Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Демонстрация самоорганизующейся культуры клеточных листов и ручная генерация 3D-органоида, похожего на сухожилие/связку, с использованием дермальных фибробластов человека

3.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66047

⸱

21 июня 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Musculoskeletal Tissue Regeneration, Orthopaedic Hospital König-Ludwig-Haus, University of Würzburg, 2Laboratory for Experimental Trauma Surgery, Department of Trauma Surgery, University Hospital Regensburg, 3Department of Orthopaedics, Orthopaedic Hospital König-Ludwig-Haus, University of Würzburg

В этой статье

Краткое содержание

В данной работе мы демонстрируем трехступенчатую модель органоида (двумерное [2D] расширение, 2D-стимуляция, трехмерное [3D] созревание), предлагающую многообещающий инструмент для фундаментальных исследований сухожилий и потенциальный метод без каркасов для тканевой инженерии сухожилий.

Аннотация

Сухожилия и связки (Т/Л) являются сильными иерархически организованными структурами, объединяющими опорно-двигательный аппарат. Эти ткани имеют строго организованный коллагеновый тип I-богатый внеклеточный матрикс (ECM) и клетки T/L-линии, в основном расположенные параллельными рядами. После травмы Т/Л требуют длительного времени для реабилитации с высоким риском неудачи и часто неудовлетворительными результатами восстановления. Несмотря на недавние достижения в исследованиях биологии Т/Л, одна из нерешенных проблем заключается в том, что в области Т/Л все еще отсутствует стандартизированный протокол дифференцировки, который способен повторить процесс образования Т/Л in vitro. Например, костная и жировая дифференцировка мезенхимальных клеток-предшественников требует только стандартной двумерной (2D) клеточной культуры и добавления специфических стимулирующих сред. Для дифференцировки в хрящи необходимо трехмерное (3D) культивирование гранул и добавление TGFß. Однако дифференцировка клеток в сухожилие требует очень упорядоченной 3D-модели культуры, которая в идеале также должна подвергаться динамической механической стимуляции. Мы создали 3-ступенчатую (расширение, стимуляция и созревание) органоидную модель для формирования 3D-палочковидной структуры из самоорганизующегося клеточного листа, которая обеспечивает естественную микросреду со своими собственными ECM, аутокринными и паракринными факторами. Эти палочковидные органоиды имеют многослойную клеточную архитектуру в богатой ВКМ и могут быть довольно легко обработаны для воздействия статической механической нагрузки. Здесь мы продемонстрировали 3-этапный протокол с использованием коммерчески доступных дермальных фибробластов. Мы смогли показать, что этот тип клеток образует крепкие и богатые ВКМ органоиды. Описанная процедура может быть дополнительно оптимизирована с точки зрения питательных сред и оптимизирована для динамической осевой механической стимуляции. Таким же образом альтернативные клеточные источники могут быть проверены на их способность образовывать органоиды Т/Л и, таким образом, подвергаться дифференцировке Т/Л. В целом, устоявшийся подход к 3D Т/Л органоидам может быть использован в качестве модели для фундаментальных исследований сухожилий и даже для безкаркасной инженерии Т/Л.

Введение

Сухожилия и связки (T/L) являются жизненно важными компонентами опорно-двигательного аппарата, которые обеспечивают необходимую поддержку и стабильность организма. Несмотря на свою критическую роль, эти соединительные ткани склонны к дегенерации и травмам, вызывая боль и нарушение подвижности1. Более того, их ограниченное кровоснабжение и медленная способность к заживлению могут привести к хроническим травмам, в то время как такие факторы, как старение, повторяющиеся движения и неправильная реабилитация, еще больше увеличивают риск дегенерации и травм. Традиционные методы лечения, такие как отдых, физиотерапия и хирургические вмешательства, не могут полностью восстановить структуру и функцию T/L. В течение последних нескольких лет исследователи стремились лучше понять сложную природу T/L, чтобы найти эффективные методы лечения T/L-расстройств 3,4,5. T/L отличаются иерархически организованной структурой с преобладанием внеклеточного матрикса (ECM), состоящей в основном из коллагеновых волокон I типа и протеогликанов, особенность, которую трудно воспроизвести in vitro6. Традиционные двумерные (2D) модели клеточных культур не могут охватить характерную трехмерную (3D) организацию тканей Т/Л, что ограничивает их трансляционный потенциал, а также препятствует инновационному прогрессу в области регенерации Т/Л.

