Методическая статья

Модель ex vivo перитонеального метастазирования рака яичников с использованием сальника человека

3.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66031

⸱

26 января 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Gynecologic Oncology, Karmanos Cancer Institute, 2C.S. Mott Center for Human Growth and Development, Department of Obstetrics and Gynecology, Wayne State University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает создание трехмерной (3D) ex vivo модели взаимодействия раковых клеток и сальника. Модель обеспечивает платформу для выяснения проопухолевых механизмов в жировой нише и для тестирования новых методов лечения.

Аннотация

Рак яичников является самым смертоносным гинекологическим злокачественным новообразованием. Сальник играет ключевую роль в обеспечении поддерживающего микроокружения для метастатических раковых клеток яичников, а также иммуномодулирующих сигналов, которые обеспечивают устойчивость опухоли. Тем не менее, у нас есть ограниченные модели, которые точно имитируют взаимодействие между клетками рака яичников и тканями, богатыми жировыми отложениями. Для более глубокого понимания клеточных и молекулярных механизмов, с помощью которых сальник обеспечивает проопухолевое микроокружение, мы разработали уникальную 3D-модель взаимодействия раковых клеток и сальников ex vivo . Используя сальник человека, мы можем выращивать раковые клетки яичников в этой богатой жиром микросреде и контролировать факторы, ответственные за рост опухоли и иммунную регуляцию. В дополнение к предоставлению платформы для изучения этого богатого жировой тканью опухолевого микроокружения, модель обеспечивает отличную платформу для разработки и оценки новых терапевтических подходов к воздействию на метастатические раковые клетки в этой нише. Предложенная модель проста в создании, недорога и применима к трансляционным исследованиям.

Введение

Рак яичников является самым смертоносным гинекологическим злокачественным новообразованием во всем мире1. Риск развития этого вида рака в течение жизни составляет примерно 1 к 70, а средний возраст постановки диагноза составляет63 года. Первичные злокачественные опухоли яичников гистологически классифицируются как эпителиальные или неэпителиальные. Эпителиальный рак яичников (ЭОК) составляет более 90% опухолей, а наиболее распространенным подтипом является серозная карцинома высокой степени злокачественности (HGSC), на долю которой приходится примерно 70%-80% ЭОК. В настоящее время не существует эффективных методов скрининга для раннего выявления заболевания. Таким образом, большинству пациентов диагноз ставится на поздней стадии (т.е. на III или IV стадии Международной федерации гинекологии и акушерства (FIGO) после того, как рак распространился по всей брюшной полости.

Стандартным лечением первой линии является циторедуктивная операция по удалению всех видимых макроскопических заболеваний с последующей адъювантной химиотерапией на основе платины для уничтожения любого остаточного микроскопического заболевания. Несмотря на то, что за последние два десятилетия в лечении рака яичников было достигнуто много успехов, примерно у 70% пациенток с прогрессирующим заболеванием в течение 3лет после начала лечения наступает рецидив. Учитывая общий неблагоприятный прогноз для этих пациентов, текущие и будущие трансляционные исследования в EOC направлены на выявление биомаркеров для раннего выявления, предотвращения метастазирования, совершенствования существующих методов лечения для уклонения от резистентности и разработки новых персонализированных методов лечения рака.

