Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Неонатальная гетеротопическая модель трансплантации сердца крысы для изучения эндотелиально-мезенхимального перехода

1.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/65426

⸱

21 июля 2023 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Boston Children’s Hospital, Harvard Medical School

В этой статье

Краткое содержание

В этой работе представлена животная модель фиброза, индуцированного эндотелиально-мезенхимальным переходом, наблюдаемого при врожденных пороках сердца, таких как критический аортальный стеноз или синдром гипоплазии левых отделов сердца, что позволяет провести детальную гистологическую оценку тканей, идентифицировать регуляторные сигнальные пути и протестировать варианты лечения.

Аннотация

Эндокардиальный фиброэластоз (ЭФЭ), определяемый накоплением субэндокардиальной ткани, оказывает значительное влияние на развитие левого желудочка (ЛЖ) и не позволяет пациентам с врожденным критическим аортальным стенозом и синдромом гипоплазии левых отделов сердца (СГЛОС) проводить анатомическую бивентрикулярную хирургическую операцию. Хирургическая резекция в настоящее время является единственным доступным терапевтическим вариантом, но ЭФЭ часто рецидивирует, иногда с еще более инфильтративным характером роста в соседний миокард.

Для лучшего понимания механизмов, лежащих в основе ЭФЭ, и изучения терапевтических стратегий, была разработана модель на животных, пригодная для доклинических испытаний. Животная модель учитывает, что ЭФЭ является заболеванием незрелого сердца и связано с нарушениями кровотока, что подтверждается клиническими наблюдениями. Таким образом, гетеротопическая трансплантация сердца неонатальных донорских сердец крыс является основой для данной модели.

Неонатальное сердце крысы трансплантируется в брюшную полость крысы-подростка и соединяется с инфраренальной аортой реципиента и нижней полой веной. В то время как перфузия коронарных артерий сохраняет жизнеспособность донорского сердца, застой потока в ЛЖ индуцирует рост EFE в очень незрелом сердце. Основным механизмом образования ЭФЭ является переход эндотелиальных клеток эндокарда в мезенхимальные клетки (EndMT), что является хорошо описанным механизмом раннего эмбрионального развития клапанов и перегородок, а также ведущей причиной фиброза при сердечной недостаточности. Образование ЭФЭ можно макроскопически наблюдать в течение нескольких дней после трансплантации. Трансабдоминальная эхокардиография используется для контроля жизнеспособности, сократительной способности и проходимости анастомозов трансплантата. После эвтаназии забор ткани EFE, которая демонстрирует те же гистопатологические характеристики, что и ткань EFE человека у пациентов с HLHS.

Эта модель in vivo позволяет изучать механизмы развития ЭФЭ в сердце и тестировать варианты лечения для предотвращения этого патологического тканевого образования, а также дает возможность для более обобщенного исследования фиброза, индуцированного EndMT.

Введение

Эндокардиальный фиброэластоз (ЭФЭ), определяемый накоплением коллагеновых и эластических волокон в субэндокардиальной ткани, проявляется в виде перламутрового или непрозрачного утолщенного эндокарда; ЭФЭ наиболее активно развивается во внутриутробном периоде и в раннем младенчестве1. В аутопсийном исследовании 70% случаев с синдромом гипоплазии левых отделов сердца (СГЛОС) были связаны с наличием EFE2.

Клетки, экспрессирующие маркеры фибробластов, являются основной клеточной популяцией в EFE, но эти клетки также одновременно экспрессируют эндотелиальные маркеры эндокарда, что является признаком происхождения этих EFE-клеток. Наша группа ранее установила, что основной механизм образования EFE включает фенотипическое изменение эндотелиальных клеток эндокарда в фибробласты через эндотелиально-мезенхимальный переход (EndMT)3. EndMT может быть обнаружен с помощью иммуногистохимического двойного окрашивания для эндотелиальных маркеров, таких как кластер дифференцировки (CD) 31 или эндотелиальный (VE)-кадгерин (CD144) и маркеры фибробластов (например, альфа-гладкомышечный актин, α-SMA). Кроме того, ранее мы также установили регуляторную роль пути TGF-ß в этом процессе с активацией транскрипционных факторов SLUG, SNAIL и TWIST3.

