Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Раннее неуправляемое моделирование органоидной нейроваскулярной ниши головного мозга человека в пермиссивной хориоаллантоической мембране эмбриона цыпленка

2.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/65710

⸱

16 февраля 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Instituto de Biología Celular y Neurociencias “Prof. E. De Robertis” (IBCN), CONICET - Universidad de Buenos Aires, 2Facultad de Medicina, Departamento de Biología Celular, Histología, Embriología y Genética, Universidad de Buenos Aires, 3Institute of Neurosciences, Pathology and Experimental Therapeutics Dept, University of Barcelona, 4Functional Neurogenomics Group, Neurodevelopmental Disorders, IDIBELL, L’Hospitalet de Llobregat, 5IBE, Institute of Evolutionary Biology (UPF-CSIC), Department of Medicine and Life Sciences, Universitat Pompeu Fabra, 6Institució Catalana de Recerca i Estudis Avançats (ICREA) and Universitat Pompeu Fabra, 7Center for Genomic Regulation (CRG), The Barcelona Institute of Science and Technology, 8BarcelonaBeta Brain Research Center, Pasqual Maragall Foundation, 9Instituto de Investigación en Biomedicina (IBioBA) – CONICET – Instituto Partner de la Sociedad Max Planck

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол по приживлению органоидов головного мозга человека на нескольких стадиях созревания в хориоаллантоисную мембрану (CAM) цыплят. Органоиды головного мозга выращивались в соответствии с неуправляемыми стандартизированными протоколами.

Аннотация

Приживление органоидов в васкуляризированные ткани модельных животных, таких как хориоаллантоическая мембрана (CAM) эмбрионов мышей или цыплят с иммунодефицитом, доказало свою эффективность для моделирования неоваскуляризации. CAM представляет собой богато васкуляризированную экстраэмбриональную мембрану, которая демонстрирует ограниченную иммунореактивность, что делает ее отличной моделью для трансплантации клеток человеческого происхождения.

В данной работе описывается стратегия приживления органоидов головного мозга человека, дифференцированных на нескольких стадиях созревания, в CAM. Клеточный состав органоидов головного мозга меняется со временем, отражая вехи развития мозга человека. Мы трансплантировали органоиды головного мозга на соответствующих стадиях созревания: нейроэпителиальная экспансия (18 DIV), ранний нейрогенез (60 DIV) и ранний глиогенез (180 DIV) в КАМ эмбриональных (E)7 куриных эмбрионов. Через 5 дней забирали приживленные органоиды головного мозга и анализировали их гистологические особенности.

Гистологических признаков неоваскуляризации в трансплантированных органоидах или аномальных кровеносных сосудах, прилегающих к трансплантатам, не выявлено. Более того, наблюдались заметные изменения в клеточном составе трансплантированных органоидов, а именно увеличение количества глиальных фибриллярных кислых белково-позитивно-реактивных астроцитов. Однако цитоархитектурные изменения зависели от стадии органоидного созревания. В целом, эти результаты свидетельствуют о том, что органоиды мозга могут расти в CAM, и они показывают различия в цитоархитектонике в зависимости от стадии их созревания при трансплантации.

Введение

Органоиды человеческого мозга – это новый метод, который позволяет нам повторить раннее развитие человеческого мозга in vitro 1,2,3. Тем не менее, одним из основных ограничений этой модели является отсутствие васкуляризации, которая играет незаменимую роль не только в гомеостазе мозга, но ив развитии мозга. В дополнение к доставке кислорода и питательных веществ, накопленные данные свидетельствуют о том, что сосудистая система мозга регулирует дифференцировку нейронов, миграцию и синаптогенез во время развития 5,6. Таким образом, существует острая необходимость в создании надежных моделей, которые могут обеспечить недостающую сосудистую сигнализацию и структуру органоидов головного мозга, повышая сложность органоидов мозга человека7-го поколения.

