Method Article

Использование системы перфузии тканей in vitro для обнаружения функциональной активности изолированных кишечных трубок в режиме реального времени

DOI:

10.3791/66243

⸱

July 26th, 2024

 ,  ,  ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2School of Basic Medical College, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3School of Medical and Life Sciences, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Chengdu Integrated TCM and Western Medicine Hospital

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Представлен метод выделения кишечных трубок крыс и оценки влияния лекарственных препаратов на их натяжение, частоту и амплитуду in vitro. Этот метод предлагает ценный подход для исследователей, изучающих кишечные трубки.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Желудочно-кишечные заболевания, которые имеют высокую распространенность, представляют собой значительные проблемы для человека. Тонкий кишечник является неотъемлемой частью переваривания и всасывания пищи и лекарств и играет решающую роль в лечении этих заболеваний. Эксперимент по движению кишечной трубки, распространенный и важный метод in vitro , используется для изучения динамики желудочно-кишечного тракта. Сюда входит подготовка изолированной кишечной трубки, а также суспензия подготовленной кишечной трубки в ванне и ее подключение к детектору сигналов. Затем следует запись и анализ ряда параметров, таких как напряжение, которое может быть использовано для оценки моторной функции кишечника, а также соображений по поддержанию активности кишечной трубки in vitro. Стандартизированная программа от отбора проб до сбора данных значительно улучшает повторяемость экспериментальных данных и обеспечивает достоверность регистрации напряжения кишечника после физиологического, патологического и медикаментозного вмешательства. Здесь мы представляем ключевые проблемы экспериментальной эксплуатации и ценный эталонный экспериментальный протокол для изучения лекарственных средств, регулирующих моторику желудочно-кишечного тракта.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Желудочно-кишечные заболевания, являющиеся распространенным заболеванием, оказывают серьезное воздействие на жизнь и здоровье человека1. Расстройство моторики желудочно-кишечного тракта является важной частью функциональных заболеваний желудочно-кишечного тракта, проявляясь в первую очередь в изнурительных симптомах, задержке опорожнения желудка и серьезных проблемах с желудком2. Он может нарушить координацию желудочно-кишечного тракта, затруднить опорожнение желудка, повлиять на пищевую непереносимость кишечника и даже вызвать функциональную непроходимость в тонком или толстом кишечнике3. У пациентов, перенесших операцию на желудочно-кишечном тракте, это расстройство может напрямую привести к кишечной недостаточности. Более того, кишечные расстройства связаны не только с заболеваниями желудочно-кишечного тракта, но и с патогенными факторами различных других заболеваний, таких как гепатит и заболевания центральной нервной системы. Кишечные микробные сообщества играют решающую регуляторную роль в физиологии кишечника, включая моторику, которая впоследствии влияет на колонизацию в микробной экосистеме4. По мере того, как вирусная инфекция гепатита В прогрессирует до хронического гепатита В, в кишечной флоре происходят изменения различной степени. Модуляция кишечной флоры продемонстрировала свои преимущества в лечении вируса гепатита В5. Кроме того, центральная нервная система может влиять на кишечник и изменять его микробный состав. Последние достижения в области технологии секвенирования микрофлоры выявили двунаправленные взаимодействия между микрофлорой кишечника и функцией центральной нервной системы, тесно связанные с возникновением и прогрессированием заболеваний центральной нервной системы 6,7.

Со старением общества частота расстройств моторики желудочно-кишечного тракта растет, что связано со снижением или потерей функции нейронов в энтеральной нервной системе и внутренней иннервации кишечника8. По мере того, как наше понимание желудочно-кишечных заболеваний расширяется, появляются многочисленные новые идеи и подходы, которые потенциально могут привести к разработке новых лекарств. Тем не менее, многие из этих идей все еще являются гипотетическими или ожидают положительных результатов клинических испытаний, чтобы материализоваться 9,10. Эффективные методы исследования имеют решающее значение в преодолении желудочно-кишечных заболеваний. В последние годы обширные исследования были сосредоточены на желудочно-кишечных препаратах и регуляции моторики. Желудочно-кишечные препараты и динамика желудочно-кишечного тракта неотделимы друг от друга, и многие другие системные препараты по-разному влияют на динамику желудочно-кишечного тракта. Например, нестероидные противовоспалительные препараты (НПВП) используются при боли и воспалении, а также при замедлении желудочно-кишечного тракта, повышаяриск развития язвенной болезни. С другой стороны, некоторые антидепрессанты могут влиять на моторику желудочно-кишечного тракта12. В настоящее время основным фармакологическим экспериментом in vitro, изучающим влияние желудочно-кишечных препаратов и других системных препаратов на моторику желудочно-кишечного тракта, является анализ движения кишечника in vitro 13. Моделируя физиологические условия, они наблюдают прямое влияние лекарств на сокращение и расслабление гладкой мускулатуры кишечника, оценивая их желудочно-кишечное воздействие. Тем не менее, точная причина нарушений моторики желудочно-кишечного тракта остается неясной, вероятно, это сложное взаимодействие генетических, экологических, диетических и нейроэндокринных факторов. Следовательно, лечение нарушений моторики желудочно-кишечного тракта продолжает представлять значительные трудности.