Генерализованное метастазирование в брюшной полости и связанная с ним химиорезистентность являются двумя основными ограничениями для улучшения лечения пациенток с раком яичников 4,5. Сальник, жировая структура, похожая на фартук, которая свисает с желудка над кишечником, является основным местом метастазирования рака яичников 6,7. Было показано, что в дополнение к своей функции физического барьера сальник обладает регенеративными и ангиогенными способностями и обладает иммунной активностью, которая в совокупности способствует васкуляризации, ускоряет заживление ран и ограничивает инфекцию8. Он содержит высокую концентрацию стволовых клеток, которые могут дифференцироваться в различные типы клеток и могут помочь восстановить поврежденные ткани. Сальник может воспаляться в ответ на травму или инфекцию, что вызывает миграцию иммунных клеток к месту повреждения9. Эти иммунные клетки высвобождают факторы роста и другие молекулы, которые способствуют восстановлению и регенерации поврежденных тканей. Иммунные клетки, такие как макрофаги, лимфоциты и плазматические клетки, локализующиеся в сальнике, представляют собой структуры, известные как «млечные пятна», которые отвечают за обнаружение и атаку патогенов и регулирование перитонеального иммунитета. Также было показано, что сальник играет роль в индуцировании иммунной толерантности10, которая представляет собой способность иммунной системы переносить аутоантигены и не атаковать здоровые ткани. Тем не менее, та же самая иммунная активность также участвует в патологических реакциях, таких как рост опухолей яичников, метастазирование и ускользание от иммунного надзора 9,11. Предыдущие исследования, проведенные в нашей лаборатории и других лабораториях, продемонстрировали уникальную и активную роль микроокружения жировой ткани в ингибировании противоопухолевых иммунных реакций и в приобретении химиорезистентности12,13,14. К сожалению, мы располагаем ограниченной информацией о клеточных и молекулярных механизмах, с помощью которых сальник обеспечивает проопухолевое микроокружение.

Чтобы лучше понять взаимодействие между раковыми клетками и сальником, была разработана 3D-система культивирования, состоящая из клеток рака яичников человека и эксплантов сальника, полученных от пациентов. Протокол, описанный здесь, представляет собой новую модель перитонеального карциноматоза ex vivo . Эта модель имитирует естественное развитие онкогенеза рака яичников в этой богатой жировой тканью ткани. Предложенная модель проста в создании, недорога и потенциально применима для трансляционных исследований рака яичников.

Протокол

Следующий протокол исследования был рассмотрен и одобрен Институциональным наблюдательным советом Государственного университета Уэйна (IRB). Перед операцией от всех пациентов было получено информированное согласие. На рисунке 1 показаны три основных шага этого протокола.

1. Подготовка тканей сальника человека

  1. Приготовьте питательную среду для сальника (DMEM/F12 + 10% фетальной бычьей сыворотки + 1% пенициллин-стрептомицин) и храните при 4 °C. Передайте 30-40 мл этой среды в стерильную коническую пробирку объемом 50 мл или контейнер для хирургических образцов.
  2. Получение хирургических образцов при биопсии сальника или операции по оментэктомии. Стерильный образец погружают в питательную среду сальника сразу после удаления в операционной. Если рабочий процесс не позволяет это сделать, поместите образец в питательную среду для сальника как можно скорее. Перенесите образец, поместив его на лед, и храните при температуре 4 °C до обработки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер взятого образца сальника определяет количество обрабатываемой ткани.
  3. Обработайте образец сальника в течение 1-2 ч после сбора с помощью ламинарного колпака. Убедитесь, что все материалы и инструменты стерильны или стерилизована.
  4. Извлеките сальник из контейнера для сбора и переложите его в культуральную чашку диаметром 100 мм. Погрузите образец в 1x фосфатно-солевой буфер (1x PBS) и осторожно промойте образец, чтобы удалить сгустки крови или мусор.
  5. Разрежьте ткань на кусочки (0,5 см х 0,5 см или 100-200 мг; Рисунок 2А) с помощью небольших хирургических ножниц или скальпеля 10-15 мм. Используйте небольшие хирургические щипцы, чтобы манипулировать тканью и избежать раздавливания сальника. Если для хирургического удаления образца сальника использовалось энергетическое устройство, избегайте использования деформированной ткани у запечатанного края.
  6. Поместите каждый кусочек разрезанного сальника в отдельные лунки 24-луночного культурального планшета и заполните лунки 500 мкл питательной среды сальника или до объема, достаточного для покрытия сальника, не позволяя кусочку сальника всплывать над дном лунки (рисунок 2B).
  7. Хранят кусочки сальника в свежей питательной среде при температуре 4 °C до готовности к инъекциям.