В последнее время разработка 3D-моделей органоидов открыла новые возможности для продвижения фундаментальных исследований и тканевой инженерии различных типов тканейбез каркасов 7,8,9,10,11,12,13. Например, для исследования миотендинозного соединения Larkin et al. 2006 разработали трехмерные конструкции скелетных мышц вместе с самоорганизующимися сегментами сухожилия, полученными из сухожилия10 крысиного хвоста. Более того, Schiele et al. 2013, используя микромашинные каналы роста, покрытые фибронектином, направили самосборку дермальных фибробластов человека для формирования клеточных волокон без помощи 3D-каркаса, подход, который может уловить ключевые чертыразвития эмбриональных сухожилий. В исследовании, проведенном Florida et al. 2016, стромальные клетки костного мозга сначала были расширены в линии костей и связок, а затем использованы для создания самоорганизующихся однослойных клеточных листов, которые затем были реализованы для создания многофазной конструкции «кость-связка-кость», имитирующей нативную переднюю крестообразную связку, модель, направленную на улучшение понимания регенерации связок12. Чтобы выяснить процессы механотрансдукции сухожилий, Mubyana et al. 2018 использовали методологию без каркасов, с помощью которой отдельные волокна сухожилия были созданы и подвергнуты протоколу механической нагрузки13. Органоиды — это самоорганизующиеся 3D-структуры, которые имитируют естественную архитектуру, микроокружение и функциональность тканей. 3D-культуры органоидов обеспечивают более физиологически релевантную модель для изучения биологии тканей и органов, а также патофизиологии. Такие модели также могут быть использованы для индуцирования тканеспецифической дифференцировки различных типов стволовых/прогениторных клеток14,15. Следовательно, реализация 3D-моделей органоидов в области биологии Т/Л и тканевой инженерии становится очень привлекательным подходом 9,16. Альтернативные клеточные источники могут быть реализованы для органоидной сборки и стимулированы к теногенной дифференцировке. Одним из релевантных типов клеток, используемых для демонстрации в этом исследовании, являются дермальные фибробласты 7,17,18. Эти клетки легко доступны с помощью процедуры биопсии кожи, которая менее инвазивна по сравнению с пункцией костного мозга или липосакцией и может довольно быстро размножаться в больших количествах благодаря их хорошей пролиферативной способности. Напротив, более специализированные типы клеток, такие как Т/L-резидентные фибробласты, сложнее изолировать и расширить. Таким образом, дермальные фибробласты также использовались в качестве отправной точки для технологий перепрограммирования клеток в направлении индуцированных плюрипотентных эмбриональных стволовых клеток19. Воздействие на дермальные фибробласты специфических условий 3D-культивирования и сигнальных сигналов, таких как трансформирующий фактор роста-бета 3 (TGFß3), который, как сообщается, действует как ключевой регулятор различных клеточных процессов, включая образование и поддержание T/L, может потенцировать их теногенную дифференцировку in vitro, приводящую к экспрессии сухожиль-специфических генов и отложению T/L-типичной ECM20, 21.

Здесь мы описываем и демонстрируем ранее установленный и реализованный 3-этапный (2D-экспансия, 2D-стимуляция и 3D-созревание) органоидный протокол с использованием коммерчески доступных нормальных дермальных фибробластов взрослого человека (NHDF) в качестве источника клеток, предлагая ценную модель для изучения теногенеза in vitro 7. Несмотря на то, что эта модель не эквивалентна ткани Т/Л in vivo, она все же обеспечивает более физиологически значимую систему, которую можно использовать для исследования механизмов клеточной дифференцировки, имитации патофизиологии Т/Л in vitro и создания персонализированной медицины Т/Л и платформ для скрининга лекарств. Более того, в будущем исследования могут оценить, подходят ли 3D-органоиды для безкаркасной инженерии Т/Л путем дальнейшей оптимизации, а также могут ли они быть использованы для разработки увеличенных механически прочных конструкций, которые очень похожи по размерам, структурным и биофизическим свойствам нативных тканей Т/Л.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Все этапы должны выполняться с использованием асептических методов.