Тонкая кишка, являясь важным местом для пищеварения, всасывания и метаболизма лекарств, играет важную роль в работе желудочно-кишечного тракта. В результате тест на изолированное движение кишечной трубки является важным инструментом для изучения заболеваний желудочно-кишечного тракта. Это включает в себя подготовку и помещение изолированной кишечной трубки животного в ванну, подключение ее к энергообменнику, использование преобразователя для преобразования механических движений в электрические сигналы для усиления и запись с помощью физиологического регистратора. Различные параметры, такие как частота, средняя амплитуда вибрации, напряжение и площадь под кривой, могут быть измерены для оценки моторной функции кишечной трубки. Этот метод обладает такими преимуществами, как простота, экономическая целесообразность, легкость управления экспериментальными условиями, минимальные факторы влияния, высокая воспроизводимость, а также точные и надежные результаты. Более того, он особенно полезен для исследования механизма действия препарата. Тем не менее, существуют заметные проблемы в проведении эксперимента с изолированной кишечной трубкой, например, активность кишечника трудно поддерживать в течение длительного времени. Чтобы решить эти вопросы и опираться на опыт экспериментов in vitro , в данной статье будет представлено подробное введение в ключевые проблемы экспериментальной эксплуатации и представлен ценный справочный экспериментальный протокол для изучения препаратов, регулирующих моторику желудочно-кишечного тракта.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол основан на ранее опубликованной литературе 14,15,16,17. Для настоящего исследования использовались самцы крыс Sprague Dawley (SD) (260-300 г, возраст 8-10 недель). Протокол для животных был рассмотрен и одобрен Управляющим комитетом Университета традиционной китайской медицины в Чэнду (запись No 2023017). Перед началом эксперимента крысам было поручено голодать в течение 24 часов. Во время эксперимента крысы содержались в камере для животных и имели свободный доступ к пище и воде.

1. Приготовление раствора

  1. Готовят физиологический раствор соли (ПСС), содержащий 118 мМ NaCl, 4,7 мМ KCl, 2,5 мМ CaCl2, 1,2 мМ KH2PO4, 1,2 мМ MgCl2∙6H2O, 25 мМ NaHCO3, 11 мМ D-глюкозу и 5 мМ HEPES (см. таблицу материалов).
  2. Насытите растворы и забарщируйте смешанным газом с содержанием 95%O2 и 5%CO2. Между тем, поддерживайте значения pH раствора в диапазоне от 7,38 до 7,42 с 2 мМ NaOH.
  3. Предварительно охладите 1/3 PSS до 4 °C и разогрейте оставшуюся часть до 37 °C для последующих экспериментов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: ПСС изначально готовился при комнатной температуре на этапах 1.1-1.2

2. Диссекция кишечного канала крысы

  1. Соберите чашки Петри, наполненные 4°C PSS, хирургическим пинцетом и ножницами. Введите 2% изофлуран для обезболивания крысы через ингаляцию в течение примерно 5 минут. Убедитесь, что крыса глубоко обезболивалась, проведя тест на щипки пальцев ног. При необходимости ввести дополнительные анестетики. Далее обнажают кишечный канал, открыв брюшную полость на операционном столе.
  2. Быстро поместите желудочные и кишечные трубки в чашку Петри, наполненную 4 °C PSS (pH 7,40) с насыщенными 95%O2 и 5%CO2 . Найдите двенадцатиперстную кишку, которая является началом тонкой кишки, в привратнике желудка. С помощью пинцета аккуратно приподнимите прилегающую ткань и аккуратно отрежьте ее ножницами от края кишечника. Впоследствии разделить кишечник на сегменты по 1-2 см; Весь этот процесс проиллюстрирован на рисунке 1.