2. Подготовка клеток рака яичников

  1. Культивирование клеток рака яичников человека в колбе для культивирования 75 см2 при 37 °C и 5%CO2 до слияния не менее 75% ко дню сбора сальника.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе используются mCherry-положительные клетки рака яичников человека OCSC1-F2, описанные ранее 15,16,17,18. Он может быть модифицирован в любую линию раковых клеток, помеченную флуоресцентным сигналом.
  2. Подготовьте клетки внутри ламинарного колпака сразу после забора образца сальника. Убедитесь, что все материалы и инструменты стерильны или стерилизована.
  3. Добавьте 10 мл стерильного 1x PBS в колбу для культивирования и промойте клетки, осторожно покачивая колбу. Удалите 1x PBS, а затем добавьте 3 мл 0,05% трипсина-ЭДТА.
  4. Осторожно встряхните колбу с культурой, чтобы покрыть все клетки, а затем поместите колбу в инкубатор (37 °C и 5% CO2) не более чем на 5 мин. Постучите по колбе для культивирования, чтобы полностью отделить клетки, а затем нейтрализуйте трипсин, добавив 3 мл питательной среды для сальника.
  5. Смешайте клеточную суспензию с помощью пипетирования, а затем перелейте суспензию в коническую пробирку объемом 15 мл. Центрифугу суспензии в течение 5 мин при 1 200 x g при 24 °C. Удалите надосадочную жидкость и повторно суспендируйте клеточную гранулу в 6 мл свежей питательной среды сальника.
  6. Подсчитайте количество клеток с помощью гемацитометра. Разбавляют клеточную суспензию не менее чем до 100 000 клеток на 100-200 мкл суспензии. Это объем инъекции в каждый отрезанный кусочек сальника.
  7. Перенесите соответствующее количество клеток в новую колбу для культивирования, чтобы продолжить пассаж клеток.

3. Инъекция клеток рака яичников

  1. С помощью шприца объемом 1 мл наберите клеточную суспензию, затем присоедините иглу 26-G. Не вытягивайте клеточную суспензию с помощью иглы, так как это может привести к фрагментации клеток.
  2. С помощью небольших хирургических щипцов возьмите кусочек разрезанного сальника. Переложите сальник в отдельную рабочую стерильную посуду для облегчения инъекции. Аккуратно проткните сальник кончиком иглы и введите небольшой объем клеточной суспензии в ткань (рис. 2В).
  3. Повторите инъекцию на несколько участков сальника до общего объема не менее 100 мкл или 100 000 клеток. Обратите внимание, что может показаться, что большая часть клеточной суспензии скапливается вокруг образца. Если есть опасения по поводу качества инъекции, то повторите инъекцию или введите в образец больший объем клеточной суспензии.
  4. Верните введенные образцы сальника в каждую лунку 24-луночного культурального планшета. Обратите внимание, что объем питательной среды сальника должен быть таким, чтобы покрывать сальник, не позволяя ему всплывать. Осторожно обработайте планшет и поместите его в инкубатор (37 °C и 5% CO2).
  5. НЕОБЯЗАТЕЛЬНО: Используйте Matrigel (матрицу базальной мембраны) для суспендирования ткани сальника в твердом матриксе, чтобы облегчить инъекцию и более концентрированную доставку клеточной суспензии.
    1. Матрицу базальной мембраны разморозить при 4 °C и смешать в соотношении 1:1 с питательной средой сальника непосредственно перед использованием. Смесь базальной мембранной матрицы хранить на льду или при температуре 4 °C до инъекции. Заполните пустые лунки достаточным количеством смеси базальной мембранной матрицы, чтобы погрузить в нее отрезанный кусочек сальника.
    2. Поместите образцы в базальную мембранную матричную смесь, а затем поместите 24-луночный планшет для культивирования в инкубатор (37 °C и 5% CO2) на 20 минут. Как только смесь застынет, продолжайте инъекцию, как описано выше.
  6. Подтвердите успешную инъекцию с помощью флуоресцентной визуализации. Убедитесь, что полоса флуоресцентного сигнала визуализируется в местах инъекции (рис. 2D). Обратите внимание, что фактическое количество клеток, прикрепленных к сальнику после инъекции, непредсказуемо.