Среди предложенных методов васкуляризации можно рассмотреть два основных направления: приживление органоидов в живой организм и чисто in vitro технологии совместного культивирования эндотелиальных и нервных клеток 8,9,10,11,12. Внутримозговая трансплантация у мышей является дорогостоящей и трудоемкой процедурой, что делает другие технологии актуальными для более простых моделей. Анализ хориоаллантоической мембраны цыплят (CAM) широко использовался для изучения ангиогенеза 13,14,15. За последнее десятилетие несколько групп успешно внедрили различные типы органоидов, включая почку16,17, сердечную18 и опухолевую органоиды19,20, в КАМ. Тем не менее, мало что известно об эффективности, токсичности/отторжении, физиологическом эффекте и методах приживления органоидов человеческого мозга в CAM. Другим интересным и пока неизученным аспектом является формирование химерного гематоэнцефалического барьера (ГЭБ) между КАМ и органоидным астроцитарным интерфейсом. Предыдущая новаторская работа предполагала предполагаемую возможность получения ГЭБ в CAM путем трансплантации астроцитов и астроцит-кондиционированной среды 21,22,23. Однако зрелые астроциты, по-видимому, не в состоянии достичь этогопоказателя 24,25. Таким образом, индуцированное астроцитами образование ГЭБ остается спорным, и трансплантация органоидов человеческого мозга позволила бы нам пролить свет на это противоречие.

В этой видеостатье описывается протокол трансплантации органоидов головного мозга человека in ovo в CAM, который способствует росту, улучшению и васкуляризации, в результате чего образуются органоиды, включающие гистологически совместимые элементы ГЭБ. Здесь мы представляем протокол, обеспечивающий выживание куриного эмбриона, и сообщаем о допустимости CAM для поддержания роста органоидов мозга.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Эмбрионы курицы белого леггорна (Gallus gallus) обрабатывались в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных Института ресурсов лабораторных животных, Комиссии наук о жизни, Национального исследовательского совета, США, и эксперименты были одобрены Советом по уходу и использованию экспериментальных животных Барселонского университета.

1. Неуправляемая подготовка органоидов головного мозга

  1. Хранят H9 человеческих эмбриональных стволовых клеток (hESCs) в mTESR1, предварительно нагретых при комнатной температуре (RT) при слиянии 70% в 6-луночных планшетах, покрытых матригелем, растворенным в DMEM (1:40), в инкубаторе с 5%CO2 при 37 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Матригель необходимо хранить во льду до его использования в качестве покрытия, чтобы предотвратить его полимеризацию.
  2. Генерация органоидов мозга в соответствии с неуправляемым протоколом мозга 2.
    1. Диссоциируют H9 hESCs, используя 500 мкл раствора для диссоциации клеток, и инкубируют в течение 3-5 мин при 37 °C. Ресуспендировать в mTESR1, содержащем ингибитор ROCK Y27632 (конечная концентрация 50 мкМ), и засеять 9 000 клеток на лунку в предварительно обработанную 96-луночную пластину с низкой адгезией.
    2. После того, как органоиды агрегируют в mTESR1, содержащем ингибитор ROCK Y27632 (конечная концентрация 50 мкМ), переносят их в индукционную среду на 5-6 дней.
    3. В соответствии с протоколом26 неуправляемых органоидов головного мозга переносят органоиды в среду нейронной индукции на ~ 4-5 день.
    4. Как только они приобретут размер и кольцо нейроэпителия, перенесите их в ледяную каплю Матригеля. После полимеризации Matrigel переложите органоиды в чашку Петри с низкой адгезией диаметром 5 см с 5 мл предварительно подогретой среды для созревания.
    5. Через 4 дня переведите органоиды мозга в орбитальное возбуждение.
  3. Собирают органоиды для заготовки в свежие ДПБС непосредственно перед прививкой.

