.
    2. Уделите первоочередное внимание выявлению положения большой ягодичной мышцы и двуглавой мышцы бедра. Отделите подкожно-жировую клетчатку и поверхностную фасцию слой за слоем с помощью хирургических ножниц, разрезая окружающую соединительную ткань, чтобы обнажить мышцу (рис. 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы различить подкожно-жировые и поверхностные слои фасции, обратите внимание на текстуру и цвет. Подкожно-жировой слой должен казаться мягким и податливым, с желтоватым или беловатым оттенком. Поверхностная фасция представляет собой тонкий волокнистый слой, расположенный непосредственно под подкожно-жировой клетчаткой. Дифференцируйте слои, осторожно пальпируя или прощупывая тупым инструментом, отмечая, что подкожно-жировая клетчатка оказывает большее сопротивление давлению по сравнению с поверхностной фасцией.
  5. С помощью тупых ножниц разрежьте соединительную ткань между поверхностной ягодичной мышцей и двуглавой мышцей бедра.
    1. Увеличьте зазор между этими двумя мышцами с помощью ретрактора, чтобы обнажить седалищный нерв (рис. 2C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы визуально определить седалищный нерв у крысы, сосредоточьтесь на области бедра. Найдите среднюю точку области бедра, чтобы визуализировать седалищный нерв. Как правило, нерв проходит вдоль задней поверхности бедра, начиная от области бедер и доходя до колена.
    2. Не изменяя морфологию нерва, пронзите седалищный нерв микроиглой через хороший источник света. Дважды перевязать седалищный нерв с помощью хромических кишечных лигатур 3-0, расположив точки лигатуры на расстоянии примерно 1 мм друг от друга между двумя швами.
    3. Начиная со свободной петли для каждой лигатуры, возьмитесь за концы лигатуры близко к петле и затяните до тех пор, пока петля не будет плотно прилегать, следя за тем, чтобы лигатура не соскальзывала вдоль нерва. Стоп при незначительном подергивании конечности наблюдается во время перевязки (рисунок 2D).
  6. Закрывайте мышцы и кожу слой за слоем 4-0 линиями шва. Наконец, продезинфицируйте рану йодом (рисунок 2Е).
  7. Внимательно следите за жизненными показателями крыс во время анестезии и помещайте их в индивидуальные клетки для восстановления, пока они не придут в себя, прежде чем помещать их обратно в клетки. Застелите клетки плоской бумажной подстилкой, чтобы предотвратить удушье у животных, находящихся без сознания. Кратковременное подергивание в послеоперационной конечности свидетельствует об успешной операции (рис. 2F).
  8. Проведите тест на гиперчувствительность к боли несколько раз до ЧМТ (исходный уровень) и в разные моменты времени после ЧМТ.
  9. Наблюдайте за спонтанной болью и изменениями в поведении на 1, 3, 5 и 7 день после построения модели.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за походкой и осанкой правой задней конечности, а также за наличием облизывания и покусывания конечности.
    1. Выявить наличие нейропатической боли, чтобы определить успешное установление модели и исключить неудачных крыс.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Оцените успешность модели, наблюдая за такими признаками, как слабость при ходьбе нижних конечностей, скрепление пальцев правой конечности с легкой вальгусной деформацией, частое свисание и нежелание приземляться. Понаблюдайте за крысой, которая стоит, левая задняя конечность поддерживает вес, в то время как правая задняя конечность приподнята и прижата к животу.