4. Совместное культивирование клеток рака сальника человека и яичников

  1. Меняйте среду каждые 48-72 ч, добавляя 500-2000 мкл свежей питательной среды сальника. Не наносите питательную среду непосредственно на ткань сальника, так как это может привести к смещению раковых клеток. Обратите внимание, что если цвет носителя изменится на желтый, смените носитель.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Частота смены среды будет зависеть от объема используемой среды и траектории роста раковых клеток. После того, как раковые клетки засеяли сальник, плавает кусочек сальника или нет, уже не имеет значения.
  2. ОПЦИОНАЛЬНО: Если используется матрица базальной мембраны, матрица, как правило, растворяется к моменту первой смены среды.
  3. Контролируйте рост опухолей рака яичников с помощью флуоресцентной визуализации. Периодичность визуализации остается на усмотрение исследователя. Ожидайте появления небольших опухолей примерно через 14 дней (рис. 3A-C). Результаты могут отличаться в зависимости от качества инъекции.
  4. Завершите эксперимент в зависимости от конечной точки эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рост опухоли и целостность ткани сальника наблюдались в течение последних 50 дней.

Результаты

Успешное внедрение клеток рака яичников в образцы сальника было очевидно примерно на 14-й день (рис. 3A-C). По крайней мере, 24 репликата были подготовлены и введены на каждый собранный образец, чтобы обеспечить возможность дальнейших экспериментов. Рост опухоли контролировали с помощью флуоресцентных снимков (рис. 3D, E). Изображения должны были быть тщательно интерпретированы, так как на дне каждой лунки также рос монослой раковых клеток, который не был прикреплен к сальнику. Мы предпочитали делать снимки сальника, когда он был взвешен в среде, чтобы избежать наложения флуоресцентных сигналов на монослой раковых клеток.

Отсутствие флуоресцентного сигнала к 14 дню можно считать неудачными инъекциями. Было замечено, что раковые клетки первоначально распространялись по поверхности сальника в течение первых 7 дней, но со временем они конгрегировались, образуя опухоли (рис. 3A-D). Суррогатным показателем опухолевой нагрузки между образцами была скорость, с которой питательная среда сальника меняла цвет с красного на желтый (рис. 3F). Мы использовали флуоресцентную визуализацию, гистологический обзор и общий осмотр для подтверждения роста опухоли и жизнеспособности ткани сальника после 50 дней совместного культивирования (рис. 4).

figure-results-1
Рисунок 1: Иллюстрация общих шагов в протоколе. (А) Этап 1: Подготовка сальника; (Б) Шаг 2: инъекция раковых клеток; (C) Шаг 3: создание микроокружения раковых клеток и сальников. (Рисунок подготовлен в BioRender.com). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-2
Рисунок 2: Подготовка и введение раковых клеток в сальник. (А) Сальник разрезается на кусочки 1х1 см. (B) Каждый кусочек помещают в лунку с 24-луночным планшетом и покрывают 500 мкл среды. (В) Инъекция раковых клеток в сальник. (D) После инъекции наблюдается полоса флуоресцентных раковых клеток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3
Рисунок 3: Репрезентативные изображения после 14 и 25 дней совместного культивирования. (A-C) Репрезентативные изображения после 14 дней совместного культивирования: (A) фаза, (B) канал mCherry, (C) слияние. (Д-Э) Репрезентативные изображения после 25 дней совместной культуры. (F) Изменение цвета среды с розового на желтый является признаком успешной инъекции раковых клеток и установления совместной культуры. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4
Рисунок 4: Общая морфология и окрашивание гематоксилином и эозином (H&E). (A,B) Репрезентативная валовая морфология кокультур на 50-й день; стрелки указывают на места роста клеток рака яичников mCherry+. (С,Д) Репрезентативное H&E окрашивание кокультур на 50-й день. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

С использованием этого протокола была разработана доклиническая модель перитонеального канцероматоса при раке яичников с использованием комбинации основных методов in vitro и ex vivo. Прогрессирующий рост опухоли наблюдался в течение 50 дней совместного культивирования после посева образцов сальника клетками рака яичников человека mCherry+ OCSC1-F2. Этот метод был разработан и оптимизирован в ходе нескольких экспериментальных испытаний с использованием различных образцов сальника. Успешный рост опухоли зависел от качества сальника, жизнеспособности раковых клеток и эффективности инъекции. В этом отчете мы использовали только клетки mCherry+ OCSC1-F2 и линии рака яичников человека mCherry+ R182, о которых ранее сообщалось в нескольких публикациях 12,15,16,17,18,19,20,21,22. При использовании этих двух клеточных линий с разным временем удвоения (16 ч для OCSC1-F2 и 36 ч для R182) была отмечена разница во времени достижения логарифмического роста в ткани сальника. Тем не менее, нам удалось установить обе клеточные линии в системе кокультивирования.