1. Культура и предварительное расширение NHDF

  1. Быстро разморозьте криофлакон, содержащий криоконсервированные нормальные дермальные фибробласты человека (NHDF, 1 x 106 клеток) при 37 °C до тех пор, пока они почти не разморозятся.
  2. Медленно добавьте в клетки 1 мл предварительно подогретой среды для роста фибробластов 2 (готовый к применению набор, включающий базальную среду, 2% эмбриональную телячью сыворотку (FCS), основной фактор роста фибробластов (bFGF) и инсулин) с добавлением 1% пенициллина/стрептомицина (ручка/стрептококка) (среда NHDF), предварительно подогретую до 37 °C.
  3. Переложите ячейки в центрифужную пробирку объемом 15 мл. Центрифугируйте клетки при 300 x g в течение 5 мин при комнатной температуре (RT).
  4. Удалите надосадочную жидкость. Ресуспендируйте клеточную гранулу в 12 мл предварительно подогретой среды NHDF.
  5. Переложите ячейки в колбу Т-75 и коротко встряхните крест-накрест. Поместите колбу Т-75 при температуре 37 °C в инкубатор с увлажнением 5%CO2 .
  6. Меняйте среду каждые 2 дня. Наблюдайте за NHDF под микроскопом, пока они не достигнут 70-80% слияния.

2. 2D-расширение

  1. Выньте колбу Т-75 из инкубатора и извлеките среду NHDF. Промойте клетки предварительно подогретым фосфатным буферным раствором (PBS).
  2. Добавьте в клетки 3 мл 0,05% трипсина-ЭДТА. Инкубируйте клетки при температуре 37 °C в инкубаторе с 5% увлажнениемCO2 до тех пор, пока клетки не отсоединятся от колбы (примерно 3 мин).
  3. Добавьте 6 мл предварительно подогретой среды NHDF, чтобы нейтрализовать действие трипсина. Переложите ячейки в центрифужную пробирку объемом 15 мл.
  4. Центрифугируйте клетки при 300 x g в течение 5 мин при RT и удалите надосадочную жидкость.
  5. Ресуспендируйте клеточную гранулу в модифицированной среде Dulbecco Eagles Medium (DMEM) с низким содержанием глюкозы, дополненной 10% фетальной бычьей сывороткой (FBS), 1x аминокислотами MEM, 1% пером/стрептококком, предварительно подогретыми до 37 °C.
  6. Поместите NHDF в 10-сантиметровую чашку для клеточной культуры плотностью 8 x 103 NHDF/см2 (всего 4,4 x 105 NHDF на 10-сантиметровую чашку). Аккуратно покачивайте крест-накрест.
  7. Поместите 10-сантиметровую чашку для клеточных культур при температуре 37 °C в инкубатор с влажной концентрацией 5%CO2 . Меняйте носитель каждые 2 дня
  8. Наблюдайте за клетками под микроскопом до достижения 100% слияния (около 5 дней).

3. 2D-стимуляция

  1. Достаньте из инкубатора 10-сантиметровые чашки для клеточных культур, содержащие NHDF (из шагов 2.6 и 2.7). Снимите питательную среду и промойте клетки предварительно подогретым PBS.
  2. Добавьте 10 мл среды DMEM с высоким содержанием глюкозы с добавлением 10% FBS, 50 мкг/мл аскорбиновой кислоты и 1% пера/стрептококка, предварительно подогретого при 37 °C.
  3. Поместите чашку Петри при температуре 37 °C во влажной атмосфере с содержаниемCO2 5%. Меняйте среду каждые 2 дня.
  4. Наблюдайте за NHDF под микроскопом в течение 14 дней.