EndMT — это физиологический процесс, который происходит во время эмбрионального развития сердца и приводит к образованию перегородок и клапанов из эндокардиальных подушек4, но он также вызывает фиброз органов при сердечной недостаточности, фиброзе почек или раке и играет ключевую роль в атеросклерозе сосудов 5,6,7,8. EndMT при фиброзе сердца в основном регулируется через TGF-β путь, о чем мы и другие сообщали 3,9. Были описаны различные стимулы, индуцирующие EndMT: воспаление 10, гипоксия 11, механические изменения 12 и нарушения кровотока, включая изменения внутриполостного кровотока 13, и EndMT также может быть следствием генетического заболевания 14.

Эта животная модель была разработана с использованием ключевых компонентов развития сердечного ЭФЭ, которыми являются незрелость и изменения внутриполостного кровотока, в частности, застой кровотока. Незрелость была восполнена за счет использования сердец новорожденных крыс в качестве доноров, поскольку известно, что неонатальные крысы являются незрелыми в развитии сразу после рождения. Гетеротопическая трансплантация сердца обеспечивала ограничение внутриполостного кровотока15.

С клинической точки зрения эта животная модель позволяет лучше изучить влияние ЭндМТ на растущий левый желудочек (ЛЖ). Задержка роста, налагаемая на сердце плода и новорожденного путем индуцированного EndMT формирования EFE16, не позволяет пациентам с обструкцией выводящих путей левого желудочка (LVOTO), такими как врожденный критический аортальный стеноз и синдром гипоплазии левых отделов сердца (СГЛО), лечить анатомическую бивентрикулярную хирургическую операцию17. Эта животная модель облегчает изучение клеточных механизмов и регуляции формирования тканей с помощью EndMT и позволяет тестировать варианты фармакологического лечения 3,18.

Трансабдоминальная эхокардиография используется для контроля жизнеспособности, сократительной способности и проходимости анастомозов трансплантата. После эвтаназии образование ЭФЭ можно макроскопически наблюдать в течение 3 дней после трансплантации. Ткань EFE демонстрирует те же гистопатологические характеристики, что и ткань EFE человека у пациентов с LVOTO.

Таким образом, эта животная модель, хотя и разработанная для педиатрического использования в спектре HLHS, может быть применена при изучении различных заболеваний на основе молекулярного механизма EndMT.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры на животных проводились в соответствии с Национальным исследовательским советом. 2011. Руководство по уходу и использованию лабораторных животных: восьмое издание. Протоколы содержания животных были рассмотрены и одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию в Бостонской детской больнице.

Перед операцией все хирургические инструменты проходят автоклавирование паром, а модифицированный буфер Кребса-Хенселейта с конечной концентрацией 22 ммоль/л KCl готовят в виде кардиоплегического раствора (табл. 1). Раствор стерилизуют фильтром и хранят при температуре 4 °С в течение ночи. Хирургический микроскоп (12,5x) необходим для процедуры гетеротопической трансплантации сердца новорожденной крысы.

1. Подготовка и анестезия

  1. Используйте самцов/самок крыс Льюиса весом около 150 г (в возрасте 5-6 недель) в качестве реципиентов.
  2. Для начала щедро побрейте живот крысы бритвой.
  3. Поместите крысу в изофлурановую камеру и включите поток кислорода со скоростью 2 л/мин с 2% изофлураном до тех пор, пока животное не получит надлежащие седативные препараты, но все еще будет самопроизвольно дышать. Вводят 45 мг/кг кетамина и 5 мг/кг ксилазина внутрибрюшинно (ВП), а также 300 ЕД/кг гепарина. Подтвердите надлежащую анестезию с помощью теста на защемление пальца ноги.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тщательно контролируйте спонтанное дыхание и частоту сердечных сокращений путем пальпации грудной клетки, чтобы обеспечить стабильный гемодинамический статус на протяжении всего процесса.
  4. Для интубации поместите крысу на наклонную полку (рис. 1), зафиксируйте передние зубы веревкой и положите голову лицом к хирургу.
  5. Поместите свет с внешней стороны шеи на область голосовых связок, захватите язык двумя пальцами и слегка надавите на него вверх и влево, чтобы обеспечить оптимальный обзор для интубации. Используйте канюлю 18 г, 2 г для крысы весом 100-150 г. Закрепите внутритрахеальную трубку скотчем.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для интубации рекомендуются хирургические лупы с 3,5-кратным увеличением.
  6. Подключите интубационную канюлю к аппарату искусственной вентиляции легких для мелких животных и отрегулируйте настройки в соответствии с инструкциями производителя в зависимости от размера животного.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте следующие настройки для крысы весом 150 г: режим громкости; частота дыхания, 55/мин; дыхательный объем, 1,3 мл 50 % соотношение I/E, но при необходимости его можно соответствующим образом отрегулировать. Обеспечьте правильное двустороннее и равномерное движение грудной клетки и непрерывно вводите изофлуран в дозе 0,5–2% через аппарат искусственной вентиляции легких.
  7. Положите крысу на грелку (для поддержания нормальной температуры тела) в лежачем положении хвостом к хирургу. Трижды простерилизуйте брюшную полость раствором бетадина и 70% этиловым спиртом попеременно. Введите глазную смазку и накройте крысу стерильной хирургической простыней, оставив брюшную полость открытой.