4. Администрирование манипуляций FSN

  1. Зафиксируйте крысу из группы лечения FSN (включая CCI+FSN и только группу FSN) в удерживающем устройстве для грызунов так, чтобы пораженная конечность была открыта сбоку. Обеспечьте тепловую поддержку на протяжении всей процедуры. Обеим группам проводили лечение одноразовыми иглами FSN (рис. 3А).
  2. Без анестезии вытягивайте задние конечности крысы постепенно и медленно, пока они не будут напряженно растянуты (рис. 3B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Голова крысы покрыта хирургической простыней, чтобы животное оставалось спокойным и стабильным. Не перевытягивайте ногу, чтобы не нанести травму крысе. Внимательно наблюдайте за реакцией крысы на предмет каких-либо признаков дистресса или дискомфорта. Если крыса проявляет признаки боли или дискомфорта, прекратите разгибание и сделайте перерыв, прежде чем повторить попытку.
  3. Снимите защитную оболочку иглы FSN.
    1. Введите кончик иглы FSN по направлению к TMs (мышцам с MTrP), примерно близко к большой ягодичной мышце, расположенной в нижней части спины и сзади.
  4. Поместите иглу FSN плашмя и введите в кожу под углом примерно 15°.
    1. Осторожно и быстро протолкните его через кожу в подкожное пространство, чтобы предотвратить стресс у крысы, пока он полностью не будет введен. Убедитесь, что игла введена достаточно, чтобы мягкая трубка полностью погрузилась под кожу.
    2. При надавливании вперед слегка приподнимите кончик иглы, чтобы посмотреть, движется ли выпуклость кожи вдоль кончика иглы (Рисунок 3C).
  5. Выполняйте покачивающее движение, плавно и мягко обмахивая кончик иглы FSN большим пальцем в качестве точки опоры, удерживая указательный, средний и безымянный пальцы на одной линии.
    1. Держите иглу FSN между средним и большим пальцами в положении лицом к лицу и чередуйте движения вперед и назад указательным и безымянным пальцами.
    2. Установите частоту 100 ударов в минуту и выполняйте операцию примерно 1 минуту (рис. 3D).
  6. После завершения манипуляции быстро извлеките иглу ФСН.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Операция проводилась каждые 2 дня в общей сложности четыре сеанса (дни 1, 3, 5 и 7 после создания модели CCI). Одноразовые иглы FSN необходимо использовать один раз. Многократное использование притупит иглу и вызовет усиление боли у крыс.

5. Проведение манипуляций TENS

  1. Зафиксируйте крысу группы лечения TENS (включая CCI+TENS и только группу TENS) в удерживающем устройстве для грызунов так, чтобы пораженная конечность была открыта сбоку. Обеспечьте тепловую поддержку на протяжении всей процедуры. Перед обработкой убедитесь, что шерсть выбрита.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Электроды были обрезаны до 45 мм (длина) и 5 мм (ширина) (Рисунок 4А).
  2. Выберите точку Цзусанли (ST36) и точку Саньиньцзяо (SP6) в качестве местоположений для TENS. Это основано на теории лечения нейропатической боли26,27.
    1. Найдите точку Зусанли (ST36) примерно на 5 мм латеральнее переднего бугорка большеберцовой кости между большеберцовой и малоберцовой костями чуть ниже колена28.
    2. Найдите точку Саньиньцзяо (SP6) на задней границе большеберцовой кости, на расстоянии 3 мм проксимальнее медиальной лодыжки28.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обе эти две акупунктурные точки определяются путем ручного осмотра, как описано Стуксом и Померанцем и в атласе акупунктурыдля животных 28,29 (рис. 4B).
  3. Проводите низкочастотную электрическую стимуляцию (непрерывная синусоида 2 Гц, 3 мА) в течение 10 мин с помощью аппарата TENS с электродом, наложенным на ногу вокруг нерва. Накройте голову крысиной головы хирургической простыней, чтобы она оставалась спокойной и устойчивой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура выполняется каждые 2 дня в общей сложности четыре сеанса (дни 1, 3, 5 и 7 после создания модели CCI).

6. Физиологические измерения при проведении поведенческого теста на животных

ПРИМЕЧАНИЕ: Индекс седалищной функции (SFI)30 является широко используемым индексом исследователей, изучающих патологию и потенциальное лечение повреждений нервов, определяемым путем сравнения геометрии пораженной задней лапы у травмированных крыс с геометрией контралатеральной лапы и сравнения ее с противоположной лапой.