4. 3D созревание

  1. Достаньте из инкубатора 10-сантиметровую чашку для клеточных культур и удалите среду с высоким содержанием глюкозы DMEM.
  2. Аккуратно и быстро отсоедините образовавшийся клеточный лист от посуды скребком для ячеек. Одновременно сворачивая лист ячейки в 3D-стержнеобразный органоид.
  3. Возьмите и поместите органоиды NHDF в 10-сантиметровую неадгезивную (для клеток) чашку Петри. Этот тип чашки используется, чтобы избежать миграции клеток из органоида в пластик.
  4. В этот момент времени или на следующий день (день 0 или день 1 3D-созревания) соберите некоторые органоиды для дальнейшего анализа, такого как сырой вес, гистологическая оценка (органоиды 1-го дня предпочтительнее, так как они становятся более компактными), выделение РНК и белков.
  5. Зафиксируйте края органоида металлическими штифтами следующим образом:
    1. Осторожно удерживайте одну сторону органоида пинцетом, а другой пинцетом аккуратно применяйте ручное растяжение примерно на 10% осевого удлинения. Чтобы оценить осевое удлинение на 10%, используйте миллиметровую бумагу или линейку.
    2. Затем возьмите пинцетом один металлический штифт и вручную нажмите через край органоида на пластиковую тарелку, чтобы зафиксировать его. Повторите эту процедуру со вторым штифтом на втором краю органоида.
  6. Добавьте 10 мл среды DMEM с высоким содержанием глюкозы с добавлением 10% FBS, 1x аминокислот MEM, 50 мкг/мл аскорбиновой кислоты, 10 нг/мл TGFß3 и 1% пера/стрептококка, предварительно подогретого при 37 °C.
  7. Поместите 10-сантиметровую тарелку при температуре 37 °C во влажной атмосфере с содержаниемCO2 5%. Меняйте среду каждые 2 дня.
  8. Регулярно контролируйте органоиды в течение 14 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Штифты могут ослабнуть, поэтому повторная фиксация выполняется с помощью той же техники, что и в шаге 4.5.
  9. Через 14 дней удалите из органоидов среду с высоким содержанием глюкозы DMEM. Промойте органоиды предварительно подогретым PBS.
  10. Измерьте органоиды для сырого веса на 0-й и 14-й день с помощью точных весов.
    1. Поставьте на весы пустую 10-сантиметровую тарелку и уменьшите вес до нуля, чтобы убедиться, что измеряется только вес органоидов. Полностью выньте питательную среду из 10-сантиметровой чашки и поочередно измеряйте сырой вес органоида.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании на 0-й день взвешивали три органоида на донора, а на 14-й день взвешивали два органоида на донора.
  11. В соответствии с целями исследования, внедрить некоторые органоиды NHDF в дальнейший гистологические анализы или немедленно заморозить их в жидком азоте с использованием стерильных пробирок без ДНК/РНК для последующего выделения ДНК, РНК и белков, а затем хранить при -80 °C.
  12. Для гистологического исследования зафиксировать каждый органоид в 5 мл предварительно охлажденного (4 °C) 4% параформальдегида в PBS (отрегулированном до нейтрального pH) в течение 45 мин на льду, после чего следует промывка PBS в RT (2 x 5 мин каждый).
  13. Криозащита фиксированных органоидов с помощью градиента сахарозы, помещая органоиды в стеклянные банки для гистологии. Органоиды инкубируют в 10% сахарозе в растворе PBS в течение 2 ч при 4 °C, затем 20% сахарозу/PBS в течение 2 ч при 4 °C и, наконец, 30% сахарозу/PBS в течение ночной инкубации при 4 °C. Замените растворы сахарозы, сначала отпиливая, а затем заполняя их новым раствором.
  14. Встраиваем органоиды в криосреду.
    1. Поместите медную тарелку на сухой лед в пенопластовую коробку и остудите в течение 10 минут.
    2. Затем поместите пластиковую криоформу, предварительно заполненную криосредой, на медную пластину и аккуратно прижмите органоид к дну криомолда с помощью пинцета. Дождитесь полного замерзания криосреды.
    3. Для длинных органоидов сначала разрежьте скальпелем пополам и положите две половинки параллельно друг другу в криоформу. Повторите процедуру для каждого органоида, предназначенного для гистологического анализа.
  15. Храните образцы при температуре -20 °C до криосекции.
  16. Используя криотома, разрежьте органоиды в продольном направлении на срезы толщиной 10 мкм и подвергнуть гистологическому окрашиванию, такому как гематоксилин и эозин (H&E), используя стандартный протокол8.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Модель 3D Т/Л органоида была ранее создана и продемонстрирована здесь путем реализации коммерчески приобретенных NHDF (n=3, 3 органоида на донора, NHDF использовались в пассажах 5-8). Рабочий процесс модели обобщен на рисунке 1. На рисунке 2 показаны репрезентативные фазово-контрастные изображения культуры NHDF во время предварительного расширения в колбах Т-75 (рисунок 2A), а также в начале и после 5 дней культивирования на стадии ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Результаты, продемонстрированные в этом исследовании, дают ценную информацию о создании и характеристике 3D-модели органоида NHDF для изучения тканей T/L. 3-ступенчатый протокол привел к образованию 3D-палочковидных органоидов, которые демонстрируют типичные черты ниши T/L. Эта модель ранее была описана в Kroner-Weigl et al. 20237 и очень подробно продемонстрирована здесь.