2. Хирургическая подготовка и гетеротопическая трансплантация неонатального донорского сердца крысе-реципиенту

  1. Выполните срединную лапаротомию с использованием скальпеля с 15 лезвиями для разреза кожи и используйте ножницы, чтобы вскрыть переднюю брюшную стенку, с последующим тупым обнажением забрюшинной брюшной аорты и нижней полой вены (IVC) с помощью аппликаторов с ватным наконечником.
  2. Мобилизуйте кишечник (включая нисходящую ободочную кишку) и поместите его в правый верхний квадрант. Накройте кишечник теплой марлей, пропитанной физиологическим раствором. Используйте ретракторы, чтобы обеспечить оптимальную экспозицию НПВ и брюшной аорты.
  3. Выполняют тупое рассечение инфраренальной НПВ и брюшной аорты вверх по направлению к бифуркации. Перевязать все инфраренальные ветвящиеся артерии и вены (например, нижнюю брыжеечную артерию и артерии лимфатических узлов) нейлоновым швом 10-0.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Существует большая вариативность анатомии этих боковых ветвей. Визуально контролируйте пульс и частоту сердечных сокращений аорты, когда другие методы гемодинамического мониторинга недоступны. Каждые 15 минут оценивайте надлежащую глубину анестезии с помощью теста на защемление пальца ноги. Отрегулируйте концентрацию изофлурана соответствующим образом.
  4. После того, как донорское сердце будет извлечено у неонатальной крысы, доставьте вырезанное сердце в стерильных условиях в хирургический бассейн, содержащий буфер Кребса-Хенселейта, в операционное поле. Периодически орошать донорское сердце ледяным кардиоплегическим раствором.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При наличии второго хирурга сердце должно быть подготовлено одновременно, так как второй хирург сокращает общее время анестезии животного-реципиента и время ишемии донорского сердца. Если второй хирург недоступен, покройте живот реципиента теплым физиологическим раствором и наблюдайте за животным во время процедуры забора.
  5. Наложите четыре небольших атравматических сосудистых зажима на дистальный и проксимальный сегменты инфраренальной аорты и НПВК. При необходимости временно окклюзировать неблагоприятный почечный сосуд шелковым швом 7-0 и снять шов после процедуры. Наложите нейлоновый шов 10-0 вертикально на переднюю стенку аорты, чтобы облегчить аортотомию. Выполняют микроножницами аортотомию с двумя небольшими горизонтальными разрезами (клиновидными), слегка подтягивая шов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для удаления тромбов рекомендуется промывание просвета аорты гепаринизированным физиологическим раствором.
  6. Поместите донорское сердце на левую (с точки зрения животного) сторону аорты и закрепите инфраренальную аорту реципиента и восходящую аорту донора встык в положениях «12 часов» и «6 часов» аортотомии с помощью швов. Продолжайте накладывать третий и четвертый швы в положениях «3 часа» и «9 часов», осторожно переворачивая сердце на правую сторону аорты после наложения третьего шва. Завершите артериальный анастомоз, наложив один-два шва на каждое промежутк.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следует соблюдать осторожность, чтобы избежать прикосновения щипцами к восходящей аорте донора или брюшной аорте реципиента при создании анастомоза, чтобы избежать повреждения тканей.
  7. Поверните крысу против часовой стрелки так, чтобы голова была обращена к левой руке хирурга. Переместите донорскую аорту в левую сторону брюшной аорты, чтобы обеспечить оптимальный обзор НПВК.
  8. Выполните венотомию на НПВ, немного проксимальнее аортального анастомоза, используя лезвие 11 для прокола и микроножницы для адекватной регулировки размера в соответствии с диаметром легочного ствола донора. Снова промойте внутрикавальный просвет гепаринизированным физиологическим раствором.
  9. Начните с венозного анастомоза между НПВ реципиента и легочным стволом донора, что лучше всего достигается путем наложения прерывистых нейлоновых швов 11-0 на заднюю стенку сосуда, начиная с положений «12 часов» и «6 часов» (связанных с НПВ), а затем наложите непрерывный нейлоновый шов 11-0 на переднюю стенку (от положения «6 часов» к положению «12 часов»).
  10. Накройте анастомозы небольшими полосками рассасывающейся желатиновой губки и снимите микрососудистые зажимы, начиная дистально. Используйте аппликатор с ватным наконечником, чтобы слегка сжать губки для достижения оптимального гемостаза.
  11. Понаблюдайте за наполнением коронарных сосудов трансплантата в момент освобождения дистальных микрососудистых зажимов, и убедитесь, что донорское сердце начинает биться сразу после освобождения проксимального зажима.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Жизнеспособность трансплантата может быть оценена от 0 до 4 во время операции в соответствии с модифицированным Стэнфордским баллом19 для подтверждения адекватной функции трансплантата.
  12. Поместите кишечник обратно в брюшную полость, следя за тем, чтобы не деформировать артериальный и венозный анастомоз.
  13. Мелоксикам (1 мг/кг) и этика XR (0,65 мг/кг) вводят подкожно, пока животное находится под полным наркозом, чтобы убедиться в послеоперационной анальгезии. Затем закройте брюшную стенку непрерывным рассасывающимся швом 5-0, а затем закройте кожу рассасывающимся швом с викрилом 6-0 внутрикожно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендации по распространенным неисправностям и устранению неполадок представлены в таблице 2.