Эффективная коммуникация между исследователями, координаторами исследований и хирургическими бригадами имела решающее значение для сбора и обработки образцов сальника. Исследователь определил кандидатов на протокол, координаторы исследования получили согласие пациентов перед операцией, а исследователь собрал образцы из операционной. Учитывая такой рабочий процесс, график работы исследователя должен был быть гибким, так как многие факторы, влияющие на сбор данных, были непредсказуемы (например, операция была отменена, время операции изменено, сальник удален или удален без него). Непосредственная визуализация и отбор тканей из операционной обеспечили целостность образца, хирургическую стерильность и своевременную обработку. Первоначально сбор образцов был делегирован координаторам исследований; Однако после того, как было собрано несколько образцов, мы заметили, что время обработки задерживается (т.е. >4 ч), а качество сальника значительно хуже (например, ткань была в кусочках). В одном экспериментальном исследовании ткань сальника хранили при температуре 4 °C в течение 48 ч перед инъекцией, потому что раковые клетки не были готовы вовремя. Подобный рост опухоли наблюдался по-прежнему, но эта последовательность не повторялась, так как известно, что изменения температуры влияют на микроокружение опухоли (ТМЭ).

Перед взятием образца было важно иметь достаточное количество сливающихся раковых клеток в соответствии с графиком операции. Поскольку количество образцов, собранных каждый месяц, варьировалось, активные культуры клеток рака яичников не всегда поддерживались. Замороженные клетки размораживали не менее чем за 1 неделю, покрывали по стандартному протоколу, а затем пропускали клетки по крайней мере один раз, чтобы убедиться в жизнеспособности. Клеточные линии, использованные в этом протоколе, были относительно устойчивыми; Тем не менее, мы все еще сталкивались со случаями, когда клетки не восстанавливались ко дню операции и не могли быть введены. В этом исследовании не было попыток ввести раковые клетки, которые сливались менее чем на 50%. Последующие задержки, связанные с подготовкой клеток, были сведены к минимуму за счет использования хорошей стерильной техники и разделения клеток в пропорциях для поддержания слияния в зависимости от предполагаемого графика сбора образцов. Мы ограничили протокол только двумя флуоресцентно меченными линиями раковых клеток, но важно отметить, что другие установленные линии раковых клеток или первичные раковые клетки без флуоресцентных белков также могут быть использованы.

Наконец, скорость роста опухоли коррелировала со слиянием раковых клеток, расположенных рядом с адипоцитами и внутри них, сразу после инъекции. Это было определено путем получения флуоресцентных изображений всех образцов сальника после инъекции. По сравнению с инокуляцией опухолевых клеток в солидные органы или подкожные ткани, введение раковых клеток в ткань сальника было более сложной задачей. Рыхлая структура и жировая консистенция сальника не позволяют ткани эффективно удерживать объемы клеточной суспензии без утечки. Когда для инъекции использовалась игла меньшего размера (т.е. 30 G или уже), возникали опасения по поводу фрагментации клеток, поскольку пролиферация клеток уменьшалась. Мы протестировали различные методы инъекций, количество клеток и объемы клеточной суспензии и обнаружили результаты, соответствующие протоколу, описанному выше. В то же время мы признаем, что такие изменения в протоколе, вероятно, все же приведут к аналогичным результатам, учитывая злокачественную природу клеток. Добавление Матригеля облегчило этап инъекции, так как внеклеточный матрикс лучше удерживал клеточную суспензию; Тем не менее, этот метод является более дорогим и не приводит к постоянному увеличению опухолевой нагрузки в образцах. В целом, ни у одного из образцов сальника не росли опухоли, но количество опухолей и скорость роста варьировались.