2. Поддержание яйцеклетки, активация развития и пункция яичной скорлупы

  1. Хранят оплодотворенные яйца (на 0-й день) в инкубаторе при температуре 18 °C до использования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При такой температуре они не развиваются, оставаясь на одной стадии созревания.
  2. Когда это необходимо для использования, инкубируйте их при температуре 38 °C и относительной влажности воздуха 60% при мягком покачивании под углом 45 °C.
  3. На 1-й день очистите поверхность яичной скорлупы 70% этиловым спиртом и высушите бумажным полотенцем, чтобы стерилизовать.
  4. Наложите хирургическую бумажную лейкопластырную повязку, далее именуемую «бинт», поверх яйца, закрывая воздушную камеру яйца.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это предотвратит попадание пыли из яичной скорлупы в CAM, где она застрянет.
  5. Стерильной иглой 21 G x 11/2'' выполнить перфорацию воздушной камеры, далее именуемую отверстием воздушной камеры (ACH), мягко проколов скорлупу яйца. Откройте ACH на верхнем кончике яйца, чтобы не потревожить CAM, который в этот момент лежит отдельно от скорлупы.
  6. Чтобы найти наилучшее положение для прокола ACH, используйте лампу, чтобы определить самую тонкую поверхность яичной скорлупы на верхнем кончике яйца. Прямая передача светового луча указывает наилучшее положение для бурения.
  7. Накройте ACH новой повязкой, чтобы защитить эмбрион от внешней среды, и поместите яйцо обратно в инкубатор.
  8. С этого момента прекратите вращение в инкубаторе и поддерживайте яйца в вертикальном положении окошком сверху.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это облегчит развитие эмбриона, и CAM станет доступным в верхней части с воздушной камерой между эмбрионом и яичной скорлупой, что позволит провести последующую пересадку.
  9. Откройте ACH с 1-го по 4-й день. Всхожесть повышается на 4 день (за 3 дня до дня прививки).

3. Органоидная трансплантация головного мозга

  1. Проводите пересадку на 7-й день, когда КАМ хорошо развита и васкуляризирована, покрывая яйцеклетку по всему эмбриону.
  2. Снимите повязку и протрите поверхность яичной скорлупы 70% этанолом, чтобы стерилизовать яичную скорлупу, прежде чем осторожно расширить ACH в окно для прививки.
  3. Наложите новую, большую повязку, закрывающую удлинитель, за последнее окно прививки, чтобы избежать попадания фрагментов яичной скорлупы в КАМ при увеличении окна прививки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это большее окно необходимо для выбора наилучшего положения для прививки и для последующей прививки.
  4. Увеличьте окно прививки, мягко прокалывая яичную скорлупу, пока окно не достигнет диаметра примерно 2 см. Мягко удалите края окна яичной скорлупы пинцетом до тех пор, пока окно не увеличится. Удалите оставшуюся пыль и кусочки яичной скорлупы, которые останутся прикрепленными к бинту, мягко сняв повязку.
  5. Поместите органоид с помощью автоматической пипетки P200. Обрежьте кончики стерильными и острыми ножницами, чтобы увеличить отверстие в соответствии с размером органоида и предотвратить повреждение органоида, или используйте широкоформатные стерильные наконечники. Соберите органоид в максимальном объеме 50 мкл PBS и перенесите его непосредственно в CAM, на сторону, противоположную расположению эмбриона.
  6. Следите за тем, чтобы положение привоя было удалено от желтка, чтобы избежать его разрыва во время забора, и желательно поместите его рядом с кровеносным сосудом.
  7. Поместите каплю 7 мкл Matrigel вокруг органоида после помещения органоида на CAM.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это предотвратит перемещение органоида по мембране.
  8. Закройте окно с помощью небольшого кусочка парапленки, подходящего точно по размеру окна, и прикрепите его к оболочке с помощью лейкопластыря.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно полностью закрыть окно парапленкой, чтобы избежать высыхания эмбриона и обеспечить газообмен. Правильно разграничьте расширение оконного охвата, избегая превышения окна, так как это может препятствовать необходимому газообмену для правильного развития эмбриона27.