3. Забор сердца неонатального донора

  1. Поместите крысу-донора новорожденного в камеру, инсуффляцию изофлураном (2%) для седации. Вводят кетамин (75 мг/кг) и ксилазин (5 мг/кг), а также гепарин (300 ЕД/кг) внутрибрюшинно.
  2. Подтвердите глубину анестезии, ущипнув пальцы ног, и уложите крысу в положение лежа на спине хвостом к себе. Стерилизовать всю грудную клетку и брюшную стенку бетадином и 70% этанолом поочередно три раза. Накройте крысу стерильной хирургической простыней.
  3. Используя 12,5-кратный хирургический микроскоп, удалите всю переднюю грудную стенку, начав с горизонтального разреза скальпелем с 15 лезвиями в ксифозе с последующими вертикальными разрезами ножницами латерально до подмышечных впадин с обеих сторон. Затем переднюю грудную стенку можно удалить, сделав еще один горизонтальный разрез прямо под шеей.
  4. Рассекают ножницами НПВК, правую и левую верхнюю полую вену и легочные сосуды, а затем окружают и перевязывают все сосуды шелковым швом 7-0. Введите 3 мл ледяного модифицированного раствора Кребса-Хенселейта с высоким содержанием калия в правое предсердие, проколов НПВ иглой 30 G и слегка надавливая щипцами на диафрагму.
  5. Разрежьте ножницами IVC, SVC, легочные сосуды и аорту. Пересеките легочные артерии как можно дальше и аорту дистальнее брахиоцефального ствола, чтобы обеспечить правильную длину, используя скальпель с 11 лезвиями.
  6. Отделить легочный ствол и восходящую аорту микроножницами и промыть сердце ледяным кардиоплегическим раствором с помощью шприца объемом 3 мл.