Эта модель имитировала отличительный признак онкогенеза рака яичников путем репликации ранних метастазов в богатые жиром ткани брюшины. Этот протокол допускает вариации без каких-либо навыков, легко воспроизводимся и генерирует систему с потенциальной трансляционной ценностью. По сравнению с существующими моделями in vitro и ex vivo при раке яичников, описанный здесь метод сочетает в себе несколько методов для получения модели, которая сохраняет опухолевую архитектуру и TME в течение длительного срока жизни. Кроме того, мы наблюдали, что когда образец сальника с множественными опухолями был перенесен в новую лунку и культивирован с очищенным от рака сальником (т.е. не введен), наивный сальник был засеян раковыми клетками в течение 7 дней. Это позволяет предположить, что реплицированные опухоли сохраняют метастатический потенциал посредством эпителиально-мезенхимального перехода. Мы не обнаружили в литературе подобных моделей рака яичников, которые культивировали биопсию тканей в течение длительных периодов времени. Этот подход подтверждается предыдущим открытием о том, что мезотелиальные клетки, выделенные из сальника мыши, могут культивироваться в течение более чем 30 пассажей после сбора23.

Модель, описанная в этом исследовании, может быть использована для дальнейшего понимания эффекта прямого взаимодействия между клетками рака яичников и клетками богатого жиром сальника. Раковые клетки могут быть диссоциированы из тканей сальника и получены для транскриптомного или иммуногистохимического анализа (ИГХ). Кроме того, клетки могут быть использованы для исследований реакции на лекарственные препараты.

Основные ограничения этой модели заключаются в том, что количество опухолей, скорость роста опухоли и расположение опухолей были непредсказуемы. Отсутствие стандартизации и вариативности по выборкам может ограничить применение этой модели. Мы также сделали несколько замечаний, которые потребуют дальнейшего изучения при разработке этого протокола. Например, «контрольные» реплики в одном эксперименте на самом деле не были свободны от рака, так как у пациента впоследствии был диагностирован микрометастаз сальники; Тем не менее, неинъекционные опухоли оставались жизнеспособными в течение всего периода эксперимента. Будущие применения этой модели будут включать молекулярные исследования ТМЭ во время раннего онкогенеза, манипуляции с ТМЭ путем введения иммунных клеток и исследования реакции на лекарственные препараты. Таким образом, мы полагаем, что описанная здесь доклиническая модель дополнит репертуар существующих исследовательских инструментов и поможет выяснить молекулярные механизмы ТМЭ при раке яичников.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование частично финансируется Мемориальным фондом Джанет Беррос. Выражаем признательность пациентам и отделению гинекологической онкологии Института рака Карманоса за сбор образцов сальника. Мы также выражаем признательность Биобанку и Центру коррелятивных наук в Институте рака Карманоса за координацию набора пациентов и подготовку препаратов для выявления патологий. Биобанк и Центр корреляционных наук частично поддерживаются грантом P30 CA22453 Центра NIH Институту рака Карманоса при Государственном университете Уэйна.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,05% Трипсин-ЭДТА (1x)Gibco25300054
1 мл инсулинового шприца со съемной иглой 26 гBD329652
10 мл серологических пипетокCELLTREAT229010B
100 мм Чашка для культуры тканейFisherbrandFB012924
15 мл центрифужной пробиркиCELLTREAT229411
24 лунки Планшетдля культур Costar3524
50 мл Центрифуга ПробиркаCELLTREAT229421
75 см<суп>2 Колба для культуры тканейCELLTREAT229341
Счетчик клетокCorning9819000
Цитирование 5 имидж-сканерBiotek
DMEM/F12 (1:1) (1x), +L-глутамин, +2,438 г/л натрия БикарбонатGibco11320033
фетальная сыворотка крупного рогатого скота, сертифицированнаяGibco1043028
MatrigelCorning356230Матрица базальной мембраны
No 10 Одноразовый скальпель из нержавеющей сталиIntegra-Miltex4410
Пенициллин стрептомицинGibco15140122
фосфатный буферный раствор, pH 7,4 ( 1x)Микроскоп Gibco10010023
RevolveEcho