4. Пересаженный органоид

  1. Заготавливают привитые органоиды и окружающие их КАМ на 12-й день развития цыплят, что соответствует 38 стадиям развития по Гамбургеру и Гамильтону (HH38)28, через 5 дней после прививки. На этой стадии КАМ полностью дифференцируется со зрелой сосудистой сетью, в то время как перьевые зародыши покрывают крылья, а также верхнее веко эмбриона.
  2. Сняв лейкопластырь, еще больше увеличьте окно, чтобы облегчить сбор образца с помощью ножниц и тонкого пинцета.
  3. Визуализируйте органоид с помощью бинокулярной диссекционной микроскопии, если это необходимо, с последующим 2-минутным этапом префиксации 4% параформальдегида (PFA), чтобы помочь органоиду и CAM-сбору.
  4. Соберите 1,5см2 отрезка CAM, содержащего органоид.
  5. Фиксация образца
    1. Промывают образцы 1x PBS и фиксируют их 4% PFA (в PBS, pH 7,2) в течение 30 мин при 4 °C. Затем промывают образцы в течение 3 х 5 мин в ПБС.
    2. Хранят образцы при температуре 4 °C в PBS с азисом натрия или непосредственно криозащищают их в 30% сахарозе-PBS в течение ночи при 4 °C.
    3. После криозащиты образцы помещают в компаунд с оптимальной температурой резания (OCT) и хранят их при -20 °C до секционирования. Нарежьте ломтики ткани толщиной 20 мкм с помощью криостата и соберите их на ксилированные предметные стекла. Храните предметные стекла при температуре -20 °C до тех пор, пока они не будут использованы для окрашивания.

5. Иммунофлюоресценция

  1. Удалить ОКТ со срезов раствором ПБС с 0,1% Тритоном Х-100 (ПБС-Т) в течение 10 мин при комнатной температуре (РТ).
  2. Обрабатывают срезы блокирующим раствором (БС) с 2% БСА, 3% ослиной сывороткой ПБС-Т 0,01% раствором в течение 1 ч при РТ.
  3. Выбранное первичное антитело (см. таблицу материалов) разбавляют в БС и инкубируют образцы в течение ночи при 4 °C.
  4. На следующий день промывают образцы 3 х 10 мин в 1х ПБС при РТ.
  5. Вторичное антитело разводят в БС и инкубируют в течение 2 ч при РТ (см. таблицу материалов).
  6. Инкубируют образцы в течение 10 мин с 4',6-диамидино-2-фенилиндолом (DAPI) для маркировки клеточных ядер при RT, разбавленных в PBS-T в разведении 1:1000.
  7. Установите направляющие с помощью монтажного носителя и накройте стеклянными накладками.
  8. Делайте все снимки с помощью широкопольного флуоресцентного микроскопа с разрешением 2,5, 10, 20 и 40x.
  9. Храните ломтики при температуре 4 °C.

6. Окрашивание гематоксилином и эозином (H&E)

ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы доказать, что прививка сработала, выполните окрашивание H&E.

  1. Удаляют ОКТ с помощью PBS-T 0,1% в течение 10 мин при RT.
  2. Последовательное обезвоживание в вытяжке проводят следующим образом: 10 мин в дистиллированной воде (DW), 45 с в гематоксилине, 1 мин в DW, 20 с в PBS, 2 x 30 с в 70% EtOH, 2 x 30 с в 80% EtOH, 2 x 30 с в 96% EtOH, 30 с в эозине, 2 x 15 с в 96% EtOH, 2 x 15 с в 100% EtOH, 1 мин в ксилоле-100% ETOH, 1 мин в ксилоле, 1 мин в ксилоле (свежем).
  3. Установите стеклянные покровные стекла с помощью монтажной среды на основе ксилола.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Выбор графика созревания эмбриона для трансплантации
Эксперимент начинается при D0, когда оплодотворенные яйца инкубируются при температуре 38 °C и относительной влажности воздуха 60%. Хориоаллантоисная мембрана (CAM) представляет собой высоковаскуляризированную внеэмбриональную оболочку, которая развивается после инкубации яйца. Он образуется в результате слияния аллантоиса и хориона. В D1 после 24 ч инкубации воздушная камера прокалывается, чтобы предотвратить прикрепление CAM к мембране внутренней ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В данном исследовании мы описываем подробный протокол с многочисленными ключевыми этапами, которые обеспечивают благоприятный рост и развитие органоидов головного мозга человека при трансплантации, не нарушая выживаемость куриных эмбрионов. Мы рекомендовали использовать стерильные иглы для прокола воздушной камеры яйца после 24 ч инкубации (1-й день). Кроме того, мы также попытались сделать пункцию на 4-й день (предварительно проверив яичную скорлупу светом, чтобы проверить развитие сосудистой сети, чтобы убедиться, что ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не сообщают о каких-либо конфликтах интересов.