3. Суспензия и фиксация кишечного канала (рисунок 2)

  1. Включите систему перфузии тканей in vitro и отрегулируйте температуру ванны в инструменте до 37 °C. Поместите PSS (37 °C) в ванну.
  2. Подготовьте хирургический шов диаметром 15 см (см. Таблицу материалов) и замочите его в 4 °C PSS, который пропитан 95%O2 + 5% CO2. С помощью шва закрепите один конец кишечного канала и используйте стальной крючок для иглы, чтобы закрепить другой конец.
  3. Установите кишечный зонд. Закрепите сегмент со стальным игольчатым крючком на дне ванны и прикрепите другой конец хирургической линии к датчику. Включите газовый выключатель, чтобы в ванне появились пузырьки.
  4. Откройте программное обеспечение для сбора данных (см. Таблицу материалов) и нажмите кнопку «Пуск», чтобы убедиться, что регистрируется сигнал соответствующего пути.

4. Нормализация

  1. Поверните спиральную ось ванны против часовой стрелки, чтобы расслабить кишечные трубки до их естественного состояния. Нажмите Setup-Zero All Inputs, чтобы убедиться, что начальное напряжение кишечной трубки установлено в программном обеспечении на 0 g .
  2. Поверните спиральную ось ванны против часовой стрелки, чтобы потянуть значение натяжения до 1 g и стабилизировать его в pH = 7,40, 95% O2 + 5% CO2 насыщенном 37 °C PSS в течение 30 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нормализация работы кишечного зонда заключается в приведении его предварительной нагрузки в оптимальное состояние. Для образцов из полостей была необходима оптимальная предварительная нагрузка для поддержания исключительной активности in vitro. Оптимальная предварительная нагрузка кишечного зонда крысы составляла 1 г18.

5. Обнаружение реакционной способности

  1. Наблюдайте за ритмичными волнами спонтанного сокращения в программном обеспечении и переходите к следующему эксперименту, так как это указывает на достаточную реакцию.

6. Экспериментальное наблюдение

  1. Добавьте исследуемый препарат (например, ацетилхолин и др.) в ванну для изучения влияния препарата на функцию кишечного зонда.
    Примечание: Эффект препарата оценивали путем сравнения изменений кривой сужения кишечника до и после введения. Когда препарат добавлен, целесообразно увеличить пузырь для смешивания препарата, а затем отрегулировать пузырь до нормального состояния после смешивания.

7. Анализ данных

Примечание: Тканевая перфузионная система in vitro имеет четыре канала, которые могут одновременно проводить тесты на воздействие четырех идентичных или разных препаратов на четыре кишечные трубки. Так как экспериментальные параметры и методы анализа одинаковы для всех каналов, в качестве примера для анализа данных выбран один канал.

  1. Остановите программное обеспечение для сбора данных и выполните анализ данных с помощью этого программного обеспечения для сбора данных. Отредактируйте табло данных и выберите параметры анализа следующим образом: Нажмите на Окно-Планшет и выберите среднее напряжение для канала.
  2. Выберите кривую сжатия перед введением и нажмите Добавить на Датапад; выберите кривую сокращения после введения и нажмите кнопку Добавить на планшет. Среднее значение натяжения до и после введения будет отображаться на планшете по очереди.
  3. Нажмите на Window-Data Pad , чтобы скопировать данные в другое программное обеспечение для статистического анализа (см. Таблицу материалов) для статистического анализа.
  4. Проанализируйте другие параметры, такие как средняя амплитуда, средняя частота и интеграл (площадь под кривой), просто замените среднее напряжение на соответствующий параметр, и операция будет такой же, как шаги 6.1-6.3.
  5. Сохранить кривую сокращения: Выберите кривую сокращения, нажмите «Редактировать-Копировать данные Labchart», чтобы скопировать данные в программное обеспечение для рисования (см. Таблицу материалов), чтобы нарисовать кривую сокращения.