  1. Спроектируйте проходы для крыс с помощью прозрачного оргстекла и наклонных зеркал, чтобы запечатлеть следы и ориентацию тела крыс во время прогулки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дорожка представляет собой платформу длиной 10 см, шириной 50 см и высотой 15 см с подкладкой из белой бумаги внизу (Рисунок 5A).
  2. Аккуратно и свободно поместите крыс в коробку и дайте им акклиматизироваться в новой среде не менее 5 минут перед записью.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Особое внимание уделяется минимизации ненужного стресса для животного, чтобы избежать его возможного влияния на напряжение постуральных мышц.
  3. Обмакните лапы крысы в красные чернила и позвольте крысе пройтись по полосе дорожки, оставляя следы на подложке. Записывайте не менее 2 секунд непрерывной ходьбы для каждого теста. Заставьте крысу пройтись не менее 3 раз в одном направлении (рисунок 5B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нанесите быстросохнущие, нетоксичные, водорастворимые красные чернила на обе задние лапы, чтобы следы задних лап были хорошо видны.
  4. В конце эксперимента высушите дорожки, чтобы измерить параметры. Измерьте их следы линейкой и округлите с точностью до 0,5 мм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Из нескольких следов были выбраны три четких следа от каждой крысы, и были измерены три различных параметра. Факторы, влияющие на SFI, включают длину печати (PL), разброс пальцев (TS) и промежуточный разброс пальцев (ITS).
    Значения SFI рассчитываются по следующей формуле31:
    figure-protocol-1
    (EPL, экспериментальная длина печати; NPL, нормальная длина печати; ETS, экспериментальное разведение пальцев ног; NTS, нормальное разведение пальцев ног; EIT, экспериментальное промежуточное разведение пальцев ног; NIT, промежуточный разброс пальцев ног.)
    SFI = 0 и - 100 указывает на нормальную и полную дисфункцию. Крысам, которые волочили пальцы ног, произвольно присваивалось значение -100. Для нормальной неврологической функции SFI колеблется около 0, в то время как около -100 SFI представляет собой полную дисфункцию32.

7. Нейрофизиологическая оценка методом электрофизиологического измерения33

ПРИМЕЧАНИЕ: Электромиография использовалась для регистрации электрофизиологической активности в этом исследовании. Сложный мышечный потенциал действия (CMAP) обусловлен активацией мышечных волокон в мышце-мишени, снабжаемой нервом. Исследованы амплитуда и задержка CMAP. Амплитуда CMAP измеряется от базового уровня до отрицательного пика. Латентность CMAP определяется путем измерения времени между применением стимула и возникновением потенциала сложного действия, на которое влияет расстояние между местом стимуляции и сайтом записи. Электрофизиология обеспечивает объективную оценку функции периферических нервов у крыс.

  1. Вводят Золетил 50 (40 мг/кг, в/) для обезболивания крыс. Подготовьте кожу по стандартным протоколам (бритье).
  2. Поместите одноразовые клейкие поверхностные электроды (наружный диаметр 20 мм) на специально отведенные места. Закрепите регистрирующие электроды на боковой и дорсальной поверхностях икроножной мышцы (рис. 6А).
  3. Примените электростимуляцию (интенсивность 1,2 мА) к правому проксимальному стволу седалищного нерва. Запишите сложный мышечный потенциал действия (CMAP) на животе икроножной мышцы (рис. 6B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны при установке электродов, чтобы избежать попадания мышечной ткани.
  4. Запишите эффект трех повторных измерений для каждой крысы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: CMAP выражается как среднее значение ± SD каждой группы. Сигнал усиливался усилителем, фильтровался (0,3-3 кГц). После интегрирования (постоянная времени = 0,05 с) на вход поступают как исходный, так и интегрированный сигналы. Затем исходный сигнал и интегрированный сигнал оцифровываются в системе PowerLab и сохраняются на жестком диске компьютера.
  5. После завершения электрофизиологических процедур переместите крысу в другую клетку и наблюдайте за ней до тех пор, пока она не придет в сознание настолько, чтобы сохранить положение грудины. Как только крыса полностью оправится от анестетика, перенесите ее обратно в прежнюю клетку.

8. Статистика:

  1. Оцените различия в SFI и CMAP между группами с помощью дисперсионного анализа повторных измерений (ANOVA).
  2. Количественная оценка данных с помощью ассистентов, которые слепы к условиям эксперимента. Выразите данные в виде среднего значения ± стандартного отклонения.
  3. При необходимости сравните данные, используя двусторонний парный и непарный t-критерий Стьюдента. Устанавливают статистическую значимость в виде p < 0,05.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Следы и определение SFI
Мы рассмотрели развитие SFI только в группах CCI+FSN и CCI+TENS (рис. 7). После 4 сеансов лечения FSN и TENS на 7-й день операции по удалению ЧМТ показатели SFI в группах CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) и CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) значительно улучшились по сравнению с группой, получавшей только ЧМТ (-87,40 ± 14,22). Улучшение было значительным в группе CCI+FSN по сравнению с группой CCI+TENS (рис. 7A).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании наблюдалось влияние лечения ФСН на нейропатическую боль в моделях ЧМТ крыс. В данном исследовании представлен протокол СФИ и электрофизиологического тестирования для оценки терапевтических эффектов после лечения ФСН или ТЭНС. Кроме того, он иллюстрирует, как оценить функциональное восстановление поврежденного нерва с помощью неинвазивных поведенческих тестов и физиологических измерений. Результаты показали, что лечение ФСН после боли в седалищном нерве, индуцированной ЧМТ, показало значительно лучшее ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих конфликтов интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грантом от центра животных Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Чанхуа, Тайвань. Авторы хотели бы поблагодарить Show Chwan Memorial Hospital IRCAD TAIWAN за их неоценимую поддержку и помощь на протяжении всего этого исследовательского проекта.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
ЩипцыWorld Precision Instruments14098
Fu' с подкожным иглоукалываниемNanjing Paifu Medical Science and Technology Co. Иглы FSN предназначены для одноразового использования. Игла FSN состоит из трех частей: прочного стального сердечника иглы (внизу), мягкой обсадной трубы (посередине) и защитной оболочки (вверху).
Электромиография Medelec SynergyOxford Instrument Medical Ltd.034W003 Электромиограмма (ЭМГ) используется для помощи в диагностике и лечении таких расстройств, как невропатии. Содержит портативную двухканальную систему электромиографии/скорости нервной проводимости.
Физиологический раствор (0,9%) 20 млTaiwan Biotech Co., Ltd.4711916010323Лот: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 VIOLET 30" CV-25UNITED STATES SURGICAL, ПОДРАЗДЕЛЕНИЕ TYCO HEALTHCGL-181
RetractorCOOPERSURGICAL, INC.(США)3311-8G
RompunElanco Animal Health Korea Co. Ltd.27668
НОЖНИЦЫ CVD 90 ммBBRUANXG-lbb-BC101R
Чрескожная электрическая стимуляция нервовWell-Life Healthcare Co.Номер модели 2205AЦифровое устройство, которое предлагает ЧЭНС. Поставляется в комплекте с проводами для пациента, самоклеящимися электродами, 3 батарейками типа ААА и инструкциями в мягкой сумке для переноски. Время включения интервала 1– 30 с. Интервал ВЫКЛ Время 1– 30 с.
Золетил ВИРРБАК8V8HA