Благодарности

Мы благодарим д-ра Алькантару и д-ра Ортегу из UB, а также остальных сотрудников лаборатории д-ра Акосты за содержательные обсуждения. С.А. является доцентом Женералитата Каталонии в Университете Барселоны.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Anti-TUBB3 [Tuj1], мышь BioLegend8012011:1,000
Anti-GFAP, кроликGeneTexGTX1087111:500
Anti-rabbit AlexaFluor 488, коза.InvitrogenA-212061:1,000
Anti-mouse AlexaFluor 594, goatJackson ImmunoResearch715-585-1501:500
Оплодотворенные яйца курицы белого леггорна (Gallus gallus)Granja Gibert (Cambrils, Испания)
DAPIInvitrogenD13061:10,000
DPXSigma100579монтажная среда на основе ксилола 
Щадящий раствор для диссоциацииCreativeBiolabsITS-0622-YT187раствор для диссоциации клеток
MatrigelBD Biosciences356234
Mowiol 4-88 монтажный материалMerk81381
Бумажное полотенце, лабораторный ингибиторSigma-AldrichZ188956
ROCK Y27632MilliporeSCM07510 нМ
Хирургические ножницы с острым концомVWR470106-340
Superfrost Plus Адгезионный микроскоп СлайдыEprediaJ1800AMNZ