4. Восстановление реципиента и мониторинг трансплантата

  1. После операции дайте крысе достаточно времени, чтобы проснуться, что обычно происходит в течение 15 минут, и дайте ей восстановиться на грелке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Антибиотики не требуются из-за очень низкого риска инфекции и для того, чтобы не скомпрометировать экспериментальную модель, и не применяются ограничения в пище или воде.
  2. После трансплантации ежедневно контролируйте функцию трансплантата, пальпируя пересаженное сердце, но учтите, что иногда это может быть трудно оценить из-за наложения кишечника.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эхокардиография брюшной полости позволяет более точно измерить жизнеспособность трансплантата. Для проведения эхокардиографии слегка успокойте крысу изофлураном (1-2%), вдыхаемым через носовой конус, и положите ее на грелку. Эхокардиография обычно проводится на 1-й, 7-й и 14-й сутки послеоперационного периода. Для оценки частоты сердечных сокращений и сократительной способности можно легко получить изображения по длинной и короткой осям (рис. 2A, B). Для оценки анастомозов используют допплеровскую эхокардиографию (рис. 3А) и подтверждают образование ткани ЭФЭ в виде эхо-яркого эндокардиального слоя в полости левого желудочка (рис. 3Б, В).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Жизнеспособность привоя и биение
В данной работе проводилась визуальная оценка жизнеспособности трансплантата после снятия всех зажимов, а при открытой брюшной полости для наблюдения за трансплантатом допускалось приблизительное время реперфузии 10-15 мин. Та же система оценки для объективной проверки жизнеспособности трансплантата использовалась для визуальной оценки в конце операции и для эхокардиографии на POD 1, POD 7 и POD 14.

0 = нет функции органа; 1 = функция органа...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Эта животная модель гетеротопической трансплантации сердца новорожденного донора крысы в брюшную полость реципиента создает возможность изучать фиброз, полученный из EndMT, путем детальной гистологической оценки тканей, определения регуляторных сигнальных путей и тестирования вариантов лечения. Поскольку EndMT является основным механизмом фиброзных заболеваний сердца, эта модель имеет большое значение в области детской кардиохирургии и за ее пределами. В этой модели многие факторы могут негативно повлиять на результат пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Благодарности

Это исследование финансировалось Дополнительными предприятиями - Фондом исследований одного желудочка (SVRF) и Фондом расширения одного желудочка (для И.Ф.), а также стипендией Мариетты Блау от OeAD-GmbH из средств, предоставленных Федеральным министерством образования, науки и исследований Австрии BMBWFC (G.G.).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Усовершенствованная система искусственной вентиляции легких для грызунов, SAR-1000CWE, Inc.12-03100аппарат искусственной вентиляции легких для мелких животных
aSMASigmaA2547Антитела для иммуногистохимии
Axio observer Z1 Инвертированный микроскопCarl Zeiss
Betadine  РешениеAvrio Health L.P.
CD31InvitrogenMA1-80069Антитело для иммуногистохимии
DAPIInvitrogenD1306Антитело для иммуногистохимии
DemeLON Нейлон черный 10-0DemeTECHNL76100065F0P10-0 Нейлоновый шов
ETFE IV катетер, 18G x 2TERUMO SURFLOSR-OX1851CAканюля для интубации
Micro Зажим 8ммRoboz Surgical Instrument Co.RS-6471Микрососудистые зажимы
Нейлон черный мононить 11-0SURGICAL SPECIALTIES CORPAA013011-0 Нейлон
O.C.T. CompoundTissue-Tek4583Закладная среда для замороженных тканей
образец p-SMAD2/3InvitrogenPA5-110155Антитело для иммуногистохимии
грызунов, Наклонная рабочая стойкаHallowell EMC.000A3467полка для интубации
Шелковые шовные материалы, нерассасывающиеся, 7-0Braintree ScientificNC9201231Шелковый шовный материал
Slug/SnailAbcamab180714Антитела для иммуногистохимии
Неокрашенный Викрил 5-0 P-3 18"EthiconJ493G5-0 Викрил
Неокрашенный Викрил 6-0 P-3 18"EthiconJ492G6-0 Vicryl
VE-CadherinAbcamab231227Антитело для иммуногистохимии
Zeiss OPMI 6-SFRХирургический микроскопZeiss
Zen, Blue Edition, 3.6Zen Программное обеспечение для инвертированного микроскопа
367618150092 косая