Фазово-контрастные изображения, представленные на рисунке 2...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Д.Д. и С.М.-Д. признательно за грант BMBF «CellWiTaL: Воспроизводимые клеточные системы для исследования лекарств — беспослойная лазерная печать высокоспецифичных одиночных клеток в трехмерных клеточных структурах», предложение No 13N15874. D.D. и V.R.A. признают грант EU MSCA-COFUND Grant OSTASKILLS «Целостное обучение исследований остеоартрита следующего поколения» GA Nr. 101034412. Все авторы выражают благодарность г-же Беате Гейер за техническую помощь.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аскорбиновая кислота   Sigma-Aldrich, Тауфкирхен, Германия   A8960
10 см адгезивная чашка для клеточных культурSigma-Aldrich, Тауфкирхен, Германия 
10 см неадгезивная чашка Петри Sigma-Aldrich, Тауфкирхен, Германия 
Cryo-mediumTissue-Tek, Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Нидерланды   4583
Криомолд стандарт Tissue-Tek, Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Нидерланды4557
D(+)-Sucrose AppliChem Avantor VWR International GmbH, Дармштадт, ГерманияA2211
DMEM среда с высоким содержанием глюкозы Capricorn Scientific, Ebsdorfergrund, Германия DMEM-HA
DMEM низкоглюкозныйCapricorn Scientific, Ebsdorfergrund, Германия   DMEM-LPXA
Anprotec, Брукберг, Германия AC-SM-0027
Среда для роста фибробластов 2 PromoCell, Гейдельберг, Германия   C-23020
H& Набор для окрашиванияAbcamab245880
Инвертированный микроскоп с камерой высокого разрешенияZeissNAZeiss Axio Observer с  Axiocam 506
MEM аминокислоты Capricorn Scientific, Ebsdorfergrund, Германия   NEAA-B
Металлические штифты EntoSphinx, Пардубице, Чехия 04.31
Нормальные дермальные фибробласты человека PromoCell, Гейдельберг, Германия C-12302
ПараформальдегидAppliChem, Sigma-Aldrich, Тауфкирхен, Германия A3813
Пенициллин/стрептомицин Gibco, Thermo Fisher Scientific, Дармштадт, Германия15140122
Фосфатный буферный раствор Sigma-Aldrich, Тауфкирхен, Германия P4417
TGFß 3 НИР D Systems, Висбаден, Германия   8420-B3
Трипсин-ЭДТА 0,05% DPBS Capricorn Scientific, Ebsdorfergrund, Германия   TRY-1B
CLS430167CLS430591 Фетальная бычья сыворотка