Ссылки

  1. Camp, J. G., et al. Human cerebral organoids recapitulate gene expression programs of fetal neocortex development. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (51), 15672-15677 (2015).
  2. Lancaster, M. A., Knoblich, J. A. Organogenesis in a dish: Modeling development and disease using organoid technologies. Science. 345 (6194), 1247125(2014).
  3. Yang, Q., Hong, Y., Zhao, T., Song, H., Ming, G. L. What makes organoids good models of human neurogenesis. Front Neurosci. 16, 872794(2022).
  4. Sun, X. Y., et al. Generation of vascularized brain organoids to study neurovascular interactions. Elife. 11, e76707(2022).
  5. Paredes, I., et al. Oligodendrocyte precursor cell specification is regulated by bidirectional neural progenitor-endothelial cell crosstalk. Nat Neurosci. 24 (4), 478-488 (2021).
  6. Matsui, T. K., Tsuru, Y., Hasegawa, K., Kuwako, K. I. Vascularization of human brain organoids. Stem Cells. 39 (8), 1017-1024 (2021).
  7. Apostolou, E., et al. Progress and challenges in stem cell biology. Nat Cell Biol. 25 (2), 203-206 (2023).
  8. Pham, M. T., et al. Generation of human vascularized brain organoids. Neuroreport. 29 (7), 588-593 (2018).
  9. Cakir, B., et al. Engineering of human brain organoids with a functional vascular-like system. Nat Methods. 16 (11), 1169-1175 (2019).
  10. Shi, Y., et al. Vascularized human cortical organoids (vorganoids) model cortical development in vivo. PLoS Biol. 18 (5), e3000705(2020).
  11. Mansour, A. A., et al. An in vivo model of functional and vascularized human brain organoids. Nat Biotechnol. 36 (5), 432-441 (2018).
  12. Revah, O., et al. Maturation and circuit integration of transplanted human cortical organoids. Nature. 610 (7931), 319-326 (2022).
  13. Ribatti, D. Chicken chorioallantoic membrane angiogenesis model. Methods Mol Biol. 843, 47-57 (2012).
  14. Nowak-Sliwinska, P., Segura, T., Iruela-Arispe, M. L. The chicken chorioallantoic membrane model in biology, medicine and bioengineering. Angiogenesis. 17 (4), 779-804 (2014).
  15. Kennedy, D. C., Coen, B., Wheatley, A. M., Mccullagh, K. J. A. Microvascular experimentation in the chick chorioallantoic membrane as a model for screening angiogenic agents including from gene-modified cells. Int J Mol Sci. 23 (1), 452(2021).
  16. Garreta, E., et al. Fine tuning the extracellular environment accelerates the derivation of kidney organoids from human pluripotent stem cells. Nat Mater. 18 (4), 397-405 (2019).
  17. Kaisto, S., et al. Optimization of renal organoid and organotypic culture for vascularization, extended development, and improved microscopy imaging. J Vis Exp. (157), e60995(2020).
  18. Varzideh, F., et al. Human cardiomyocytes undergo enhanced maturation in embryonic stem cell-derived organoid transplants. Biomaterials. 192, 537-550 (2019).
  19. Komatsu, A., et al. The cam model for cic-dux4 sarcoma and its potential use for precision medicine. Cells. 10 (10), 2613(2021).
  20. Worsdorfer, P., et al. Generation of complex human organoid models including vascular networks by incorporation of mesodermal progenitor cells. Sci Rep. 9 (1), 15663(2019).
  21. Janzer, R. C., Jaff, M. C. Astrocytes induce blood-brain barrier properties in endothelial cells. Nature. 325 (6101), 253-257 (1987).
  22. Janzer, R. C. The blood-brain barrier: Cellular basis. J Inherit Metab Dis. 16 (4), 639-647 (1993).
  23. Lobrinus, J. A., Juillerat-Jeanneret, L., Darekar, P., Schlosshauer, B., Janzer, R. C. Induction of the blood-brain barrier specific ht7 and neurothelin epitopes in endothelial cells of the chick chorioallantoic vessels by a soluble factor derived from astrocytes. Brain Res Dev Brain Res. 70 (2), 207-211 (1992).
  24. Holash, J. A., Stewart, P. A. Chorioallantoic membrane (cam) vessels do not respond to blood-brain barrier (bbb) induction. Adv Exp Med Biol. 331, 223-228 (1993).
  25. Holash, J. A., Noden, D. M., Stewart, P. A. Re-evaluating the role of astrocytes in blood-brain barrier induction. Dev Dyn. 197 (1), 14-25 (1993).
  26. Giandomenico, S. L., Sutcliffe, M., Lancaster, M. A. Generation and long-term culture of advanced cerebral organoids for studying later stages of neural development. Nat Protoc. 16 (2), 579-602 (2021).
  27. Wagner-Amos, K., Seymour, R. S. Effect of local shell conductance on the vascularisation of the chicken chorioallantoic membrane. Respir Physiol Neurobiol. 134 (2), 155-167 (2003).
  28. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Dev Dyn. 195 (4), 231-272 (1992).
  29. Paredes, I., Himmels, P., Ruiz De Almodovar, C. Neurovascular communication during cns development. Dev Cell. 45 (1), 10-32 (2018).
  30. Hogan, K. A., Ambler, C. A., Chapman, D. L., Bautch, V. L. The neural tube patterns vessels developmentally using the vegf signaling pathway. Development. 131 (7), 1503-1513 (2004).
  31. Bozoyan, L., Khlghatyan, J., Saghatelyan, A. Astrocytes control the development of the migration-promoting vasculature scaffold in the postnatal brain via vegf signaling. J Neurosci. 32 (5), 1687-1704 (2012).
  32. Himmels, P., et al. Motor neurons control blood vessel patterning in the developing spinal cord. Nat Commun. 8, 14583(2017).
  33. Di Lullo, E., Kriegstein, A. R. The use of brain organoids to investigate neural development and disease. Nat Rev Neurosci. 18 (10), 573-584 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Органоиды мозгатрансплантация органоидовразвитие человеческого мозгапересадка на хориоаллантоическую мембранусозревание органоидовокрашивание гематоксилином и эозиномразвитие микроглииваскуляризированная модель
Раннее неуправляемое моделирование органоидной нейроваскулярной ниши головного мозга человека в пермиссивной хориоаллантоической мембране эмбриона цыпленка
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.