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. van Hecke, O., Austin, S. K., Khan, R. A., Smith, B. H., Torrance, N. Neuropathic pain in the general population: a systematic review of epidemiological studies. Pain. 155 (4), 654-662 (2014).
  2. Younes, M., et al. Prevalence and risk factors of disk-related sciatica in an urban population in Tunisia. Joint Bone Spine. 73 (5), 538-542 (2006).
  3. Woolf, C. J., Mannion, R. J. Neuropathic pain: aetiology, symptoms, mechanisms, and management. Lancet. 353 (9168), 1959-1964 (1999).
  4. Baron, R., et al. Neuropathic low back pain in clinical practice. European Journal of Pain. 20 (6), 861-873 (2016).
  5. Ma, X., et al. Potential mechanisms of acupuncture for neuropathic pain based on somatosensory system. Frontiers in Neuroscience. 16, 940343(2022).
  6. Jang, J. H., et al. Acupuncture alleviates chronic pain and comorbid conditions in a mouse model of neuropathic pain: the involvement of DNA methylation in the prefrontal cortex. Pain. 162 (2), 514-530 (2021).
  7. He, K., et al. Effects of acupuncture on neuropathic pain induced by spinal cord injury: A systematic review and meta-analysis. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 6297484(2022).
  8. Fu, Z., Lu, D. Fu's Subcutaneous Needling: A Novel Therapeutic Proposal. Acupuncture - Resolving Old Controversies and Pointing New Pathways. IntechOpen. , (2019).
  9. Fu, Z. H. The Foundation of Fu's Subcutaneous Needling. , People's Medical Publishing House, Co, Ltd. China. (2016).
  10. Fu, Z. H., Chou, L. W. Fu's Subcutaneous Needling, Trigger Point Dry Needling: An Evidence and Clinical-Based Approach. 2nd Edition. , Elsevier Health Sciences. Chapter 16 255-274 (2018).
  11. Fu, Z., Shepher, R. Fu's Subcutaneous Needling, a Modern Style of Ancient Acupuncture? Acupuncture in Modern Medicine. IntechOpen. , (2013).
  12. Chiu, P. E., et al. Efficacy of Fu's subcutaneous needling in treating soft tissue pain of knee osteoarthritis: A randomized clinical trial. Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 7184(2022).
  13. Huang, C. H., Lin, C. Y., Sun, M. F., Fu, Z., Chou, L. W. Efficacy of Fu's Subcutaneous Needling on Myofascial Trigger Points for Lateral Epicondylalgia: A randomized control trial. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 5951327(2022).
  14. Huang, C. H. Rapid improvement in neck disability, mobility, and sleep quality with chronic neck pain treated by Fu's subcutaneous needling: A randomized control study. Pain Research and Management. 2022, 7592873(2022).
  15. Chou, L. W., Hsieh, Y. L., Kuan, T. S., Hong, C. Z. Needling therapy for myofascial pain: recommended technique with multiple rapid needle insertion. Biomedicine (Taipei). 4 (2), 13(2014).
  16. Ye, L., et al. Depression of mitochondrial function in the rat skeletal muscle model of myofascial pain syndrome is through down-regulation of the AMPK-PGC-1α-SIRT3 axis. Journal of Pain Research. 13, 1747-1756 (2020).
  17. Li, Y., et al. Effects of Fu's subcutaneous needling on mitochondrial structure and function in rats with sciatica. Molecular Pain. 18, 17448069221108717(2022).
  18. Perreault, T., Fernández-de-Las-Peñas, C., Cummings, M., Gendron, B. C. Needling interventions for sciatica: Choosing methods based on neuropathic pain mechanisms-A scoping review. Journal of Clinical Medicine. 10 (10), 2189(2021).
  19. Weller, J. L., Comeau, D., Otis, J. A. D. Myofascial pain. Seminars in Neurology. 38 (6), 640-643 (2018).
  20. Grøvle, L., et al. The bothersomeness of sciatica: patients' self-report of paresthesia, weakness and leg pain. European Spine Journal. 19 (2), 263-269 (2010).
  21. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundament Clinical Pharmacology. 25 (1), 1-28 (2011).
  22. Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. Journal of Neuroscience Research. 95 (6), 1242-1256 (2017).
  23. McCann, M. E., Soriano, S. G. Does general anesthesia affect neurodevelopment in infants and children. British Medical Journal. 367, 6459(2019).
  24. Chan, K. Y., et al. Ameliorative potential of hot compress on sciatic nerve pain in chronic constriction injury-induced rat model. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 14, 859278(2022).
  25. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  26. Somers, D. L., Clemente, F. R. Transcutaneous electrical nerve stimulation for the management of neuropathic pain: The effects of frequency and electrode position on prevention of allodynia in a rat model of complex regional pain syndrome type II. Physical Therapy. 86 (5), 698-709 (2006).
  27. Xing, G., Liu, F., Wan, Y., Yao, L., Han, J. Electroacupuncture of 2 Hz induces long-term depression of synaptic transmission in the spinal dorsal horn in rats with neuropathic pain. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 35 (5), 453-457 (2003).
  28. Schone, A. M. Veterinary Acupuncture: Ancient Art to Modern Medicine. , American Veterinary Publication. (1999).
  29. Stux, G., Pomeranz, B. Acupuncture: Textbook and Atlas. , Springer-Verlag. Berlin. (1987).