Ссылки

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Wagle, N. S., Jemal, A. Cancer statistics. CA Cancer J Clin. 73 (1), 17-48 (2023).
  2. Berek, J. S., Renz, M., Kehoe, S., Kumar, L., Friedlander, M. Cancer of the ovary, fallopian tube, and peritoneum: 2021 update. Int J Gynaecol Obstet. 155 (Suppl 1), 61-85 (2021).
  3. Ledermann, J. A., et al. Newly diagnosed and relapsed epithelial ovarian carcinoma: ESMO clinical practice guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Ann Oncol. 24 (Suppl 6), vi24-32 (2013).
  4. Jelovac, D., Armstrong, D. K. Recent progress in the diagnosis and treatment of ovarian cancer. CA Cancer J Clin. 61 (3), 183-203 (2011).
  5. Morgan, R. J. Jr, et al. Ovarian cancer. Clinical practice guidelines in oncology. J Natl Compr Canc Netw. 6 (8), 766-794 (2008).
  6. Nieman, K. M., et al. Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth. Nat Med. 17 (11), 1498-1503 (2011).
  7. Motohara, T., et al. An evolving story of the metastatic voyage of ovarian cancer cells: cellular and molecular orchestration of the adipose-rich metastatic microenvironment. Oncogene. 38 (16), 2885-2898 (2019).
  8. Di Nicola, V. Omentum a powerful biological source in regenerative surgery. Regen Ther. 11, 182-191 (2019).
  9. Meza-Perez, S., Randall, T. D. Immunological functions of the omentum. Trends Immunol. 38 (7), 526-536 (2017).
  10. Liu, M., Silva-Sanchez, A., Randall, T. D., Meza-Perez, S. Specialized immune responses in the peritoneal cavity and omentum. J Leukoc Biol. 109 (4), 717-729 (2021).
  11. Lee, W., et al. Neutrophils facilitate ovarian cancer premetastatic niche formation in the omentum. J Exp Med. 216 (1), 176-194 (2019).
  12. Cardenas, C., et al. Adipocyte microenvironment promotes Bclxl expression and confers chemoresistance in ovarian cancer cells. Apoptosis. 22 (4), 558-569 (2017).
  13. Wu, Q., et al. Cancer-associated adipocytes: key players in breast cancer progression. J Hematol Oncol. 12 (1), 95(2019).
  14. Zhang, Z., Scherer, P. E. Adipose tissue: The dysfunctional adipocyte - a cancer cell's best friend. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 132-134 (2018).
  15. Alvero, A. B., et al. TRX-E-002-1 Induces c-Jun-dependent apoptosis in ovarian cancer stem cells and prevents recurrence in vivo. Mol Cancer Ther. 15 (6), 1279-1290 (2016).
  16. Alvero, A. B., et al. Novel approach for the detection of intraperitoneal micrometastasis using an ovarian cancer mouse model. Sci Rep. 7, 40989(2017).
  17. Craveiro, V., et al. Phenotypic modifications in ovarian cancer stem cells following Paclitaxel treatment. Cancer Med. 2 (6), 751-762 (2013).
  18. Sumi, N. J., et al. Murine model for non-invasive imaging to detect and monitor ovarian cancer recurrence. J Vis Exp. (93), e51815(2014).
  19. Agarwal, R., et al. Macrophage migration inhibitory factor expression in ovarian cancer. Am J Obstet Gynecol. 196 (4), 348.e1-348.e5 (2007).
  20. Kelly, M. G., et al. TLR-4 signaling promotes tumor growth and paclitaxel chemoresistance in ovarian cancer. Cancer Res. 66 (7), 3859-3868 (2006).
  21. Li, J., et al. CBX7 binds the E-box to inhibit TWIST-1 function and inhibit tumorigenicity and metastatic potential. Oncogene. 39 (20), 3965-3979 (2020).
  22. Tedja, R., et al. Generation of stable epithelial-mesenchymal hybrid cancer cells with tumorigenic potential. Cancers (Basel). 15 (3), 15030684(2023).
  23. Dauleh, S., et al. Characterisation of cultured mesothelial cells derived from the murine adult omentum. PLoS One. 11 (7), e0158997(2016).

Перепечатки и разрешения

Теги

Микроокружение опухолижировая тканьинъекция раковых клетокфлуоресцентная визуализациямониторинг роста опухолиматрикс базовой мембраны
Модель ex vivo перитонеального метастазирования рака яичников с использованием сальника человека
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.