Ссылки

  1. Schneider, M., Angele, P., Järvinen, T. A. H., Docheva, D. Rescue plan for Achilles: Therapeutics steering the fate and functions of stem cells in tendon wound healing. Adv Drug Deliv Rev. 129, 352-375 (2018).
  2. Steinmann, S., Pfeifer, C. G., Brochhausen, C., Docheva, D. Spectrum of tendon pathologies: Triggers, trails and end-state. Int J Mol Sci. 21 (3), 844(2020).
  3. Snedeker, J. G., Foolen, J. Tendon injury and repair - A perspective on the basic mechanisms of tendon disease and future clinical therapy. Acta Biomater. 63, 18-36 (2017).
  4. Lomas, A. J., et al. The past, present and future in scaffold-based tendon treatments. Adv Drug Deliv Rev. 84, 257-277 (2015).
  5. Gomez-Florit, M., Labrador-Rached, C. J., Domingues, R. M. A., Gomes, M. E. The tendon microenvironment: Engineered in vitro models to study cellular crosstalk. Adv Drug Deliv Rev. 185, 114299(2022).
  6. Docheva, D., Müller, S. A., Majewski, M., Evans, C. H. Biologics for tendon repair. Adv Drug Deliv Rev. 84, 222-239 (2015).
  7. Kroner-Weigl, N., Chu, J., Rudert, M., Alt, V., Shukunami, C., Docheva, D. Dexamethasone Is not sufficient to facilitate tenogenic differentiation of dermal fibroblasts in a 3D organoid model. Biomedicines. 11 (3), 772(2023).
  8. Chu, J., Pieles, O., Pfeifer, C. G., Alt, V., Morsczeck, C., Docheva, D. Dental follicle cell differentiation towards periodontal ligament-like tissue in a self-assembly three-dimensional organoid model. Eur Cell Mater. 42, 20-33 (2021).
  9. Yan, Z., Yin, H., Brochhausen, C., Pfeifer, C. G., Alt, V., Docheva, D. Aged tendon stem/progenitor cells are less competent to form 3D tendon organoids due to cell autonomous and matrix production deficits. Front Bioeng Biotechnol. 8, 406(2020).
  10. Larkin, L. M., Calve, S., Kostrominova, T. Y., Arruda, E. M. Structure and functional evaluation of tendon-skeletal muscle constructs engineered in vitro. Tissue Eng. 12 (11), 3149-3158 (2006).
  11. Schiele, N. R., Koppes, R. A., Chrisey, D. B., Corr, D. T. Engineering cellular fibers for musculoskeletal soft tissues using directed self-assembly. Tissue Eng Part A. 19 (9-10), 1223-1232 (2013).
  12. Florida, S. E., et al. In vivo structural and cellular remodeling of engineered bone-ligament-bone constructs used for anterior cruciate ligament reconstruction in sheep. Connect Tissue Res. 57 (6), 526-538 (2016).
  13. Mubyana, K., Corr, D. T. Cyclic uniaxial tensile strain enhances the mechanical properties of engineered, scaffold-free tendon fibers. Tissue Eng Part A. 24 (23-24), 1808-1817 (2018).
  14. Brassard, J. A., Lutolf, M. P. Engineering stem cell self-organization to build better organoids. Cell Stem Cell. 24 (6), 860-876 (2019).
  15. Kim, J., Koo, B. K., Knoblich, J. A. Human organoids: model systems for human biology and medicine. Nat Rev Mol Cell Biol. 21 (10), 571-584 (2020).
  16. Hsieh, C. F., et al. In vitro comparison of 2D-cell culture and 3D-cell sheets of scleraxis-programmed bone marrow derived mesenchymal stem cells to primary tendon stem/progenitor cells for tendon repair. Int J Mol Sci. 19 (8), 2272(2018).
  17. Chu, J., Lu, M., Pfeifer, C. G., Alt, V., Docheva, D. Rebuilding tendons: A concise review on the potential of dermal fibroblasts. Cells. 9 (9), 2047(2020).
  18. Gaspar, D., Spanoudes, K., Holladay, C., Pandit, A., Zeugolis, D. Progress in cell-based therapies for tendon repair. Adv Drug Deliv Rev. 84, 240-256 (2015).
  19. Sacco, A. M., et al. Diversity of dermal fibroblasts as major determinant of variability in cell reprogramming. J Cell Mol Med. 23 (6), 4256-4268 (2019).
  20. Wang, W., et al. Induction of predominant tenogenic phenotype in human dermal fibroblasts via synergistic effect of TGF-β and elongated cell shape. Am J Physiol Cell Physiol. 310 (5), C357-C372 (2016).
  21. Pryce, B. A., Watson, S. S., Murchison, N. D., Staverosky, J. A., Dünker, N., Schweitzer, R. Recruitment and maintenance of tendon progenitors by TGFbeta signaling are essential for tendon formation. Development. 136 (8), 1351-1361 (2009).
  22. Pattappa, G., et al. Physioxia has a beneficial effect on cartilage matrix production in interleukin-1 beta-inhibited mesenchymal stem cell chondrogenesis. Cells. 8 (8), 936(2019).
  23. Shafiee, A., et al. Development of physiologically relevant skin organoids from human induced pluripotent stem cells. Small. 2304879, (2023).
  24. Zeiger, A. S., Hinton, B., Van Vliet, K. J. Why the dish makes a difference: quantitative comparison of polystyrene culture surfaces. Acta Biomater. 9 (7), 7354-7361 (2013).
  25. Koh, T. M., Feih, S., Mouritz, A. P. Strengthening mechanics of thin and thick composite T-joints reinforced with z-pins. Compos Part A Appl Sci. 43 (8), 1308-1317 (2012).
  26. Gelberman, R. H., et al. Combined administration of ASCs and BMP-12 promotes an M2 macrophage phenotype and enhances tendon healing. Clin Orthop Relat Res. 475 (9), 2318-2331 (2017).
  27. Hofer, M., Lutolf, M. P. Engineering organoids. Nat Rev Mater. 6 (5), 402-420 (2021).
  28. Driehuis, E., et al. Pancreatic cancer organoids recapitulate disease and allow personalized drug screening. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (52), 26580-26590 (2019).
  29. Yan, H. H. N., et al. A comprehensive human gastric cancer organoid biobank captures tumor subtype heterogeneity and enables therapeutic screening. Cell Stem Cell. 23 (6), 882-897 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

3D-модель органоидаорганоид сухожилияорганоид связкитканевая инженериябескаркасная инженерияотложение матриксамеханическая стимуляциятеногенная дифференцировка
Демонстрация самоорганизующейся культуры клеточных листов и ручная генерация 3D-органоида, похожего на сухожилие/связку, с использованием дермальных фибробластов человека
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.