Ссылки

  1. Lurie, P. R. Changing concepts of endocardial fibroelastosis. Cardiology in the Young. 20 (2), 115-123 (2010).
  2. Crucean, A., et al. Re-evaluation of hypoplastic left heart syndrome from a developmental and morphological perspective. Orphanet Journal of Rare Diseases. 12 (1), 138(2017).
  3. Xu, X., et al. Endocardial fibroelastosis is caused by aberrant endothelial to mesenchymal transition. Circulation Research. 116 (5), 857-866 (2015).
  4. Eisenberg, L. M., Markwald, R. R. Molecular regulation of atrioventricular valvuloseptal morphogenesis. Circulation Research. 77 (1), 1-6 (1995).
  5. Illigens, B. M., et al. Vascular endothelial growth factor prevents endothelial-to-mesenchymal transition in hypertrophy. Annals of Thoracic Surgery. 104 (3), 932-939 (2017).
  6. Zeisberg, E. M., Potenta, S. E., Sugimoto, H., Zeisberg, M., Kalluri, R. Fibroblasts in kidney fibrosis emerge via endothelial-to-mesenchymal transition. Journal of the American Society of Nephrology. 19 (12), 2282-2287 (2008).
  7. Zeisberg, E. M., Potenta, S., Xie, L., Zeisberg, M., Kalluri, R. Discovery of endothelial to mesenchymal transition as a source for carcinoma-associated fibroblasts. Cancer Research. 67 (21), 10123-10128 (2007).
  8. Souilhol, C., Harmsen, M. C., Evans, P. C., Krenning, G. Endothelial-mesenchymal transition in atherosclerosis. Cardiovascular Research. 114 (4), 565-577 (2018).
  9. Zeisberg, E. M., et al. Endothelial-to-mesenchymal transition contributes to cardiac fibrosis. Nature Medicine. 13 (8), 952-961 (2007).
  10. Rieder, F., et al. Inflammation-induced endothelial-to-mesenchymal transition: A novel mechanism of intestinal fibrosis. American Journal of Pathology. 179 (5), 2660-2673 (2011).
  11. Johnson, F. R. Anoxia as a cause of endocardial fibroelastosis in infancy. AMA Archives of Pathology. 54 (3), 237-247 (1952).
  12. Shimada, S., et al. Distention of the immature left ventricle triggers development of endocardial fibroelastosis: An animal model of endocardial fibroelastosis introducing morphopathological features of evolving fetal hypoplastic left heart syndrome. Biomedical Research. 2015, 462-469 (2015).
  13. Weixler, V., et al. Flow disturbances and the development of endocardial fibroelastosis. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (2), 637-646 (2020).
  14. Purevjav, E., et al. Nebulette mutations are associated with dilated cardiomyopathy and endocardial fibroelastosis. Journal of the American College of Cardiology. 56 (18), 1493-1502 (2010).
  15. Friehs, I., et al. An animal model of endocardial fibroelastosis. Journal of Surgical Research. 182 (1), 94-100 (2013).
  16. Emani, S. M., et al. Staged left ventricular recruitment after single-ventricle palliation in patients with borderline left heart hypoplasia. Journal of the American College of Cardiology. 60 (19), 1966-1974 (2012).
  17. Hickey, E. J., et al. Critical left ventricular outflow tract obstruction: The disproportionate impact of biventricular repair in borderline cases. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 134 (6), 1429-1436 (2007).
  18. Oh, N. A., et al. Abnormal flow conditions promote endocardial fibroelastosis via endothelial-to-mesenchymal transition, which is responsive to losartan treatment. JACC: Basic to Translational Science. 6 (12), 984-999 (2021).
  19. Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
  20. Kokudo, T., et al. Snail is required for TGFbeta-induced endothelial-mesenchymal transition of embryonic stem cell-derived endothelial cells. Journal of Cell Science. 121 (20), 3317-3324 (2008).
  21. Wu, B., et al. Endocardial cells form the coronary arteries by angiogenesis through myocardial-endocardial VEGF signaling. Cell. 151 (5), 1083-1096 (2012).
  22. Clark, E. S., et al. A mouse model of endocardial fibroelastosis. Cardiovascular Pathology. 24 (6), 388-394 (2015).
  23. Kovacic, J. C., et al. Endothelial to mesenchymal transition in cardiovascular disease: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 73 (2), 190-209 (2019).
  24. Derynck, R., Zhang, Y. E. Smad-dependent and Smad-independent pathways in TGF-beta family signalling. Nature. 425 (6958), 577-584 (2003).
  25. Daugherty, A., et al. Recommendation on design, execution, and reporting of animal atherosclerosis studies: A scientific statement from the American Heart Association. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (9), e131-e157 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Эндокардиальный фиброэластозгетеротопическая трансплантация сердцанеонатальная модель крысыэндотелиально-мезенхимальный переходлевый желудочекфиброз при сердечной недостаточноститрансабдоминальная эхокардиографиягистологический анализкоронарная перфузиясосудистый анастомоз
Неонатальная гетеротопическая модель трансплантации сердца крысы для изучения эндотелиально-мезенхимального перехода
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.