8. Послеоперационное лечение

  1. После операции усыпьте животных в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами.
    Примечание: В настоящем исследовании животных усыпляли путем вдыхания избытка изофлурана.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Первая часть исследования посвящена процессу отделения изолированных кишечных трубок от организма и преобразования их в 2-сантиметровые трубки in vitro. Этот процесс подробно проиллюстрирован на рисунке 1. Вторая часть включает в себя суспензию и стандартизацию изолированного кольца кишечной трубки. Успех этого процесса продемонстрирован на рисунке 2, на котором показано автоматическое ритмичное сокращение нормальной трубки. Наконец, в исследовании изучается влияние репрезентативных сократительных агентов и релаксантов на изолированное кольцо кишечной трубки. Было обнаружено, что ацетилхолин (0,3 мкмоль/л) и хлорид бария (1,2 ммоль/л) усиливают напряжение в этих трубках, в то время как атропин (300 мкмоль/л), эпинефрин (1 мкмоль/л) и нифедипин (10 мкмоль/л) ингибируют их напряжение, как показано на рисунке 3.

Этот метод в основном вводит определение моторной функции изолированной кишечной трубки. На перистальтику кишечника влияет ряд факторов, и большая часть эффектов осуществляется через рецепторы в кишечнике. В желудочно-кишечном тракте существуют различные рецепторы, в том числе холинергические М-рецепторы, адренергические α и β рецепторы, 5-НТ рецепторы, гистаминовые рецепторы и рецепторы желудочно-кишечных гормонов19. Спазм в изолированном кишечнике может быть вызван действием ацетилхолина на М-рецепторы. Этот эффект может быть заблокирован атропином, который действует как блокатор для М-рецепторов (рисунок 3А). Однако спазм в гладкой мускулатуре кишечного сегмента, который вызван поступлением ионов бария в хлорид бария и их связыванием с кальмодулином, не может быть заблокирован атропином (рисунок 3В). Адреналин действует как агонист как для α, так и для β рецепторов (рисунок 3C). Он возбуждает α рецептор и β2 рецептор тонкой кишки, в результате чего происходит расслабление гладкой мускулатуры и ослабление сокращения тонкой кишки. В результате замедляется перистальтика и снижается скорость всасывания. Напротив, нифедипин препятствует внутреннему потокуCa2+ и способствует расслаблению кишечника (рисунок 3D). Это помогает облегчить кишечный спазм, снизить давление в кишечнике и облегчить всасывание воды в кишечнике.

figure-results-1
Рисунок 1: Выделение кишечных трубок. (А) кишечные трубки у крыс; (B) Кишечные зонды были извлечены из организма и помещены в чашку Петри, содержащую 4 °C физиологического раствора соли; (В) кишечный зонд после удаления окружающих тканей; (D) Кишечная трубка длиной 2 см, использованная в эксперименте. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Процесс суспензии и нормализации изолированных колец кишечной трубки. (А) Система перфузии тканей in vitro (см. Таблицу материалов); (В) фиксация обоих концов кишечной трубки с помощью железного крючка и хирургической линии в чашке Петри, содержащей 4 °С физиологического раствора соли; (В) фиксация кишечного зонда в одной из ванн, содержащих физиологический раствор соли с температурой 37 °С; (D) обеспечение предварительной нагрузки и запись нормальной формы сигнала. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Влияние лекарственных препаратов на изолированные кишечные трубки. Эффекты (А) ацетилхолина (0,3 мкмоль/л) и атропина (300 мкмоль/л), (В) хлорида бария (1,2 ммоль/л), (С) адреналина (1 мкмоль/л) и (D) нифедипина (10 мкмоль/л) на изолированные кишечные трубки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Моторика желудочно-кишечного тракта достигается серией точно скоординированных сокращений и расслаблений гладких мышц. Этот процесс включает в себя ритмичное сокращение одной группы мышечных групп, скоординированное сокращение нескольких групп и специальное пропульсивное сокращение20,21. Возникновение нарушений моторики желудочно-кишечного тракта может быть связано с дисфункциями на разных уровнях, таких как центральная нервная система, вегетативная нервная система, энтеральная нервная система и гладкие мышцы желудочно-кишечного тракта. Эти тканевые структуры функционируют вместе за счет высвобождения различных нейротрансмиттеров и гуморальных факторов, которые связываются с соответствующими рецепторами для выполнения различных физиологическихфункций. Таким образом, изучение местного механизма действия препарата имеет важное значение, а проведение экспериментов in vitro на тонком кишечнике может дать более точное понимание, исключив вмешательство чужеродных веществ и регуляцию центральной нервной системы.

Изолированные образцы кишечной кишки подвздошной кишки, тощей кишки кролика и двенадцатиперстной кишки обычно используются у экспериментальных животных. Кроме того, подвздошная кишка, двенадцатиперстная кишка и тощая кишка крыс и кошек также могут быть использованы для экспериментов in vitro . Этот метод подходит для изолированных тканей. Гладкая мускулатура кишечника обладает характеристиками автоматического ритмичного сокращения и поражается нервным сплетением в стенке кишечника. Изолированные кишечные трубки многих животных могут поддерживать свою спонтанную двигательную функцию в подходящих условиях для выживания. Эксперимент с кишечной трубкой in vitro имеет такие преимущества, как простота в эксплуатации, легкий контроль условий эксперимента, небольшое количество влияющих факторов, хорошая воспроизводимость, точные и надежные результаты, а также он больше способствует обсуждению механизма действия препарата. Кроме того, этот способ считается экономичным и целесообразным.

Эксперимент с кишечной трубкой in vitro также имеет свои ограничения, такие как использование неочищенных сырых препаратов китайской медицины, которые содержат примеси, неорганические ионы, сапонины и дубильные вещества, что может повлиять на надежность эксперимента. Поэтому необходимо в полной мере оценить влияние примесей и физико-химических факторов на экспериментальные результаты, в том числе рН жидкости и различных электролитических и примесных частиц. Кроме того, необходимо улучшить стабильность экспериментального инструмента in vitro и технику консервации кишечной трубки in vitro. При планировании экспериментов in vitro важно учитывать, соответствуют ли используемые лекарства или препараты требованиям этих экспериментов (например, уровни примесей).

При использовании этого метода существует несколько мер предосторожности, которые необходимо соблюдать. Для начала перед экспериментом следует извлечь кишечную трубку из брюшной полости крысы и замочить в холодном ПСС. Кроме того, важно разрезать всю трубку на несколько частей и хранить их в холодильнике, сводя к минимуму любую стимуляцию кишечника. В процессе дозирования крайне важно следить за тем, чтобы дозирующая трубка не соприкасалась с линией, на которой подвешена кишечная трубка. Кроме того, количество препарата, добавляемого в ванну, должно быть точным, и препарат не следует добавлять на стенку ванны или непосредственно в кишечную трубку, чтобы избежать влияния на результаты. При промывании кишечного зонда следует использовать щадящий подход, а также избегать промывания под высоким давлением, чтобы предотвратить контрактуру тканей. Рекомендуется обрабатывать кишечную трубку пинцетом и избегать длительного контакта с воздухом, чтобы предотвратить потерю активности.

В данной работе представлена демонстрация экспериментальной методологии экспериментов с изолированной кишечной трубкой с использованием эффектов различных традиционных препаратов, действующих на рецепторы кишечника, чтобы проиллюстрировать их влияние на движение кишечной трубки, что обеспечивает эффективный подход к исследованию механизма действия препаратов, регулирующих моторику желудочно-кишечного тракта на желудочно-кишечный тракт.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана Специальной программой талантов Университета традиционной китайской медицины Чэнду в рамках «Плана продвижения исследований ученых и талантов в области дисциплины Синлинь» (33002324).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Ацетилхолин Sigma, СШАA6625
атропинSangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайIA06501
хлорид барияMacklin Biochemical Co., Ltd., Шанхай, КитайB861682
CaCl2Sangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA501330
D-глюкозаSangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA610219
программа для рисованияGraphPad Software, Сан-Диего, Калифорния, США—
EpinephrineSigma, СШАE4642
HEPESXiya Reagent Co., Ltd., Шаньдун, КитайS3872
Система перфузии тканей in vitroPowerLab, ADInstruments, АвстралияML0146
KClSangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA100395
KH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA100781
LabChart Professional версии 8.3 ADInstruments, Австралия—
MgCl2· 6H2OSangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA100288
NaClSangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA100241
NaHCO3Sangon Biotech Co., Ltd., Шанхай, КитайA100865
nifedipineMacklin Biochemical Co.,Ltd., Шанхай, КитайN5087
статистический анализ программное обеспечениеGraphPad Software, Сан-Диего, Калифорния, США—
Хирургические шовные материалыJohnson, США—

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jiang, Z., et al. Therapeutic role of wuda granule in gastrointestinal motility disorder through promoting gastrointestinal motility and decreasing inflammatory level. Front Pharmacol. 14, 1-15 (2023).
  2. Talley, N. J. What causes functional gastrointestinal disorders? A proposed disease model. Am J Gastroenterol. 115 (1), 41-48 (2020).
  3. Frazer, C., Hussey, L., Bemker, M. Gastrointestinal motility problems in critically ill patients. Crit Care Nurs Clin North Am. 30 (1), 109-121 (2018).
  4. Waclawikova, B., Codutti, A., Alim, K., El, A. S. Gut microbiota-motility interregulation: insights from in vivo, ex vivo and in silico studies. Gut Microbes. 14 (1), 1997296(2022).
  5. Kwak, D. S., et al. Short-term probiotic therapy alleviates small intestinal bacterial overgrowth, but does not improve intestinal permeability in chronic liver disease. Eur J Gastroenterol Hepatol. 26 (12), 1353-1359 (2014).
  6. Tang, A. T., et al. Endothelial Tlr4 and the microbiome drive cerebral cavernous malformations. Nature. 545 (7654), 305-310 (2017).
  7. Mayer, E. A. Gut feelings: the emerging biology of gut-brain communication. Nature Rev Neurosci. 12 (8), 453-466 (2011).
  8. Singh, R., Zogg, H., Ghoshal, U. C., Ro, S. Current treatment options and therapeutic insights for gastrointestinal dysmotility and functional gastrointestinal disorders. Front Pharmacol. 13, 1-20 (2022).
  9. Sanger, G. J., Alpers, D. H. Development of drugs for gastrointestinal motor disorders: Translating science to clinical need. Neurogastroenterol Motil. 20 (3), 177-184 (2008).
  10. Valentin, N., Acosta, A., Camilleri, M. Early investigational therapeutics for gastrointestinal motility disorders: From animal studies to phase ii trials. Expert Opin Investig Drugs. 24 (6), 769-779 (2015).
  11. Shoor, S. Athletes, nonsteroidal anti-inflammatory drugs, coxibs, and the gastrointestinal tract. Curr Sports Med Rep. 1 (2), 107-115 (2002).
  12. Lacy, B. E., et al. Effects of antidepressants on gastric function in patients with functional dyspepsia. Am J Gastroenterol. 113 (2), 216-224 (2018).
  13. Lin, R. K., et al. The effects of ginsenosides on contractile activity of antibiotic-treated isolated small intestinal smooth muscle in mice. Lishizhen Medicine and Materia Medica Research. 33 (04), 790-793 (2022).
  14. Jespersen, B., Tykocki, N. R., Watts, S. W., Cobbett, P. J. Measurement of smooth muscle function in the isolated tissue bath-applications to pharmacology research. J Vis Exp. (95), e52324(2015).
  15. Park, K. H., et al. Ex vivo assessment of contractility, fatigability and alternans in isolated skeletal muscles. J Vis Exp. (69), e4198(2012).
  16. Semenov, I., Herlihy, J. T., Brenner, R. In vitro measurements of tracheal constriction using mice. J Vis Exp. (64), e3703(2012).
  17. Han, J., Chen, X. J. Study overview of invisible spectro intestine experiment. Guiding Journal of Traditional Chinese Medicine and Pharmacy. 14 (3), 94-96 (2008).
  18. Hao, F. F., Liu, W. Q., Wang, J. N., Nie, K. Experimental study on the effect of Forsythia suspensa water extract on the movement of isolated intestinal tract in rats. Shandong Journal of Traditional Chinese Medicine. 37 (1), 63-66 (2018).
  19. Ruoff, H. J., Fladung, B., Demol, P., Weihrauch, T. R. Gastrointestinal receptors and drugs in motility disorders. Digestion. 48 (1), 1-17 (1991).
  20. Foong, D., Zhou, J., Zarrouk, A., Ho, V., O'connor, M. D. Understanding the biology of human interstitial cells of cajal in gastrointestinal motility. Int J Mol Sci. 21 (12), 4540(2020).
  21. Mössner, J. Motilitätsstörungen des gastrointestinaltrakts. Der Internist. 56 (6), 613-614 (2015).
  22. Yin, J., Chen, J. D. Z. Gastrointestinal motility disorders and acupuncture. Autonomic Neuroscience. 157 (1-2), 31-37 (2010).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Intestinal Tube PerfusionIn Vitro PerfusionIntestinal Motor FunctionGastrointestinal MotilityIsolated Intestinal TubesDrug InterventionTension MeasurementPhysiological Salt SolutionData AcquisitionContraction Analysis

Related Articles