  30. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  31. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  32. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  33. Wild, B. M., et al. In vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56102(2018).
  34. Wong, J. Y., Rapson, L. M. Acupuncture in the management of pain of musculoskeletal and neurologic origin. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 10 (3), 531-545 (1999).
  35. Qin, Z., Liu, X., Yao, Q., Zhai, Y., Liu, Z. Acupuncture for treating sciatica: A systematic review protocol. BMJ Open. 5 (4), 007498(2015).
  36. Zhi, M. J., et al. Application of the chronic constriction injury of the partial sciatic nerve model to assess acupuncture analgesia. Journal of Pain Research. 10, 2271-2280 (2017).
  37. Fu, Z. H., Xu, J. G. A brief introduction to Fu's subcutaneous needling. Pain Clinic. 17, 343-348 (2005).
  38. Peng, J., et al. The effect of Fu's subcutaneous needling combined with reperfusion approach on surface electromyography signals in patients with cervical spondylosis and neck pain: A clinical trial protocol. Biomed Research International. 2022, 1761434(2022).
  39. Fu, Z. H., Wang, J. H., Sun, J. H., Chen, X. Y., Xu, J. G. Fu's subcutaneous needling: possible clinical evidence of the subcutaneous connective tissue in acupuncture. Journal Alternative and Complementary Medicine. 13 (1), 47-51 (2007).
  40. Harrison, T. M., Churgin, S. M. Acupuncture and traditional Chinese veterinary medicine in zoological and exotic animal medicine: A review and introduction of methods. Veterinary Science. 9 (2), 74(2022).
  41. Gollub, R. L., Hui, K. K., Stefano, G. B. Acupuncture: pain management coupled to immune stimulation. Zhongguo Yao Li Xue Bao. 20 (9), 769-777 (1999).
  42. Simons, D. G., Travell, J., Simons, L. E. Myofascial Pain and Dysfunction: The Trigger Point Manual. 2nd ed. , Williams and Wilkins. Baltimore, MD. (1999).
  43. Gerwin, R. D., Dommerholt, J., Shah, J. P. An expansion of Simons' integrated hypothesis of trigger point formation. Current Pain and Headache Reports. 8 (6), 468-475 (2004).
  44. Hong, C. Z., Simons, D. G. Pathophysiologic and electrophysiologic mechanisms of myofascial trigger points. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 79 (7), 863-872 (1998).
  45. Fu, Z., et al. Remote subcutaneous needling to suppress the irritability of myofascial trigger spots: an experimental study in rabbits. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2012, 353916(2012).
  46. Hsieh, Y. L., Yang, C. C., Liu, S. Y., Chou, L. W., Hong, C. Z. Remote dose-dependent effects of dry needling at distant myofascial trigger spots of rabbit skeletal muscles on reduction of substance P levels of proximal muscle and spinal cords. Biomed Research International. 2014, 982121(2014).
  47. Ma, K., et al. Peripheral nerve adjustment for postherpetic neuralgia: a randomized, controlled clinical study. Pain Medicine. 14 (12), 1944-1953 (2013).
  48. Gao, Y., Sun, J., Fu, Z., Chiu, P. E., Chou, L. W. Treatment of postsurgical trigeminal neuralgia with Fu's subcutaneous needling therapy resulted in prompt complete relief: Two case reports. Medicine. 102 (9), e33126(2023).
  49. Lucas, L. R., Wang, C. J., McCall, T. J., McEwen, B. S. Effects of immobilization stress on neurochemical markers in the motivational system of the male rat. Brain Research. 1155, 108-115 (2007).
  50. Yang, C. H., et al. Effect of electroacupuncture on response to immobilization stress. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 72 (4), 847-855 (2002).
  51. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  52. Cantwell, S. L. Traditional Chinese veterinary medicine: the mechanism and management of acupuncture for chronic pain. Topics in Companion Animal Medicine. 25 (1), 53-58 (2010).
  53. Liebano, R. E., Rakel, B., Vance, C. G. T., Walsh, D. M., Sluka, K. A. An investigation of the development of analgesic tolerance to TENS in humans. Pain. 152 (2), 335-342 (2011).
  54. Khalil, Z., Merhi, M. Effects of aging on neurogenic vasodilator responses evoked by transcutaneous electrical nerve stimulation: relevance to wound healing. The Journals of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 55 (6), B257-B263 (2000).
  55. Sato, K. L., Sanada, L. S., Silva, M. D. D., Okubo, R., Sluka, K. A. Transcutaneous electrical nerve stimulation, acupuncture, and spinal cord stimulation on neuropathic, inflammatory and, non-inflammatory pain in rat models. The Korean Journal of Pain. 33 (2), 121-130 (2020).
  56. Maeda, Y., Lisi, T. L., Vance, C. G., Sluka, K. A. Release of GABA and activation of GABA(A) in the spinal cord mediates the effects of TENS in rats. Brain Research. 1136 (1), 43-50 (2007).
  57. Degrugillier, L., et al. A new model of chronic peripheral nerve compression for basic research and pharmaceutical drug testing. Regenerative Medicine. 16 (10), 931-947 (2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи